Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Model myszy martwiczej infekcji skóry Streptococcus pyogenes

321 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/70159

⸱

6 marca 2026

 , 
1Department of Biomedical Sciences, Joan C. Edwards School of Medicine, Marshall University, 2Department of Molecular Microbiology, Center for Women's Infectious Disease Research, Washington University School of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

Protokół ten opisuje model infekcji podskórnej myszy dla Streptococcus pyogenes , który umożliwia niezależne ilościowe określenie obciążenia bakteryjnego i postępu zmian. Metoda ta zapewnia standaryzowaną i powtarzalną platformę do oceny roli czynników zjadliwości bakterii, odpowiedzi immunologicznej gospodarza lub interwencji terapeutycznych mających na celu zmniejszenie uszkodzeń tkanek.

Streszczenie

Streptococcus pyogenes to patogen u człowieka, który powoduje ciężkie martwicze infekcje tkanek miękkich, charakteryzujące się szybkim i rozległym niszczeniem tkanek. Kluczowym wyzwaniem w badaniu tych infekcji jest brak modeli eksperymentalnych umożliwiających niezależną ocenę replikacji bakterii oraz uszkodzeń tkanek przez gospodarza. W tym artykule przedstawiono standaryzowany i powtarzalny podskórny model martwiczej skóry S. pyogenes u myszy, zaprojektowany w celu przezwyciężenia tego ograniczenia. Protokół opisuje przygotowanie bakteryjnego inokulum w fazie log, zakażenie podskórne myszy oraz podłużne monitorowanie rozwoju zmian. Kluczowe kroki obejmują sonifikację posiew bakteryjnych w celu standaryzacji długości łańcucha, cyfrowe obrazowanie zmian do ilościowej analizy obszaru wrzodów oraz określenie obciążenia bakteryjnego poprzez homogenizację tkanek i nabijanie płyt. Ten wszechstronny model można łatwo dostosować do oceny wpływu konkretnych genów bakteryjnych, czynników gospodarzy lub interwencji terapeutycznych na postęp infekcji i patologię tkanek. Dzięki umożliwieniu powtarzalnej i ilościowej oceny zarówno parametrów bakteryjnych, jak i gospodarza, metoda ta stanowi solidną platformę do badania patogenezy oraz testowania strategii ograniczających uszkodzenia tkanek podczas inwazyjnej infekcji paciorkowcowej.

Wprowadzenie

Streptococcus pyogenes (Grupa A Streptococcus, GAS) to istotny patogen u ludzi, który powoduje martwicze zakażenia tkanek miękkich (NSTI)1, prowadząc do szybkiego niszczenia skóry i tkanek leżących pod powierzchnią 2,3,4. Badanie patogenezy tych infekcji wymaga modeli zwierzęcych, które powtarzają lokalne uszkodzenia tkanek, jednocześnie umożliwiając niezależną ocenę replikacji bakterii i patologii mediowanej przez gospodarza5. Wiele tradycyjnych modeli infekcji, takich jak inokulacja ogólnoustrojowa czy systemy hodowli komórek in vitro, ma ograniczone możliwości oddzielania obciążenia bakteryjnego od uszkodzenia tkanek, co utrudnia ocenę konkretnego wkładu czynników zjadliwości lub odpowiedzi gospodarza6.

Głównym celem tej metody jest dostarczenie standaryzowanego i powtarzalnego podskórnego modelu martwiczego zakażenia skóry spowodowanego przez myszy. Uzasadnieniem tej techniki jest stworzenie systemu, który oddziela replikację patogenów od uszkodzeń tkanek wywołanych przez gospodarza. Model ten jest wysoce przystosowany do powszechnych szczepów myszy laboratoryjnych. Chociaż szczep SKH1 (bezwłosy) jest często stosowany dla ułatwienia monitorowania zmian 7,8, protokół ten skutecznie działa na szczepach owłosionych (np. C57BL/6J) po depilacji. Opublikowane raporty zazwyczaj wykorzystują albo płeć, albo pojedynczą płeć (często kobiety) i często wykazują podobne obciążenie obszarem zmian/bakteryjnymi przy specyficznych warunkach eksperymentalnych; jednak genetyczne tło gospodarza i płeć mogą wpływać na nasilenie choroby GAS w niektórych warunkach i powinny być brane pod uwagę przy projektowaniu eksperymentów i analizie wyników9. Kluczową zaletą tego modelu nad alternatywami jest jego zdolność do podłużnego monitorowania miejscowej zmiany, umożliwiającej precyzyjne, niezależne określenie powierzchni wrzodów i obciążenia bakteryjnymi tego samego zwierzęcia w czasie. Przy odpowiednio dobranym inokulum i szczepie, infekcje podskórne są często lokalizowane i umożliwiają badanie postępu i ustąpienia zmian. Jednakże, to, czy infekcja pozostaje lokalna, zależy od szczepu, inokulum i gospodarza: niektóre izolaty kliniczne (lub szczepy, które nabywają mutacji covRS) oraz wystarczająco duże inokulum mogą się rozprzestrzeniać i powodować bakteriemię lub śmiertelną chorobę u myszy immunokompetentnych10. Autorzy powinni zgłaszać szczep, inokulum, trasę oraz wszelkie modyfikacje gospodarza oraz titrować inokulę podczas adaptacji modelu do nowego izolata. To podejście jest wysoce powtarzalne, dostępne i kompatybilne z różnorodnymi analizami dalszymi, w tym histologią i profilowaniem immunologicznym.

