Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Spektroskopia rezonansu magnetycznego fosforu-31 do seryjnego pomiarów energetyczności serca podczas zachowania serca w kontrolowanej temperaturze

300 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/70070

⸱

17 marca 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Cardiac Surgery, Johns Hopkins University School of Medicine, 2Division of MR Research, Russell H. Morgan Department of Radiology and Radiological Science, Johns Hopkins University School of Medicine, 3Krieger School of Arts and Sciences, Johns Hopkins University, 4Johns Hopkins University School of Medicine, 5Department of Pediatric Cardiac Surgery, Johns Hopkins University School of Medicine

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

W tym artykule opisaliśmy powtarzalny, kontrolowany temperaturą protokół dla spektroskopii rezonansu magnetycznego fosforu-31 ex vivo , umożliwiający seryjną, ilościową ocenę energetyki mięśnia sercowego podczas zachowania narządów.

Streszczenie

Niezawodna konserwacja narządów jest kluczowa dla zwiększenia dostępności dawców i poprawy wyników przeszczepów. Chociaż statyczne przechowywanie pozostaje standardem dla serca dawcy, istnieje potrzeba precyzyjnych metod monitorowania energii mięśnia sercowego podczas konserwacji.

Spektroskopia rezonansu magnetycznego-31 (31P MRS) umożliwia bezpośrednie, dynamiczne pomiary kluczowych metabolitów energii, w tym fosfokreatyny (PCr), adeninozynotrifosforanu (ATP), nieorganicznego fosforanu (Pi) oraz pH wewnątrzkomórkowego. Technika ta pozwala na podłużną, ilościową i precyzyjną ocenę stanu metabolicznego mięśnia sercowego podczas przechowywania ex vivo . Zalety MRS obejmują dynamiczną ocenę stanu energetycznego oraz globalną ocenę energii komory.

Protokół rozpoczyna się od odzyskania od dawcy świń, podania kardioplegii oraz kardiotektomii. Łuk aorty jest przecięty blisko pnia ramiennogłowego, aby zmaksymalizować długość aorty wstępującej. Żebrowana kanyla jest mocowana w dalszej aorcie wstępującej, lewy przedsionek jest oznaczany, a serce umieszczane jest w cylindrycznym, izolowanym pojemniku z dodatkiem kardioplegii specyficznej dla temperatury. Pokrywka łączy się z kaniulą, zawieszając serce w środku, a pojemnik jest szczelnie zamknięty, utrzymując temperaturę w granicach 1 °C przez 1 godzinę.

Pojemnik umieszczany jest w dopasowanym pudełku ze styropianu z otworem na cewkę strojoną fosforowo, ustawiając środek cewki do środka lewej komory (LV). Zdjęcia Scout potwierdzają położenie LV w pobliżu cewki 31P. Podkładanie B0 zapewnia równomierne wzbudzanie, po czym następuje uzyskanie nielokalnego widma MR 31P. Postprocessing identyfikuje piki widmowe do obliczania PCr/ATP, stosunków PCr/Pi oraz pH wewnątrzkomórkowego.

W naszym protokole 31P MRS jest wykonywane w punktach szeregowych między h 0 a 8. Między punktami czasowymi serce jest przechowywane w standardowym urządzeniu magazynującym w pożądanej temperaturze.

31P MRS pozwoliło nam badać zależne od czasu zmiany wyczerpania energii oraz rolę temperatury magazynowania w ograniczaniu wyczerpywania energii w czasie.

