Protokół ten przedstawia bezmankietową, opartą na szwach heterotopową technikę przeszczepu serca szyjnego u myszy, zaprojektowaną tak, aby umożliwić niezawodne umieszczenie drugiego heterotopowego przeszczepu serca w celu oceny specyficznej dla dawcy tolerancji immunologicznej w warunkach fizjologicznych przy minimalnej interferencji ze strony obcego materiału.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Model szyjny bez mankietów oparty na przeszczepie szyjki macicy dla wtórnego heterotopowego przeszczepu serca w celu oceny specyficznej dla dawcy tolerancji immunologicznej u myszy
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Przeszczep serca heterotopowego na myszy to dobrze ugruntowany model badania odrzucenia przeszczepu i tolerancji immunologicznej. W badaniach tolerancji często konieczne jest umieszczenie drugiego heterotopowego przeszczepu serca do oceny specyficzności dawcy, przy czym region szyjny zapewnia idealne miejsce anatomiczne. Chociaż techniki oparte na mankietach upraszczają anastomozy naczyniowe, wprowadzają one sztuczne materiały, które mogą sprzyjać zapaleniu okołorozkowemu, zmieniać hemodynamikę i zakłócać analizy immunologiczne. Dodatkowo, zwężenie naczyń spowodowane modyfikacjami genetycznymi, leczeniem immunosupresyjnym, zaawansowanym wiekiem biorcy lub przewlekłymi schorzeniami eksperymentalnymi może utrudniać technicznie zakładanie mankietu w naczyniach małego kalibru. Przedstawiamy tutaj technikę bezmankietową, opartą na szwach, umożliwiającą heterotopowe przeszczepienie serca szyjnego u myszy. Metoda ta unika stosowania polimerów wewnątrzświatłowych, zachowuje fizjologiczny przepływ krwi i zmniejsza powikłania związane ze zmianą dynamiki przepływu. Protokół obejmuje skrupulatne przygotowanie zarówno naczyń dawcy, jak i biorcy, kompleksowe mikronastomozy tętnicy szyjnej i żyły szyjnej zewnętrznej, oceny przechodzenia w trakcie operacji oraz strategie monitorowania pooperacyjnego. Minimalizując użycie sztucznych materiałów i dostosowując się do naczyń o małym kalibrze, ta technika bez mankietów tworzy fizjologiczną i powtarzalną platformę do wtórnego przeszczepu serca. Takie podejście umożliwia rygorystyczne badania mechanistyczne tolerancji specyficznej dla dawcy w modelach przeszczepów serca u myszy.
Wprowadzenie
Przeszczep serca to interwencja ratująca życie dla pacjentów z niewydolnością serca w końcowym stadium1. Osoby z alloprzeszczepami serca wymagają dożywotniej terapii immunosupresyjnej, aby zapobiec odrzuceniu2. Pomimo immunosupresji, długoterminowe przeżywalność przeszczepu pozostaje ograniczona przez ostre i przewlekłe odrzucenie, szczególnie odrzucenie podlegane przeciwciałom (AMR) oraz naczynia przeszczepu serca (CAV)3. Ponadto te schematy niosą istotne skutki uboczne, takie jak nefrotoksyczność, zespół metaboliczny, infekcje i nowotwory, które zmniejszają zarówno przeszczep, jak i przeżywalność pacjentów 2,4. Te wyzwania podkreślają pilną potrzebę tolerancji immunologicznej, czyli stanu, w którym układ odpornościowy biorcy akceptuje przeszczep dawcy bez konieczności stosowania immunosupresji przez całe życie5. Osiągnięcie tolerancji wyeliminowałoby toksyczności związane z lekami, zmniejszyło ryzyko infekcji i nowotworów, zapobiegło przewlekłemu uszkodzeniu alloimmunologicznemu oraz umożliwiło odstawienie sterydów, poprawiając tym samym kontrolę metaboliczną i zachowując funkcję przeszczepu. Chociaż wiele strategii tolerancji wykazało obiecujące wyniki w modelach zwierzęcych, w tym mieszany chimeryzm, blokada kostymulująca, infuzje komórek regulacyjnych oraz podejścia ukierunkowane na geny, translacja kliniczna pozostaje ograniczona 6,7,8,9. Istotną barierą jest potrzeba wiarygodnych modeli in vivo, które rygorystycznie testują tolerancję specyficzną dla dawcy5.