Protokół ten był stosowany do wielu szczepów GAS (w tym izolatów typu M1, takich jak HSC511 i inne M1T1 10,12) oraz do klinicznych izolatów NSTI. Ponieważ fenotypy zjadliwości różnią się między typami emm i poszczególnymi izolatami13, badacze powinni empirycznie optymalizować inokulum i monitorować rozprzestrzenianie się ogólnoustrojowego podczas przenoszenia protokołu na nowe szczepy.

Protokół ten jest odpowiedni dla badaczy z zakresu patogenezy mikroorganizmów, immunologii i badań translacyjnych, którzy chcą badać zjadliwość bakteryjną, odpowiedzi immunologiczne gospodarzy lub nowe strategie terapeutyczne ukierunkowane na zachowanie tkanek podczas inwazyjnych infekcji. Jego ustandaryzowany, ilościowy projekt pozwala na rygorystyczną ocenę interwencji i stanowi wszechstronną platformę do badania współzależności między replikacją patogenów a uszkodzeniami tkanek przez gospodarza.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach przeprowadzono zgodnie z Komitetem ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt (IACUC) oraz Obiektem Zasobów Zwierzęcych Szkoły Medycznej Uniwersytetu Marshalla. Wszystkie procedury z udziałem Streptococcus pyogenes były przeprowadzane w ośrodku dla zwierząt objętych przez PHS, akredytowanym przez AAALAC, w ramach zabezpieczenia biologicznego poziomu 2 (BSL-2) zgodnie z instytucjonalnymi protokołami biobezpieczeństwa. Eksperymentalny przepływ pracy przedstawiono na Rysunku 1.

UWAGA: Szczegółowe informacje dotyczące odczynników, materiałów i sprzętu znajdują się w Tabeli Materiałów.

1. Przygotowanie bakterii do inokulum

  1. Przygotuj nocną hodowlę, zaszczepiając Streptococcus pyogenes HSC5 z mrożonego wywaru do 10,5 mL medium C (0,5% peptonu, 1,5% ekstraktu drożdżowego, 10 mM K2HPO4, 0,4 mM MgSO4 i 17 mM NaCl). Inkubuj statycznie w temperaturze 37 °C przez 16-20 godzin.
  2. Zmierz gęstość optyczną na 600 nm (OD600) nocnej hodowli. Wirówka 10 mL hodowli w 6 000 x g przez 5 minut w temperaturze pokojowej.
  3. Ponownie zawiesij granulat bakteryjny w 0,5 mL świeżego, podgrzanego bulionu Todda Hewitta z 1% ekstraktem drożdżowym.
  4. Zaszczepić 50 ml wcześniej podgrzanego bulionu Todd Hewitt z 1% ekstraktem drożdżowym w stożkowej tubce z ponownie zawiesjonowanymi bakteriami do początkowej wartości OD600 0,05.
  5. Inkubuj tubkę w temperaturze 37 °C bez potrząsania. Monitoruj OD600 co 30 minut.
  6. Pobieraj bakterie, gdy hodowla osiągnie OD600 wynoszący ~0,200, przez wirowanie w dawce 6 000 x g przez 5 minut w temperaturze 4 °C.
  7. Usuń supernatant i ponownie zawiesij granulat w 10 mL lodowatego, sterylnego roztworu soli fosforanowej (PBS).
  8. Ponownie wiruj zawiesinę w 6 000 x g przez 5 minut w 4 °C. Ponownie zawiesij ostatni granulat w 1 mL lodowatego, sterylnego roztworu PBS. Trzymaj zawieszenie na lodzie.
    UWAGA: To skoncentrowane zawiesiny bakteryjne można przechowywać na lodzie do 30 minut przed przejściem do sonikacji.