Wprowadzenie

Przeszczep serca pozostaje ostatecznym leczeniem dla wybranych pacjentów z końcowym stadium niewydolności serca1. Jednak utrzymujący się niedobór odpowiednich narządów dawcy oraz ograniczenia obecnych strategii zachowania są głównymi barierami dla optymalnych wyników i zwiększonej dostępności przeszczepów 2,3. Tradycyjnie serca dawcy są konserwowane przy użyciu zimnego, statycznego magazynowania, co jest proste i opłacalne, ale jest podatne na podkliniczne wyczerpanie energetyczne podczas długotrwałego transportu 2,4. W miarę jak programy coraz częściej akceptują narządy o wyższym ryzyku i geograficznie odległe, rośnie zapotrzebowanie na obiektywne narzędzia charakteryzujące stan metaboliczny mięśnia sercowego podczas konserwacji, zamiast polegać wyłącznie na czasie niedokrwiennym i ogólnej inspekcji 5,6,7. Ponadto metabolizm mięśnia sercowego i tolerancja niedokrwienna są silnie zależne od temperatury, a zarówno niewystarczające chłodzenie, jak i nadmierna hipotermia mogą pogłębiać wyczerpanie energetyczne i uszkodzenia komórek podczas magazynowania. Ocena serca dawcy w wielu klinicznie istotnych temperaturach konserwacyjnych pomaga więc zidentyfikować stany najlepiej utrzymujące żywotność mięśnia sercowego w czasie3.

Dokładna, dynamiczna ocena bioenergetyczności mięśnia sercowego podczas przechowywania jest niezbędna do ulepszania technik konserwacji i maksymalnego wykorzystania narządów. Obecnie standardowa praktyka opiera się na statycznym przechowywaniu w chłodni w temperaturach około 4-8 °C8. Chociaż protokół ten wykazał sukcesy w krótkich okresach przechowywania, długotrwałe przechowywanie w tej temperaturze może zagrozić integralności mięśnia sercowego. Dlatego niezbędne jest przeprowadzanie seryjnego pomiarów aktywności metabolycznej w zakresie temperatur i czasów, aby określić optymalne warunki przechowywania niezbędne do pomyślnego przeszczepu narządu. Konwencjonalna ocena urazów zachowawczych często opiera się na badaniu histologicznym lub testach biochemicznych z biopsji mięśnia sercowego, które są inwazyjne, destrukcyjne i dostarczają jedynie przerywanych, regionalnych zdjęć statusu tkanek9. Natomiast spektroskopia rezonansu magnetycznego-fosfor-31 (31P MRS) to potężna, nieniszczycielska metoda umożliwiająca bezpośrednie, seryjne pomiary kluczowych metabolitów energii, w tym fosfokreatyny (PCr), trójfosforanu adenozyny (ATP), fosforanu nieorganicznego (Pi) oraz pH wewnątrzkomórkowego, w nienaruszonej tkance sercowej 6,10,11,12 . Umożliwiając powtarzane pomiary w tym samym narządzie bez dodatkowej manipulacji tkankami, 31P MRS dostarcza globalnych i podłużnych informacji o stanie energetycznym mięśnia sercowego, zwiększając precyzję eksperymentalną i powtarzalność w porównaniu z podejściami opartymi na biopsji lub surogat surowicy 6,13.

Ocena żywotności przeszczepu serca przy MRS 31P została przeanalizowana przez Bernarda i in.14. Przedstawiono tutaj szczegółowy, kontrolowany protokół MRS ex vivo 3 Tesla 31P serca świń podczas konserwacji. Metoda ta stanowi praktyczne ramy do monitorowania wyczerpywania podłoża, testowania zmiennych magazynowych oraz weryfikacji interwencji konserwacyjnych. Protokół ten jest szczególnie odpowiedni dla laboratoriów, które poszukują seryjnych, całkomorowych pomiarów podczas statycznego przechowywania w zimnie, takich jak badania konserwowania zależnego od temperatury, urazów niedokrwieniowo-reperfuzji lub optymalizacji roztworów dla serc dawców o marginalnych i rozszerzonych kryteriach.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Protokół ten jest zgodny z wytycznymi instytucjonalnej opieki nad zwierzętami i został zatwierdzony przez Komitet ds. Opieki i Użycia Zwierząt Johns Hopkins (Protokół numer SW24M319) dla wszystkich procedur z udziałem żywych zwierząt, w tym chirurgicznego pobrania. Wszystkie kolejne eksperymenty ex vivo przeprowadzono na tkankach pobranych po eutanazji.