Przeszczep serca heterotopowego u myszy to potężny i szeroko stosowany model eksperymentalny do badania mechanizmów odrzucenia i tolerancji przeszczepu(10,11,12,13,14. Dostępność genetycznie zdefiniowanych szczepów myszy i modeli transgenicznych umożliwia rygorystyczną analizę szlaków odpornościowych zaangażowanych w uszkodzenia przeszczepu oraz regulację 9,15,16. W badaniach tolerancji często wymagany jest drugi heterotopowy przeszczep serca, dopasowany przez dawcę lub trzecią stronę, aby ocenić specyficzność regulacji immunologicznej od dawcy 13,17,18. Obszar szyjny szyjny zapewnia idealne miejsce anatomiczne dla tego drugiego przeszczepu, oferując bezpośredni dostęp chirurgiczny, niezawodne monitorowanie przeszczepów za pomocą palpacji lub obrazowania oraz efektywne pobieranie tkanek do dalszych analiz immunologicznych i histologicznych 8,19. Te cechy czynią model szyjki macicy szczególnie cennym do badania mechanizmów indukcji i odrzucenia tolerancji w szerokim zakresie środowisk transplantacyjnych.
W ciągu ostatnich trzech dekad opisano kilka technik heterotopowego przeszczepu serca szyjnego z użyciem szwów. Wczesne badania wykazały, że szyja jest możliwym miejscem do wszczepienia przeszczepu i bezpośredniego monitorowania funkcjonalnego za pomocą szwów, end-to-end anastomoz między naczyniami dawcy a układem szyjnym i szyjnym biorcy20. Inne grupy zgłaszały konfiguracje rękawów bez mankietów jako alternatywny sposób zabezpieczenia tętnicy płucnej lub aorty dawcy do naczyń szyjnych21. Zaproponowano nowatorski model szyjny oparty na szwach od końca do boku, aby zachować naturalną ciągłość szyi i dokładniej odwzorować geometrię standardowej zespolenia brzusznego od końca do boku22. Razem te podejścia podkreślają wszechstronność miejsca szyjnego i ilustrują niezbędne kompromisy między złożonością techniczną, hemodynamiką oraz ilością obcego materiału na granicy anastomotycznej.
Szeroko stosowaną techniką anastomotyczną naczyń w przeszczepach serca szyjnego u myszy jest technika mankietu śródświatłowego 23,24,25,26. Techniki szyjne oparte na mankietach wprowadzają stenty wewnątrzluminalne, aby uprościć mikronaczyniowe anastomozy i zwiększyć skuteczność techniczną, szczególnie dla mniej doświadczonych mikrochirurgów 24,25,26. Podczas gdy podejścia oparte na mankietach upraszczają techniczne wyzwanie łączenia naczyń, technika ta wprowadza do miejsca anastomotycznego materiał obcy. Obecność polimerów może sprzyjać zapaleniu okołoskolotnemu, zmieniać lokalną hemodynamikę i potencjalnie zakłócać analizy odpornościowe27,28. Ponadto zwężenie naczyń biorców, czy to z powodu genetycznie modyfikowanych szczepów myszy, leczenia immunosupresyjnego, zaawansowanego wieku biorcy, czy przewlekłych schorzeń eksperymentalnych, może technicznie utrudniać zakładanie mankietu w naczyniach małego kalibru29.
Aby zniwelować te ograniczenia, opracowaliśmy całkowicie bezmankietową technikę opartą na szwach do przeszczepu serca szyjnego szyjki macicy. W tej konfiguracji tętnica szyjna biorcy jest anastomozowana od strony aorty wstępującej dawcy, a żyła szyjna biorcy jest anastomozowana od strony pnia płucnego dawcy, zapewniając prosty dopływ i odpływ do perfuzji wieńcowej dawcy. Minimalizując użycie śródświatłowego materiału syntetycznego, podejście to unika bezpośredniego kontaktu polimeru z krwią w miejscu zespolenia i jest koncepcyjnie atrakcyjne dla badań skoncentrowanych na lokalnych odpowiedziach immunologicznych i zapalnych. Metoda ta obejmuje staranne przygotowanie zarówno naczyń dawcy, jak i biorcy, a także mikronastomozy tętnicy szyjnej i żyły szyjnej zewnętrznej. Dodatkowo przeprowadza się ocenę przechodzenia w trakcie operacji oraz monitorowanie pooperacyjne. W praktyce ten model szyjki szyjnej bez mankietu stosuje się, gdy potrzebny jest wtórny przeszczep serca do testowania tolerancji specyficznej dla dawcy po przeszczepie jamy brzusznej z długoterminowym przeżyciem, szczególnie u myszy transgenicznych lub immunosupresyjnych z naczyniami małego kalibru. Jednak technika ta