2. Standaryzacja stężenia bakterii

  1. Przelej 1 mL zawiesiny bakteryjnej do rurki mikrowirówki. Sonikuj zawieszenie na lodzie za pomocą sonatora z rogu kubka, aby przerwać długie łańcuchy S. pyogenes.
    UWAGA: Podczas sonifikacji należy nosić odpowiednią ochronę słuchu. Zabieg generuje szumy o wysokiej częstotliwości, które mogą powodować uszkodzenia słuchu.
  2. Ustaw sonikator tak, aby dostarczał 5 cykli 1-minutowych impulsów (zależnie od sonikatora). Aby potwierdzić skuteczne zakłócenie łańcucha, umieść 10 μL z sonifikowanego zawieszenia na szkiełku mikroskopu, przykryj pokrywką i wizualizuj poniżej 40X.
    UWAGA: Celem sonikacji jest zmniejszenie długich łańcuchów do przeważnie krótkich łańcuchów (najlepiej 1-4 komórki na łańcuch) i pojedynczych kokoków. Jeśli długie łańcuchy (>10 komórek) nadal są powszechne, powtórz cykl sonikacji.
  3. Przygotuj rozcieńczenie bakterii sonikowanych w sterylnym roztworze PBS w stosunku 1:100.
  4. Załaduj 10 μL rozcieńczonych bakterii na komorę liczacą/hemocytometr bakteryjny.
  5. Policz liczbę łańcuchów bakteryjnych w 10 dużych kwadratach komory pod mikroskopem.
  6. Oblicz stężenie bakterii w jednostkach tworzących kolonie na mL (CFU/mL) według wzoru: Stężenie = (Całkowita liczba / 10) × Współczynnik rozcieńczania × 1,25 × 106.
    UWAGA: Każdy łańcuch komórek bakteryjnych jest liczony jako pojedyncza CFU.
  7. Rozcieńcz sonikowany zapas bakteryjny lodowatym PBS do końcowego stężenia roboczego 1× 10,8 CFU/mL.

3. Zakażenie podskórne myszy

  1. Dzień przed infekcją ogol lewą tylną część każdej myszy. Użyj elektrycznej maszynki do całkowitego usunięcia wszystkich włosów z obszaru o wymiarach około 2 cm x 2 cm.
  2. Znieczulanie myszy w komorze indukcyjnej (4% indukcji, 1,5% izofluranu podtrzymnego). Aby utrzymać synchronizację infekcji, przetwarzaj myszy w małych, możliwych do opanowania partiach (np. 5-10 myszy na partię).
  3. Używając strzykawki o pojemności 1 mL z igłą 27-G, pobierz 100 μL szczepionki bakteryjnej.
  4. Wyjmij mysz z komory izofluranowej i natychmiast wbij igłę podskórnie w ogolony tylny bok znieczulonej myszy, z fazą skierowaną do góry.
  5. Wstrzyknij całą objętość 100 μL powoli, aby stworzyć zlokalizowany bleb. Wyciągnij igłę.
  6. Wróć mysz do klatki i obserwuj do całkowitego wyzdrowienia z znieczulenia.
  7. Powtórz kroki 3.2-3.5 dla wszystkich myszy w kohorcie eksperymentalnej.
  8. Przygotuj seriowe 10-krotne rozcieńczenia pozostałego szczepionka bakteryjnego w PBS.
  9. Na płytki agarowe przyłóż 5 μL każdej rozcieńczeni. Inkubuj płytki beztlenowo w 37 °C przez całą noc, aby potwierdzić podaną dawkę.