1. Procedura przedżalna

  1. Ustaw inkubator na temperaturę o 2 °C niższą od temperatury utrzymania celu. Pozwól inkubatorowi ustabilizować się przez co najmniej 2 godziny.
  2. Włóż 6-7 okładów z lodu do inkubatora, aby schłodzić je do ustalonej temperatury. Upewnij się, że ilość okładów z lodu jest wystarczająca, aby utrzymać temperaturę podczas transportu.
  3. Przygotuj zmodyfikowany roztwór na kardioplegię Saint Thomas:
    1. W 1 litrze worka na roztwór Lactated Ringer dodaj
      1. 30 ml wodorowęglanu sodu o stężeniu 8,4%
      2. 5 mL 30 mmol/10 mL chlorku potasu
      3. 2,5 mL siarczanu magnezu o stężeniu 20 mmol/10 mL
      4. 15 mL 50% dekstrozy
      5. 100 mg 50 mg/10 mL nitrogliceryny
      6. 5000 U zimnej erytropoetyny
    2. Przygotuj łącznie 3 litry roztworu kardioplegii i przechowuj go w schłodzonym inkubatorze.
  4. Odłóż izolowaną chłodziarkę z wbudowaną silikonową rurką, która pozwala na optymalne ustawienie pionowej wysokości serca. Umieść znak odniesienia na silikonowej rurce w miejscu, które leży bezpośrednio pod końcówką otworu na pokrywie chłodnicy.
  5. Odłóż żebrowaną kaniulę do zabezpieczenia i zawieszenia pobranego serca. Umieść znak odniesienia na zewnętrznej powierzchni kaniuli, aby służyć jako powtarzalny punkt wyrównania.

2. Procedura zbioru

  1. Usypiaj zwierzę za pomocą kombinacji telazolu, ketaminy i ksylazyny zmieszanej w jednej strzykawce i podanej domięśniowo, aby zminimalizować stres i ból związany z wieloma zastrzykami.
    1. Telazol (50 mg tyletaminy + 50 mg zolazepam) w dawce 4,4 mg/kg na każdy składnik.
    2. Ketamina w dawce 2,2 mg/kg.
    3. Ksylazyna w dawce 2,2 mg/kg.
  2. Intubuj i znieczulaj zwierzę.
    1. Objętość pływowa to 5-10 mL/kg.
    2. Częstość oddechu to 12-15 oddechów na minutę.
    3. Dodatnie ciśnienie końcowe wydechowe przy 5 cm H2O.
    4. Wdychałam izofluran w ilości 0,5-2% przy przepływie tlenu 1-2 L/min.
  3. Zakładam obwodowe żyłki dożylne, wykonuj sternotomię i otwieram osierdzie15. Podawaj leki przeciwarytmiczne, jeśli jest to konieczne.
  4. Umieść igłę kardioplegicznego w aortę wznoszącą, umieszczoną nad zastawką aortową, ale poniżej łuku aorty.
  5. Wbij i podłącz 1 litr roztworu kardioplegii do igły.
  6. Wentylacja lewego przedsionka, żyły głównej dolnej i żyły głównej górnej.
  7. Załóż zacisk krzyżowy aorty bliższy do łuku.
  8. Zainicjować przepływ kardioplegii przez wieńcowe przy ciśnieniu około 75-80 mmHg. Monitoruj ciśnienie za pomocą wskaźnika liniowego.
  9. Zbieraj serce, zachowując integralność anatomiczną.
  10. Przelej wcześniej schłodzoną sól fizjologiczną na pobrane serce, aby szybko schłodzić jego powierzchnię.
  11. Włóż serce do miski wypełnionej zimnym roztworem na kardioplegię.
  12. Włóż sondę do temperatury mięśnia sercowego na wierzchołku serca oraz termometr do miski z roztworem kardioplegicznym, aby monitorować temperaturę.
  13. Oddziel aortę od tętnicy płucnej (PA).
  14. Zabezpiecz żebrowaną kaniulę w aorcie za pomocą jedwabnych wiązań i opasek zaciskowych, upewniając się, że oznaczona część kaniuli odpowiada położeniu lewej komory (LV).
  15. Napełnij chłodziarkę roztworem Saint Thomas do 60-70% pojemności, a następnie przelej serce i roztwór z miski do chłodziarki, aby całkowicie napełnić i maksymalizować zanurzenie.
  16. Zmierz i dokumentuj ostateczny roztwór oraz temperaturę tkanek.
  17. Przymocuj żebrowaną kaniulę do pokrywy chłodnicy silikonową rurką na wyznaczonym miejscu. Upewnij się, że ślady na żebrowanej kaniuli i silikonowej rurce są wyrównane, tak aby LV zachowywała spójną orientację względem pokrywy po zamknięciu chłodzenia, zapewniając powtarzalne położenie LV przy każdym skanowaniu (Rysunek 1A).
  18. Osuszenie organów, aby zapewnić optymalną jednorodność pola MR oraz dobry stosunek sygnału do szumu podczas zbierania danych MR.
  19. Zabezpiecz pokrywę chłodzenia, dbając o wyrównanie LV.
  20. Włóż okłady z lodu i chłodziarkę do torby transportowej.