wymaga również zaawansowanej wiedzy mikrochirurgicznej oraz dostępu do mikroskopu operacyjnego; Dodatkowe ograniczenia związane z ligacją szyjnych i wyborem biorcy są omówione poniżej. Dzięki zapewnieniu powtarzalnej platformy technika ta zwiększa zarówno wiarygodność modeli wtórnych przeszczepów, jak i wspiera mechanistyczne badania tolerancji specyficznej dla dawcy w systemach myszych. Protokół ten wykorzystuje anastomozy end-to-end poprzez połączenie tętnicy szyjnej biorcy z aortą wstępującą dawcy oraz żyły szyjnej biorcy zewnętrznej z pniem płucnym dawcy, zapewniając tym samym solidne perfuzję wieńcową przeszczepu (rysunek 1B). Anastomozy end-to-end tworzą prosty wzorzec napływu-wypływu, który niezawodnie wspiera perfuzję wieńcową w tym modelu.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Myszy zostały zakupione z Jackson Laboratory. Do badania uwzględniono zarówno samce, jak i samice myszy w wieku 6–10 tygodni i ważące 20–30 g w momencie pierwszego przeszczepu serca brzucha. Dawcy i biorcy byli przetrzymywani w określonych warunkach wolnych od patogenów (SPF) w ośrodku dla gryzoni Massachusetts General Hospital. Wszystkie procedury były wykonywane humanitarnie, zgodnie z wytycznymi NIH dotyczącymi opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych. Wszystkie eksperymenty na zwierzętach były zatwierdzone i przeprowadzane pod nadzorem Komitetu ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Instytucjonalnych (IACUC) w Massachusetts General Hospital (numer protokołu 2020N000125). Tabela materiałów wymienia wszystkie odczynniki, instrumenty i urządzenia używane w tym protokole. Przed rozpoczęciem eksperymentów wymagana jest zgoda IACUC. Trzymać i utrzymywać wszystkie myszy zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi i obowiązującymi standardami regulacyjnymi.
1. Przygotowanie zwierząt i instrumentów
- Przed operacją sterylizuj wszystkie instrumenty, wystawiając je na działanie pary nasyconej w temperaturze 250 °F (121 °C) pod ciśnieniem przez 20 minut. Wymagane narzędzia mikrochirurgiczne przedstawiono na Rysunku 2. Chroń końcówki narzędzi mikrochirurgicznych, aby uniknąć uszkodzeń. Natychmiast wymień uszkodzone lub zdeformowane narzędzia, aby utrzymać optymalne wskaźniki skuteczności operacji.
- Przedoperacyjna opieka nad biorcą
- Protokół ten wykorzystuje myszy biorców, którym wcześniej wszczepiono heterotopowy przeszczep serca brzusznego 10,11,12. Potwierdź, że biorce są zdrowi, że pierwotne nacięcie jest całkowicie zagojone i wolne od infekcji, a przeszczep brzucha nadal bije. Wykonaj ten wtórny przeszczep szyjki macicy, między dniem pooperacyjnym (POD) 50-100 po przeszczepie jamy brzusznej. Używaj tylko biorców z działającym przeszczepem brzucha, ponieważ jest to protokół tolerancyjny 8,17.
- Myszy biorące mają swobodny dostęp do jedzenia i wody przed zabiegiem. Podaj buprenorfinę o przedłużonym uwalnianiu, 3,25 mg/kg podskórnie przed rozpoczęciem operacji. Podawaj meloksykam (5–10 mg/kg) podskórnie przed rozpoczęciem operacji, a następnie co 12 godzin przez 72 godziny po operacji i30 godzin.
- Przygotowanie dawcy
- Wybieraj myszy dawcy odpowiedniego szczepu o dopasowanej płci i wieku, zgodnie z projektem badania. W badaniach odporności odpornościowej przeszczepu serca grupy dawców mogą obejmować syngenetyczne (ten sam szczep co biorca), dawcę allogeneicznego (ten sam szczep co główny dawca przeszczepu serca brzusznego) oraz allogeniczne osoby trzeciej (inny szczep zarówno od dawcy głównego, jak i biorcy).
- Potwierdź stan zdrowia i odpowiedni okres aklimatyzacji wszystkich myszy dawcy i biorcy przed poddaniem znieczulenia.
2. Znieczulenie
- Indukcja i wsparcie znieczulenia
- Indukuj znieczulenie przy użyciu 4% - 5% izofluranu w tlenie (przepływ 1 - 2 L/min) za pomocą precyzyjnego waporyzatora w komorze indukcyjnej. Utrzymuj znieczulenie z 1% - 2% izofluranem przez stożek nosowy lub rurkę tchawicową. Nałóż weterynaryjny smar okulistyczny na oba oczy myszy, aby zapobiec wysychaniu rogówki pod znieczuleniem znieczulającym.