4. Podłużne monitorowanie postępu infekcji

  1. Monitoruj wszystkie zakażone myszy przynajmniej raz dziennie pod kątem oznak dyskomfortu. Przestrzegaj ustalonych humanitarnych punktów końcowych, które są szczególnie istotne przy stosowaniu szczepów hiperwirulentnych lub gospodarzy z obniżoną odpornością.
  2. Znieczulaj każdą mysz zgodnie z procedurą opisaną w kroku 3.2.
  3. Wyjmij mysz z komory izofluranowej i połóż ją na boku obok etykiety identyfikacyjnej. Aby umożliwić podłużne śledzenie poszczególnych myszy, oznacz (np. ucho, znacznik uszny) każde zwierzę przed rozpoczęciem eksperymentu.
  4. Zrób cyfrowe zdjęcie obszaru uszkodzenia za pomocą aparatu zamontowanego bezpośrednio nad myszą.
  5. Otwórz cyfrowy obraz w oprogramowaniu do analizy obrazu (ImageJ/Fiji). Wybierz narzędzie Freehand Selections z paska narzędzi.
  6. Ręcznie narysuj obwód widocznego wrzodu na obrazie.
  7. Otwórz menu Analizuj i wybierz Mierz, aby obliczyć obszar w obrębie śledzonego obwodu.
  8. Zapisz zmierzony obszar w milimetrach kwadratowych dla każdej myszy w każdym punkcie czasowym.
    UWAGA: Eksperyment można na tym etapie przerwać. Myszy są wracane do klatek na dalszy monitoring aż do następnego punktu obserwacji lub punktu końcowego.

5. Zbieranie tkanek i ilościowa ilościowa analiza obciążenia bakteryjnego

  1. Uśpienie myszy w końcu eksperymentalnym za pomocą inhalacji dwutlenkiem węgla, a następnie zwichnięcia szyjki macicy, metody zatwierdzonej przez IACUC Uniwersytetu Marshalla.
  2. Używając sterylnych nożyczek chirurgicznych i kleszczy, aseptycznie wyciąć całą zmianę oraz minimalną ilość otaczającej tkanki. Upewnij się, że wycięcie obejmuje pełną grubość skóry oraz tkankę podskórną, zazwyczaj sięgającą do, ale nie obejmującą warstwę mięśniową, chyba że infekcja wyraźnie przeniknęła do powięzi mięśniowej.
  3. Przenieś tkankę do wcześniej zważonej, sterylnej rurki mikrowirówki o pojemności 2 mL z nakrętką, zawierającą 1 ml sterylnego PBS oraz dwie sterylne kulki ze stali nierdzewnej o średnicy 2,8 mm.
  4. Zapisz wagę tkanki.
  5. Ujednolicaj tkankę za pomocą mechanicznego homogenizatora ustawionego na 6,5 m/s przez 60 s.
  6. Umieść tubkę na lodzie na 5 minut, aby zapobiec przegrzaniu.
  7. Ujednolicz tkankę na drugi cykl 60 sekund przy prędkości 6,5 m/s.
  8. Przygotuj seriowe 10-krotne rozcieńczenia ujednoliconej tkanki w płytkach z 96 dołkami, używając jałowego PBS jako rozcieńczalnika. Na płytki agarowe przyłóż 5 μL każdej rozcieńczeni.
  9. Inkubuj płytki beztlenowo w temperaturze 37 °C przez 24-48 godzin. Na przykład umieść talerze w szczelnie zamkniętym słoiku z saszetką generatora gazu beztlenowego i wskaźnikiem beztlenowym.
  10. Policz kolonie na tablicach z 30-300 koloniami. Oblicz jednostki tworzące kolonie na mL (CFU/mL) ujednoliconej tkanki.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Model podskórnego zakażenia myszy dla S. pyogenes konsekwentnie generuje miejscowy, postępujący martwiczy wrzód, umożliwiając jednoczesną ilościową ilościową ilościę obciążenia bakteryjnego i patologii tkanek. Reprezentatywne wyniki tego ustandaryzowanego protokołu są następujące.

Grupy eksperymentalne zazwyczaj składają się z 6-10 myszy, aby zapewnić wystarczającą moc statystyczną (np. 80-90%) do wykrywania istotnych różnic w wielkości zmian i obciążeniu bakteryjnymi, na podstawie wc...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Model martwiczej infekcji skóry myszy S. pyogenes opisany tutaj stanowi solidny i powtarzalny system do rozkładania mechanizmów leżących u podstaw ciężkiej infekcji tkanek miękkich. Jego główną wartością jest zdolność do oddzielenia obciążenia bakteryjnego od patologii tkanek, umożliwiając mechanistyczne badania tego, jak czynniki gospodarza i patogenu niezależnie przyczyniają się do postępu choroby. To rozróżnienie jest szczególnie istotne w zakażeniu S. pyogenes , gdzie nasilenie martwiczego zapalenia...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak konkurencyjnych interesów.