3. Protokół spektroskopii

  1. Protokół ten jest zoptymalizowany pod kątem skanera MR 3T. Skaner MR wyposażony jest w opcję spektroskopii wielojądrowej, w tym wzmacniacz i odbiornik szerokopasmowy o mocy 4 kW, w tym standardową cewkę fosforową (P140) dostarczaną przez producenta. Cewka 31P to cewka o średnicy 14 cm z pojedynczą pętlą nadajniczą/odbiorczą, z dwoma prętami do strojenia i dopasowywania.
  2. Powiadom personel placówki MRI przed transportem i potwierdzeniem dostępności badania.
  3. Przygotuj pudełko ze styropianu o następujących wymiarach zewnętrznych: długość 33,5 cm, szerokość 28 cm (dłuższa krawędź), szerokość 23 cm (krótsza krawędź) oraz grubość 4 cm. Zrób szczelinę o szerokości 3,3 cm z jednej strony pudełka, aby umożliwić umieszczenie cewki 31Pobok serca (Rysunek 1B).
  4. Włóż chłodzenie z zawieszonym sercem przylegającym do osi centralnej cewki, celując w lokalizację LV (Rysunek 1C). Przygotuj chłodziarkę o wysokości 25,4 cm i szerokości 11,4 cm. Rurka silikonowa jest zamocowana na długości 7 cm od wewnętrznej powierzchni pokrywy, w miejscu mocowania serca (Rysunek 1D).
  5. Umieść okłady z lodu w szczelinach wokół chłodziarki, uważając, by nie tworzyć przestrzeni między chłodziarką a grzałką, a następnie przyklej pokrywę pudełka, aby zapewnić stabilność podczas skanowania (Rysunek 1E).
  6. Wycentruj chłodnicę względem izocentrum magnesu za pomocą prowadnic laserowych i punktu orientacyjnego, aby zapewnić optymalną jednorodność B0 (Rysunek 1F).
  7. Podłącz cewkę 31P do złącza skanującego i podłącz do cewki pręty strojenia i dopasowania (rysunek 1F).
  8. Pobierz zdjęcia zwiadowcze z lokalizatora trójpłaszczyznowego w celu weryfikacji położenia cewek i optymalnej odległości LV do cewki 31P (Rysunek 2).
  9. Jeśli ustawienie LV jest nieprawidłowe, obróć pokrywę chłodzenia i ponownie przeprowadź skan scout.
  10. Uzyskaj statyczną mapę pola B0-map dla zlokalizowanego podłożenia 2. rzędu16 , aby zapewnić jednolite pole magnetyczne w obszarze zainteresowania wymaganym dla wysokiej jakości widmowej:
    1. Po przejęciu B0-mapy, "Shimtool"16 automatycznie startuje z tą mapą załadowaną (Rysunek 3).
    2. Punkty kliknięcia wygładzonego wielokąta obrysowującego mięsień sercowy we wszystkich przecinkach (Rysunek 3A).
    3. Następnie "Shimtool" wykonuje dopasowanie metodą najmniejszych kwadratów, aby określić lokalizowaną częstotliwość rezonansową oraz korekty pola podłoża pierwszego (xy, y, z) i drugiego rzędu (xy, xz, yz, x2-y 2, z2-(x2+y2)/2) korekty pola shim (Rysunek 3C). Prześlij te terminy korekcyjne do skanera i zastosuj je do kolejnych skanów.
  11. Przed akwizycją 31P MRS obróć pręty strojenia cewki, aby zapewnić optymalne strojenie cewki radiowej i dopasować jej impedancję do systemu MR, maksymalizując efektywność transmisji sygnału i minimalizując odbicia w systemie częstotliwości radiowej (Rysunek 4).
  12. Uzyskaj początkowe niezlokalizowane widma MR 31P (czas powtórzenia [TR]: 10 s, kąt odwrócenia = 90° przy użyciu impulsów adiabatycznych B 1-Insensitive Rotation-4 (BIR-4); czas echa [TE] = 0,1 ms; szerokość pasma = 3000 herców (Hz); 1024 punkty spektralne, 5 średnich), aby określić częstotliwość rezonansu w centrum między szczytami PCr i γ-ATP. Całkowity czas nabycia: 50 s.
  13. Następnie uzyskano w pełni zrelaksowane, nielokalizowane widma MR 31P po dostosowaniu częstotliwości przesunięcia na podstawie obliczeń w 3.12 (TR: 16 s, kąt odwrócenia = 90° przy użyciu adiabatycznych impulsów BIR-4; TE = 0,1 ms; szerokość pasma = 3000 Hz; 512 punktów widmowych, 20 średnich). Całkowity czas zdobywania: 5 min 20 s.
  14. Po badaniu zmierz temperaturę płynu i mięśnia sercowego; zapewniając odchylenie od celu ≤1 °C.
  15. Przechowuj serce w inkubatorze w pożądanej temperaturze do następnego zaplanowanego badania.