- Potwierdź głębokość znieczulenia poprzez brak odruchu wycofania pedałów. Połóż zwierzę na termoforze, aby utrzymać temperaturę ciała przez cały zabieg.
3. Pobieranie serca dawcy
- Ekspozycja na dawcę
- Umieść mysz dawcę w pozycji leżącej i zabezpiecz kończyny taśmą. Usuń owłosienia i zdezynfekuj skórę trzy razy, naprzemiennie stosując 10% wymazy z povidone-jodem i 70% alkoholem izopropylowym w ruchach okrężnych.
- Wykonaj laparotomię środkową, a następnie sternotomię środkową za pomocą cienkich nożyczek, aby odsłonić jamę brzuszną i klatkę piersiową. Delikatnie uruchom jelita na lewą stronę za pomocą zwilżonej gazy. Pod jelita umieść gazę nasączoną solą fizjologiczną, aby utrzymać nawodnienie.
- Perfuzja i pobieranie serca dawcy
- Przygotuj zimną heparynizowaną sól fizjologiczną (125 IU/mL) i załaduj 0,2 - 0,3 mL do strzykawki o pojemności 0,5 mL.
- Delikatnie kanuluj dolną żyłę główną igłą lub cewnikem o pojemności 26-30G. Powoli perfuzuj 2–3 mL zimnej heparynowej soli fizjologicznej przez 30 sekund. Poczekaj co najmniej 1-2 minuty, aby zoptymalizować heparynizację.
- Wykonaj obustronną torakotomię, aby odsłonić serce z maksymalną wizualizacją. Oddziel przednią klatkę klatki piersiowej od strony grzbietowej i odbij ją w górę, zabezpieczając igłą lub zaciskiem.
- Bezpośrednio rozcinać tkankę łączną między aortą wstępującą (AA) a pniem płucnym (PT; Rysunek 3A).
- Podwiązać żyłę główną dolną i górną szwami nylonowymi o kształcie 8 - 0 blisko serca i przeciąć podwiązane naczynia dystalnie od ligatur. Prosto, rozbierz fizjoterapeutę tak daleko, jak to możliwe.
- Podwiązać lewą i prawą żyłę płucną razem za pomocą nylonowego szwu o grubości 6 - 0 i przeciąć podwiązane naczynia dyskretnie od wiązania.
- Wyciąć serce, zachowując odpowiednią długość AA poprzez przecięcie u początku tętnicy ramienionowo-głowowej i PT. Zachowaj przednią ścianę PT tak długo, jak to możliwe. Przytnij AA i PT, aby zapewnić bezpieczną anastomozę (Rysunek 3B).
- Umieść serce w 60 mm naczyniu do hodowli komórek wypełnionej schłodzoną solą fizjologiczną i delikatnie ponownie przeperfuzuj serce dawcy dodatkowym 1 mL zimnej soli heparynowej (125 IU/mL) przez AA lub PT, aby przepłukać resztki krwi. Unikaj zastrzyków wysokociśnieniowych, aby zapobiec obrzękowi mięśnia sercowego lub uszkodzeniu naczyń. Przycinaj naczynia na schłodzonej płycie w razie potrzeby.
- Umieść serce w zimnym roztworze mleczanu Ringera na lodzie aż do zagnieżdżenia się. Serce dawcy najlepiej wszczepić w ciągu 90 minut od zimnego niedokrwienia i nie powinno być przechowywane dłużej niż 120 minut.
4. Ekspozycja biorcy na szyjkę
- Nacięcie i izolacja naczyń
- Indukuj znieczulenie przy użyciu 4% - 5% izofluranu w tlenie (przepływ 1 - 2 L/min) za pomocą precyzyjnego waporyzatora w komorze indukcyjnej. Utrzymuj znieczulenie z 1% - 2% izofluranem przez stożek nosowy lub rurkę tchawicową. Potwierdź odpowiednią głębokość znieczulenia poprzez brak odruchu wycofania pedałów. Wstrzyknąć 0,5 mL ciepłej soli fizjologicznej podskórnie do okolicy grzbietowej biorcy w celu uzupełnienia płynów.