Podziękowania

Prace te były wspierane przez Marshall University Startup Fund oraz grant WV Clinical and Translational Science Institute Bench-to-Bedside (U54GM104942) dla WX. Granty National Institutes of Health R21 AI163825 (dla MGC). Dziękujemy dr Jill Khan (MA, DVM, MPH, DACLAM), DYREKTOR Marshall University Animal Resource Facility, oraz dr Monice Valentovic (PhD), przewodniczącej IACUC, za krytyczną recenzję tego manuskryptu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
1 mL strzykawkiBD309628Do podskórnego zastrzyku
Igła 28-GBD305109Do podskórnego zastrzyku
Bakteryjny hemocytometr / komora liczącaHausser Scientific02-671-6Do liczenia bakterii przed inokulacją
BD BBL GasPak EZ Anaerobic Container SystemBecton, Dickinson and Company (BD)260001Dla inkubacji beztlenowej
Myszy C57BL/6JLaboratorium Jacksona6648-12 tygodni
Zbiornik na dwutlenek węgla (CO2)Lokalny dostawcaNie maDla eutanazji
Kubek-Rog Sonicator   (np. Q700)Qsonica431C2Do standaryzacji długości łańcucha bakterii
Aparat cyfrowyNie maNie maDo obrazowania zmian
Elektryczne maszynkiWahlnp. 8655-200Do golenia myszy na bok
Homogenizator FastPrep-24MP Biomedicals116005500Dla ujednolicania tkanek
Oprogramowanie ImageJNarodowe Instytuty Zdrowia (NIH)Nie mahttps://imagej.nih.gov/ij/
IzofluranBaxter1001936060Do znieczulenia
System znieczulenia izofluranowego  (Izba i Vaporizer)VetEquip lub podobnyNie maDo znieczulenia myszy
PeptoneBecton, Dickinson and Company (BD)211677Do przygotowania medium C
Sól fizjologiczna z buforem fosforanowym (PBS)Gibco10010023Bezpłodny, pH 7,4
Szczep S. pyogenes HSC5Laboratorium CaparonIzolat kliniczny M1T1
Myszy SKH1Laboratoria Charles River4778-12 tygodni, bez włosów
Koraliki ze stali nierdzewnej, 2,8 mmUniversal MedicalD1133-28Sterylność
Sterylne nożyczki chirurgiczne i kleszczeFine Science Tools lub podobneNie maDo zbierania tkanek aseptycznych
Bulion Todda HewittaBecton, Dickinson and Company (BD)249240Dla subkultury bakteryjnej
Ekstrakt drożdżowy   (dla medium C)Becton, Dickinson and Company (BD)212750Do przygotowania medium C (tak samo jak do suplementu bulionu)