4. Analiza danych

  1. Eksportuj w pełni zrelaksowane dane MRS 31P jako . pliki SDAT i ładowanie do graficznego interfejsu użytkownika do przetwarzania (Rysunek 5A)17.
  2. Najpierw apodizuj widma za pomocą filtra Lorentza o częstotliwości 15 Hz (rysunek 5B), następnie zastosuj przesunięcie fazowe rzędu 0 i 1rzędu i ustaw częstotliwość na 0 części na milion (ppm) w centrum szczytu PCr (rysunek 5C).
  3. Dopasuj widma za pomocą funkcji AMARES18 , korzystając z wartości wiedzy wymienionych w Tabeli 1.
  4. Przeanalizuj analizę pod kątem odpowiedniego dopasowania w następnym oknie (rysunek 6), upewniając się, że każdy pik jest poprawnie zidentyfikowany (poszczególne składniki) oraz że po analizie pozostaje minimalny sygnał resztkowy (reszta).
  5. Oblicz stosunki metabolitów mięśnia sercowego PCr/ATP oraz PCr/Pi na podstawie spektroskopowej amplitudy szczytowej (Rysunek 7). Rezonans γ-ATP jest używany jako miara ATP.
  6. Oblicz pH wewnątrzkomórkowe na podstawie przesunięcia chemicznego między Pi a PCr po korektie, aby odzwierciedlić warunki temperatury14.
    UWAGA: Protokół można zatrzymywać po każdym badaniu MRI (krok 3.15). Upewnij się, że kontrola temperatury jest utrzymywana przez cały czas.