- Połóż biorcę na termoforze, aby utrzymać temperaturę ciała. Ogol całą okolicę szyjki. Ustaw mysz w pozycji leżącej z ogonem zwróconym do operatora. Unieruchom głowę, kończyny i ogon taśmą, zapewniając stabilne ustawienie bez nadmiernego rozciągania. Nałóż jedną kroplę lubrykantu okulistycznego na każde oko, aby zapobiec wysuszeniu. Chroń okolice nacięcia sterylnymi zasłonami chirurgicznymi. Dezynfekuj skórę szyjki macicy trzy razy, naprzemiennie stosując 10% wymazy z povidon-jodem i 70% alkoholem izopropylowym w ruchach okrężnych.
- Wykonaj podłużne nacięcie skóry z odwróconym kształtem litery T nad szyją, rozciągając się od mostka do prawego kąta żuchwy, używając sterylnego ostrza skalpela (Rysunek uzupełniający 1A).
- Bezpośrednio uruchomić prawą żyłę szyjną zewnętrzną (EJV) od prawego obojczyka przyśrodkowego do jej głównego zbiegu. Kauteryzuj i przecinaj małe gałęzie EJV (Rysunek 4B).
- Odizoluj prawy płat gruczołu podżuchwowego i przeciń go przez kauteryzację. Przeciąć mięsień mostkowaty przez kauteryzację, aby odsłonić prawą tętnicę szyjną (CA).
- Bezpośrednio uruchom prawą CA tak daleko, jak to możliwe, powyżej bifurkacji szyi szyjnej (Rysunek 4C).
- Załóż mały zacisk naczyniowy na bliższą część CA. Załóż nylonową ligaturę 10-0 wokół części dystalnej na poziomie rozgałęzienia tętnicy szyjnej, aby zatkać przepływ krwi. Aby zmniejszyć ryzyko zakrzepicy i zdarzeń związanych z niedokrwieniem, czas trwania zatkania przepływu krwi nie powinien przekraczać 60 minut.
- Załóż ligaturę nylonową 10 - 0 na bliższą część EJV na poziomie zacisku CA. Gdy EJV się rozwinie, zatrzymaj krwawienie z wcześniej wypalonych i przeciętych miejsc małych gałęzi. Zidentyfikować miejsce połączenia żył tylnych i tylnych w uchu podczas rozdęcia EJV i zastosować mały zacisk naczyniowy w tym miejscu, aby zablokować przepływ.
- Przygotowanie do anastomozy naczyniowej
- Przeciąć EJV i CA między ligaturą a zaciskiem za pomocą cienkich nożyczek.
- Przepłukaj otwory naczyń zwykłą solą fizjologiczną, aby usunąć krew i zakrzepy. Utrzymuj pole operacyjne wilgotne przez cały proces implantacji przeszczepu.
5. Wszczepienie przeszczepu
- Umiejscowienie szczepu
- Umieść przeszczep serca dawcy do góry nogami w okolicy szyjki biorcowej, z fizjoterapeutą skierowanym bocznie, a aortą wznoszącą (AA) skierowaną przyśrodkowo.
- Przykryj przeszczep nawilżoną gazą, zostawiając fizjoterapię i AA odsłonięte. Gaza chroni i stabilizuje przeszczep, poprawiając jednocześnie wizualizację.
- Anastomoza naczyń krwionośnych
- Anastomozuj dawcę AA od końca do końca do CA biorcy, używając 11-0 nylonowych szwów techniką rękawową, przy czym powierzchowne zgryzy dawcy AA do CA. Unikaj nadmiernego napięcia (rysunek 4D).
- Anastomozuj dawcę PT od końca do końca do EJV biorcy, używając 11-0 nylonowych szwów techniką rękawową, z powierzchownymi zgryzami dawcy na EJV biorcy. Unikaj nadmiernego napięcia (rysunek 4E).
- Usuń dystalny zacisk EJV. Usuń zacisk proximal CA, aby przywrócić przepływ krwi (rysunek 4F). Przeszczep powinien natychmiast wypełnić się krwią, zaczerwienić się i skurczyć w ciągu 1–2 minut (Wideo uzupełniające 1). Nałóż kilka kropli ciepłej soli fizjologicznej o temperaturze 37 °C na przeszczep, aby pomóc przywrócić kurczliwość.
- Delikatnie uciśnij miejsca anastomotyczne bawełnianymi końcówkami, aby osiągnąć hemostazę.
- Zamknięcie kieszeni
- Umieść przeszczep bezpiecznie w kieszeni szyjnej, nie skręcając ani nie ściskając naczyń i tchawicy.
- Zamknąć nacięcie szyjne 6 - 0 szwami chłonnymi prostym ściegiem przerwanym (Rysunek Uzupełniający 1B). Nie zakrywaj miejsca operacji bandażem; Zostaw przestrzeń otwartą na powietrze.
6. Opieka pooperacyjna i monitorowanie
- Natychmiastowy monitoring
- Umieść zwierzę w ciepłej komorze regeneracyjnej na co najmniej godzinę. Obserwuj nieprawidłowe zachowania, takie jak dezorientacja, drżenia czy brak chodzenia.
- Wstrzyknij 0,3 mL ciepłej soli fizjologicznej podskórnie w celu uzupełnienia płynu. Przenieś biorcę do sterylnej nowej klatki z żelem odżywczym. Zwierzęta przeszczepione do domu indywidualnie i nie wracają do grupowego mieszkania aż do pełnego wyzdrowienia, co potwierdzają normalne ruchy i zachowanie.
- Podawaj meloksykam (5 - 10 mg/kg, podskórnie) co 12 godziny przez 72 godziny po operacji. Chirurg i weterynarz regularnie badają zwierzęta podczas okresu rekonwalescencji. Zdejmij szwy wchłaniające się po 7-10 dniach lub zgodnie z polityką instytucji.
- Uśpienie humanitarne, jeśli zwierzę wykazuje > 20% utraty masy ciała, silny obrzęk w miejscu operacji, oznaki infekcji, ospałości lub inne oznaki stresu, przy użyciu inhalacji CO₂ zgodnie z wytycznymi instytucji.
7. Eksperymentalne punkty końcowe
- Pobieranie tkanek
- Pobieranie przeszczepów w ustalonych terminach do analizy histopatologicznej lub immunologicznej. W cytometrii przepływowej i histologii pobieraj tkanki 2–3 dni przed spodziewanym zakończeniem pulsacji przeszczepu, na podstawie wstępnych eksperymentów.
- Pobierz przeszczep, śledzionę, węzły chłonne oraz próbki krwi zgodnie z projektem badania.
- Analiza przetrwania
- Rekordowy czas przeżycia przeszczepów, definiowany jako dzień, w którym pulsacja wyczuwalna ustaje. Definiuj długoterminowe przeżycie (tolerancję) w wtórnym przeszczepie serca szyjnego jako utrzymującą się pulsację przeszczepu dawcy po 50 dniach po transplantacji, przy czym histopatologia potwierdza brak dużych obszarów martwicy.
- Narysuj krzywe przetrwania graftów za pomocą analizy Kaplana-Meiera.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Schematyczny przegląd procedury heterotopowego przeszczepu serca szyjnego bez mankietu przedstawiono na Rysunku 1. Mikroskopowy widok rozpędów naczyniowych pokazano na Rysunku 1A, gdzie aorta wstępująca dawcy jest anastomozowana od tętnicy szyjnej biorcy, a pień płucny dawcy jest anastomozowany od żyły szyjnej biorcy. Rysunek 1B pokazuje wzorzec przepływu krwi przez przeszczep. Krew dostaje się do aorty wstępującej dawcy z tętnicy s...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Modele przeszczepów serca u myszy odegrały kluczową rolę w pogłębianiu naszej wiedzy o immunologii transplantacji. Od czasu opracowania oryginalnego heterotopowego modelu brzucha, systemy te były wykorzystywane do charakteryzowania komórkowych i molekularnych mechanizmów odrzucenia, testowania nowych schematów immunosupresyjnych oraz oceny modyfikacji genetycznych zarówno u szczepu dawcy, jak i biorcy 8,17,31. Możliwość wykorzys...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy deklarują brak konkurencyjnych interesów.