5. Równania

  1. Oblicz pH wewnątrzkomórkowe (pHi) zgodnie z wcześniejszym opisem19:
    Równanie 1
    Gdzie T to temperatura w °C, a δ0 to obserwowana różnica przesunięcia chemicznego między rezonansami PCr i Pi, w ppm.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Zlokalizowane podłożenie2. rzędu16 skutkowało bardziej jednorodnym polem magnetycznym B0 w obszarze zainteresowania, co jest wskazane przez zmniejszenie odchylenia standardowego w każdym punkcie czasowym (0 h: 14,0 do 4,0 Hz; 4 h: 17,5 do 3,2 Hz; 8 h: 16,0 do 3,2 Hz). Zapewniało to, że w każdym momencie osiągano doskonałą jakość widmową (rysunek 7). Zmiany metaboliczne mięśnia sercowego podczas magazynowania zimna ex vivo wskazują na szy...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Niniejszy manuskrypt opisuje przygotowanie chirurgiczne oraz protokół pozyskiwania i analizy MRS 31P do seryjnej oceny energetyki mięśnia sercowego podczas zachowania serca. 31P MRS umożliwia seryjną, niedestrukcyjną ocenę kluczowych metabolitów serca w różnych temperaturach magazynowania w chłodzie, co dostarcza nowatorskich informacji na temat metabolicznej żywotności tkanki mięśniowej. Ten protokół MRS 31P jest stosunkowo szybki, wymaga minimalnego czasu na obserwacji, co pozwala oceni...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Nie mamy żadnego konfliktu interesów.

Podziękowania

Chcemy podziękować naszemu zespołowi w Johns Hopkins w dziale chirurgii kardiochirurgii i radiologii, który pomoże w pomyślnym przeprowadzeniu tych badań. Badanie to zostało sfinansowane przez Amerykańskie Stowarzyszenie Chirurgii Klatki Piersiowej (AATS).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
InkubatorBenchmark Scientific  H2265-HCInkubator chłodzenia podgrzewczym MyTemp 65HC
Chłodnica izolacyjnaGatoradeUPC 052000047097Chłodnica do napojów Gatorade Insulated Sport
jMRUI wersja 7.0Javawww.jmrui.euGraficzny interfejs użytkownika do analizy danych
Sonda temperatury mięśnia sercowegoDeRoyal81-030415Sonda temperatury mięśnia sercowego serii DeRoyal 400 (15 mm)
Skaner rezonansu magnetycznegoPhilipshttps://www.philips.com/healthcare/diagnostic-imaging/magnetic-resonance-imagingAchieva 3T, Philips Healthcare
Jednopętlowa cewka fosforowaPhilips Healthcare https://www.philips.com/healthcare/diagnostic-imaging/magnetic-resonance-imagingP140, Philips Healthcare