Podziękowania
Prace te zostały wsparte grantem American Heart Association 23CDA1049388 dla T.J.B. oraz grantem National Institutes of Health R01AI143887 dla L.V.R.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| 0,5 ml insulinowej strzykawki | Covidien | 8881600350 | Podskórnie iniekcjonujące |
| Zastrzyk chlorku sodu 0,9% | BD | 1727170103 | Iniekcja dożylna |
| Szew nylonowy 10-0 | AROSurgical Instruments | T04A10N07-13 | Dla myszy mikroskopijna chirurgia |
| Szew nylonowy 11-0 | ETHICON | 9016G | Dla myszy mikroskopijna chirurgia |
| Strzykawka 1ml | BD | 309659 | Iniekcja dożylna |
| 30G x 1/2 Igły | BD | 305106 | Iniekcja dożylna |
| 3ml strzykawka | BD | 309657 | Iniekcja dożylna |
| Szew nylonowy 6-0 | ETHICON | J212H | Dla myszy mikroskopijna chirurgia |
| Płytka hodowla komórek 60mm | FALCON | 353002 | Dla zachowania szczepów |
| Kolorowe aluminiowe obudowy | Narzędzia Nauki Ścisłej | 20330-04 | Dla myszy instrumenty mikroskopowe do dezynfekcji |
| Końcówki bawełniane | Fisherbrand | 14-960-3M | Zatrzymaj krwawienie |
| Kleszcze Dumont #5 | Narzędzia Nauki Ścisłej | 11251-20 | Dla myszy mikroskopijna chirurgia |
| Ethiqa XR Buprofenor (CIII) VI | LEKI GENERYCZNE | 86084010030 | Analgezja |
| Fine sissors | Narzędzia Nauki Ścisłej | 15400-12 | Dla myszy mikroskopijna chirurgia |
| Gąbki gazowe | MEDLINE | NON25334 | Chroń przeszczep i przejście |
| Lampa grzewcza z podstawą | Braintree Scientfic | HL-1B | Opieka po operacji |
| Heparyna sodowa | Northstar Rxllc. | 72603-412-01 i nbsp; | Iniekcja dożylna |
| Izofluran | Znieczulenie i znieczulenie Baxtera Krytyczna opieka | 1001936060 | Jeśli chodzi o znieczulenie i nbsp; |
| Gazy z alkoholem izopropylowym | BD | 326895 | Dezynfekuj skórę przed operacją |
| Mikroskop | Carl Zeiss | 303294-9903 | Dla myszy mikroskopijna chirurgia |
| Mini Trymer | Braintree Scientfic | CLP-88 | Dla myszy do usuwania włosów |
| Optixcare Eye Lube Plus | AVENTIX | OPX-4252 | Lubrykant okulistyczny chroniący oczy podczas operacji |
| Alloksat pivetal (Meloxicam) | PIVETAL | 21294589 | Analgezja |
| Przenośny zestaw instrumentów do kauteryzacji | McKesson Argent | 42295143 | Dla myszy mikroskopijna chirurgia |
| Ringer' S roztwór buforowany mleczanem | Thermo Scientific | AAJ67572AP | Dla zachowania szczepów |
| Podgrzewana podkładka dla małych zwierząt | K& H | HM10 | Dla operacji myszy |
| Biała taśma chirurgiczna transpore | 3M | 7100115870 | Napraw kończynę, głowę i ogon myszy podczas zabiegu |
| Zacisk naczyniowy | Narzędzia Nauki Ścisłej | 00398-02 | Dla myszy mikroskopijna chirurgia |
Bibliografia
- Johnson, M., et al. Heart transplantation in the United States, 1999-2008. Am J Transplantat. 10 (4), 1035-1046 (2010).
- Nelson, J., et al. Consensus recommendations for use of maintenance immunosuppression in solid organ transplantation: Endorsed by the American College of Clinical Pharmacy, American Society of Transplantation, and the International Society for Heart and Lung Transplantation. Pharmacother J Human Pharmacol Drug Ther. 42 (8), 599-633 (2022).
- Colvin, M. M., et al. Antibody-mediated rejection in cardiac transplantation: Emerging knowledge in diagnosis and management: A scientific statement from the American Heart Association. Circulation. 131 (18), 1608-1639 (2015).
- Neuberger, J. M., et al. Practical recommendations for long-term management of modifiable risks in kidney and liver transplant recipients: A guidance report and clinical checklist by the consensus on managing modifiable risk in transplantation (commit) group. Transplantation. 101 (4S), S1-S56 (2017).
- Ezekian, B., et al. Contemporary strategies and barriers to transplantation tolerance. Transplantation. 102 (8), 1213-1222 (2018).
- Lee, K. M., et al. Tgf-β-producing regulatory b cells induce regulatory t cells and promote transplantation tolerance. Eur J Immunol. 44 (6), 1728-1736 (2014).
- Kawai, T., et al. Cd154 blockade for induction of mixed chimerism and prolonged renal allograft survival in nonhuman primates. Am J Transplantat. 4 (9), 1391-1398 (2004).
- Borges, T. J., et al. Overexpression of pd-1 on t cells promotes tolerance in cardiac transplantation via icos-dependent mechanisms. JCI Insight. 6 (24), e142909(2021).
- Liao, M., et al. Pd-l1 on ex-vivo expanded toll-like-receptor-bregs prevents allograft rejection by breg viability promotion, cd4(+)t effector cell suppression, and tregs induction. Am J Transplant. , (2025).
- Liu, F., Kang, S. M. Heterotopic heart transplantation in mice. J Vis Exp. (6), e238(2007).
- Plenter, R. J., Grazia, T. J. Murine Heterotop Heart Transplant Tech. J Vis Exp. (89), e51511(2014).
- Wang, C., Wang, Z., Allen, R., Bishop, G. A., Sharland, A. F. A modified method for heterotopic mouse heart transplantion. J Vis Exp. (88), e51423(2014).
- Yang, C., et al. Kidney-induced systemic tolerance of heart allografts in mice. JCI Insight. 5 (18), e139331(2020).
- Yin, D., et al. A half-century of heterotopic heart transplantation in mice: The spearhead of immunology research. Transplantology. 5 (4), 298-311 (2024).
- Lee, K. M., et al. Suppression of allograft rejection by regulatory B cells induced via TLR signaling. JCI Insight. 7 (17), e152213(2022).
- Liao, M., et al. Marchf1 deficiency attenuates antibody-mediated rejection by modulating b cell responses. Am J Transplantat. 25 (8), S312(2025).
- Borges, T. J., et al. The inhibitory receptor siglec-e controls antigen-presenting cell activation and t cell-mediated transplant rejection. Sci Translat Med. 17 (797), eads2694(2025).
- Efe, O., et al. A humanized il-2 mutein expands tregs and prolongs transplant survival in preclinical models. J Clin Investigat. 134 (5), e173107(2024).
- Mendiola Pla, M., Milano, C. A., Glass, C., Bowles, D. E., Wendell, D. C. Cardiac magnetic resonance imaging characterization of acute rejection in a porcine heterotopic heart transplantation model. Plos one. 19 (6), e0304588(2024).
- Chen, Z. H. A technique of cervical heterotopic heart transplantation in mice. Transplantation. 52 (6), 1099-1101 (1991).
- Fang, J., et al. A simplified two-stitch sleeve technique for arterial anastomosis of cervical heterotopic cardiac transplantation in mice. Am J Translat Res. 5 (5), 521(2013).
- Dun, H., et al. Cervical heterotopic heart transplantation in mice using a novel suture technique. JHLT open. 7, 100164(2025).
- Ratschiller, T., et al. Heterotopic cervical heart transplantation in mice. J Vis Exp. (102), e52907(2015).
- Mao, X., Xian, P., You, H., Huang, G., Li, J. A modified cuff technique for mouse cervical heterotopic heart transplantation model. J Vis Exp. (180), e63504(2022).
- Li, W., et al. Mouse heterotopic cervical cardiac transplantation utilizing vascular cuffs. J Vis Exp. (184), e64089(2022).
- Yasuura, K. Simplified mouse cervical heart transplantation using a cuff technique. Transplantation. 51 (4), 896-897 (1991).
- Rosendorf, J., et al. Experimental fortification of intestinal anastomoses with nanofibrous materials in a large animal model. Sci Rep. 10 (1), 1134(2020).
- Lazar, K. M., Shetty, S., Chilkoti, A., Collier, J. H. Immune-active polymeric materials for the treatment of inflammatory diseases. Curr Opin Colloid Interf Sci. 67, 101726(2023).
- Elezaby, A., Dexheimer, R., Sallam, K. Cardiovascular effects of immunosuppression agents. Front Cardiovasc Med. 9, 981838(2022).
- Chan, G., Si, C., Nichols, M. R., Kennedy, L. Assessment of the safety and efficacy of pre-emptive use of extended-release buprenorphine for mouse laparotomy. J Am Assoc Lab Animal Sci. 61 (4), 381-387 (2022).
- Mendes, D. M., Borges, T., Riella, L. Oral tributyrate promotes treg-mediated immune modulation and prolongs allograft survival in murine transplant models. Am J Transplantat. 25 (8), S243-S244 (2025).
- Miller, C. L., Madsen, J. C. Targeting il-6 to prevent cardiac allograft rejection. Am J Transplantat. 22, 12-17 (2022).
- Schmitz, R., et al. B cells in transplant tolerance and rejection: Friends or foes. Transpl Int. 33 (1), 30-40 (2020).
- Fillinger, M. F., Kerns, D. B., Bruch, D., Reinitz, E. R., Schwartz, R. A. Does the end-to-end venous anastomosis offer a functional advantage over the end-to-side venous anastomosis in high-output arteriovenous grafts. J Vasc Surg. 12 (6), 676-690 (1990).
- Ribaudo, J. G., et al. Sutureless vascular anastomotic approaches and their potential impacts. Bioact Mater. 38, 73-94 (2024).
- Alghoul, M. S., et al. From simple interrupted to complex spiral: A systematic review of various suture techniques for microvascular anastomoses. Microsurgery. 31 (1), 72-80 (2011).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