Bibliografia

  1. Lechiancole, A., et al. Graft preservation in heart transplantation: current approaches. Front Cardiovasc Med. 10, 1253579(2023).
  2. Kounatidis, D., et al. Donor heart preservation: current knowledge and the new era of machine perfusion. Int J Mol Sci. 24 (23), 16693(2023).
  3. Ughetto, A., et al. Heart graft preservation technics and limits: an update and perspectives. Front Cardiovasc Med. 10, 1248606(2023).
  4. Wang, C. C., et al. Understanding preservation time thresholds in the modern era of heart transplantation. Sci Rep. 15 (1), 1-10 (2025).
  5. Tang, P. C., et al. Risk factors for heart transplant survival with greater than 5 h of donor heart ischemic time. J Card Surg. 36 (8), 2677-2684 (2021).
  6. Peterzan, M. A., Lewis, A. J. M., Neubauer, S., Rider, O. J. Non-invasive investigation of myocardial energetics in cardiac disease using 31P magnetic resonance spectroscopy. Cardiovasc Diagn Ther. 10 (3), 625-639 (2020).
  7. Lerman, J. B., et al. Donor heart recovery and preservation modalities in 2024. JACC Heart Fail. 12 (3), 427-437 (2024).
  8. Al-Ani, M. A. Z., Farr, M. A., Shah, P. Cold precision: enhancing organ preservation with controlled hypothermia. J Heart Lung Transplant. 43 (9), 1527-1529 (2024).
  9. Mishra, P. K., et al. Guidelines for evaluating myocardial cell death. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 317 (5), H891-H922 (2019).
  10. Abdurrachim, D., Prompers, J. J. Evaluation of cardiac energetics by non-invasive 31P magnetic resonance spectroscopy. Biochim Biophys Acta Mol Basis Dis. 1864 (5), 1939-1948 (2018).
  11. Sourdon, J., Lewsey, S. C., Schär, M., Weiss, R. G. Measuring myocardial energetics with cardiovascular magnetic resonance spectroscopy. Heart Fail Clin. 17 (1), 149-156 (2021).
  12. Samuel, T. J., et al. Myocardial ATP depletion detected noninvasively predicts sudden cardiac death risk in patients with heart failure. JCI Insight. 7 (12), e157557(2022).
  13. Buchthal, S. D., et al. 31P-magnetic resonance spectroscopy studies of cardiac transplant patients at rest. J Cardiovasc Magn Reson. 2 (1), 51-56 (2000).
  14. Bernard, M., Kober, F., Caus, T. Assessing cardiac transplant viability with MRS. eMagRes. 4 (3), 627-633 (2015).
  15. Pla, M. M., et al. A porcine heterotopic heart transplantation protocol for delivery of therapeutics to a cardiac allograft. J Vis Exp. (180), e63114(2022).
  16. Schär, M., Kozerke, S., Fischer, S. E., Boesiger, P. Cardiac SSFP imaging at 3 Tesla. Magn Reson Med. 51 (4), 799-806 (2004).
  17. Naressi, A., Couturier, C., Castang, I., De Beer, R., Graveron-Demilly, D. Java-based graphical user interface for MRUI, a software package for quantitation of in vivo/medical magnetic resonance spectroscopy signals. Comput Biol Med. 31 (4), 269-286 (2001).
  18. Vanhamme, L., Van den Boogaart, A., Van Huffel, S. Improved method for accurate and efficient quantification of MRS data with use of prior knowledge. J Magn Reson. 129 (1), 35-43 (1997).
  19. Taylor, D. J., Bore, P. J., Styles, P., Gadian, D. G., Radda, G. K. Bioenergetics of intact human muscle: a 31P nuclear magnetic resonance study. Mol Biol Med. 1 (1), 77-94 (1983).
  20. Kothari, P. Ex vivo preservation of heart allografts-an overview of the current state. J Cardiovasc Dev Dis. 10 (3), 105(2023).
  21. Kober, F., Caus, T., Riberi, A., Le Fur, Y., Bernard, M. Time course of high-energy phosphate depletion during cold storage of human heart grafts using the Celsior solution. Transpl Int. 37, 12994(2024).
  22. Tsampasian, V., Cameron, D., Sobhan, R., Bazoukis, G., Vassiliou, V. S. Phosphorus magnetic resonance spectroscopy (31P MRS) and cardiovascular disease: the importance of energy. Medicina (Kaunas). 59 (1), 174(2023).
  23. Gupta, A. Cardiac 31P MR spectroscopy: development of the past five decades and future vision-will it be of diagnostic use in clinics. Heart Fail Rev. 28 (2), 485-532 (2023).
  24. Michel, S. G., et al. Preservation of donor hearts using hypothermic oxygenated perfusion. Ann Transplant. 19, 409-416 (2014).
  25. Caenegem, O. V., et al. Hypothermic continuous machine perfusion enables preservation of energy charge and functional recovery of heart grafts in an ex vivo model of donation following circulatory death. Eur J Cardiothorac Surg. 49 (5), 1348-1353 (2016).
  26. Spencer, B. L., et al. Extending heart preservation to 24 h with normothermic perfusion. Front Cardiovasc Med. 11, 1325169(2024).
  27. Iyer, A., et al. Normothermic ex vivo perfusion provides superior organ preservation and enables viability assessment of hearts from DCD donors. Am J Transplant. 15 (2), 371-380 (2015).
  28. Brouckaert, J., Dellgren, G., Wallinder, A., Rega, F. Non-ischaemic preservation of the donor heart in heart transplantation: protocol design and rationale for a randomised, controlled, multicentre clinical trial across eight European countries. BMJ Open. 13 (12), e073729(2023).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Spektroskopia fosforu-31metabolizm mięśnia sercowegoserce ex vivometabolity energetycznepodawanie kardioplegiistosunek PCr/ATPwewnątrzkomórkowe pH

Ten artykuł został opublikowany

Film wkrótce dostępny

Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.