Bibliografia

  1. Hakkarainen, T. W., Kopari, N. M., Pham, T. N., Evans, H. L. Necrotizing soft tissue infections: review and current concepts in treatment, systems of care, and outcomes. Curr Probl Surg. 51 (8), 344-362 (2014).
  2. Brouwer, S., et al. Pathogenesis, epidemiology and control of Group A Streptococcus infection. Nat Rev Microbiol. 21 (7), 431-447 (2023).
  3. Cunningham, M. W. Pathogenesis of group A streptococcal infections and their sequelae. Adv Exp Med Biol. 609, 29-42 (2008).
  4. Henningham, A., Barnett, T. C., Maamary, P. G., Walker, M. J. Pathogenesis of group A streptococcal infections. Discov Med. 13 (72), 329-342 (2012).
  5. Pancholi, V., Caparon, M. Streptococcus pyogenes Metabolism. Streptococcus pyogenes: Basic Biology to Clinical Manifestations. , University of Oklahoma Health Sciences Center. Oklahoma City. (2022).
  6. Ravins, M., et al. Murine soft tissue infection model to study Group A Streptococcus (GAS) pathogenesis in necrotizing fasciitis. Methods Mol Biol. 2427, 185-200 (2022).
  7. Benavides, F., Oberyszyn, T. M., VanBuskirk, A. M., Reeve, V. E., Kusewitt, D. F. The hairless mouse in skin research. J Dermatol Sci. 53 (1), 10-18 (2009).
  8. Cusumano, Z. T., Watson, M. E. Jr, Caparon, M. G. Streptococcus pyogenes arginine and citrulline catabolism promotes infection and modulates innate immunity. Infect Immun. 82 (1), 233-242 (2014).
  9. Chella Krishnan, K., et al. Genetic architecture of Group A streptococcal necrotizing soft tissue infections in the mouse. PLoS Pathog. 12 (10), e1005732(2016).
  10. Pato, C., Melo-Cristino, J., Ramirez, M., Friaes, A. Portuguese Group for the Study of Streptococcal, I. Streptococcus pyogenes causing skin and soft tissue infections are enriched in the recently emerged emm89 clade 3 and are not associated with abrogation of CovRS. Front Microbiol. 9, 2372(2018).
  11. Port, G. C., Paluscio, E., Caparon, M. G. Complete genome sequence of emm type 14 Streptococcus pyogenes strain HSC5. Genome Announc. 1 (6), e00612-e00613 (2013).
  12. Le Breton, Y., et al. Genome-wide discovery of novel M1T1 group A streptococcal determinants important for fitness and virulence during soft-tissue infection. PLoS Pathog. 13 (8), e1006584(2017).
  13. Bergsten, H., Nizet, V. The intricate pathogenicity of Group A Streptococcus: a comprehensive update. Virulence. 15 (1), 2412745(2024).
  14. Watson, M. E. Jr, Neely, M. N., Caparon, M. G. Animal Models of Streptococcus pyogenes Infection. Streptococcus pyogenes: Basic Biology to Clinical Manifestations. , University of Oklahoma Health Sciences Center. Oklahoma City. (2022).
  15. Xu, W., et al. Reprogramming aerobic metabolism mitigates Streptococcus pyogenes tissue damage in a mouse necrotizing skin infection model. Nat Commun. 16, 2559(2025).
  16. Merriman, J. A., Xu, W., Caparon, M. G. Central carbon flux controls growth/damage balance for Streptococcus pyogenes. PLoS Pathog. 19 (5), e1011481(2023).
  17. Zou, Z., et al. Dihydrothiazolo ring-fused 2-pyridone antimicrobial compounds treat Streptococcus pyogenes skin and soft tissue infection. Sci Adv. 10 (13), eadn7979(2024).
  18. Stevens, D. L., Bryant, A. E. Impetigo, Erysipelas and Cellulitis. Streptococcus pyogenes: Basic Biology to Clinical Manifestations. , University of Oklahoma Health Sciences Center. Oklahoma City. (2022).
  19. Mania, A., et al. Invasive group A streptococcal infections as a consequence of coexisting or previous viral infection in the post-COVID-19 pandemic period. J Infect Public Health. 18, 102622(2025).
  20. Stevens, D. L., Bryant, A. E. Severe Group A Streptococcal Infections. Streptococcus pyogenes: Basic Biology to Clinical Manifestations. , University of Oklahoma Health Sciences Center. Oklahoma City. (2016).
  21. Thacharodi, A., et al. The burden of group A Streptococcus (GAS) infections: the challenge continues in the twenty-first century. iScience. 28, 111677(2025).
  22. Qu, G., et al. Comparing mouse and human tissue-resident γδ T cells. Front Immunol. 13, 891687(2022).
  23. Proft, T., Fraser, J. D. Streptococcal Superantigens: Biological Properties and Potential Role in Disease. treptococcus pyogenes: Basic Biology to Clinical Manifestations. , University of Oklahoma Health Sciences Center. Oklahoma City. (2022).
  24. McArthur, J. D., Cook, S. M., Venturini, C., Walker, M. J. The role of streptokinase as a virulence determinant of Streptococcus pyogenes-potential for therapeutic targeting. Curr Drug Targets. 13 (3), 297-307 (2012).
  25. Barnett, T. C., et al. Streptococcal toxins: role in pathogenesis and disease. Cell Microbiol. 17 (12), 1721-1741 (2015).
  26. Ghosh, J., Anderson, P. J., Chandrasekaran, S., Caparon, M. G. Characterization of Streptococcus pyogenes beta-NAD+ glycohydrolase: re-evaluation of enzymatic properties associated with pathogenesis. J Biol Chem. 285 (8), 5683-5694 (2010).
  27. Ghosh, J., Caparon, M. G. Specificity of Streptococcus pyogenes NAD(+) glycohydrolase in cytolysin-mediated translocation. Mol Microbiol. 62 (5), 1203-1214 (2006).
  28. Vega, L. A., Caparon, M. G. Cationic antimicrobial peptides disrupt the Streptococcus pyogenes ExPortal. Mol Microbiol. 85 (6), 1119-1132 (2012).
  29. Mozola, C. C., Magassa, N., Caparon, M. G. A novel cholesterol-insensitive mode of membrane binding promotes cytolysin-mediated translocation by Streptolysin O. Mol Microbiol. 94 (3), 675-687 (2014).
  30. Meehl, M. A., Caparon, M. G. Specificity of streptolysin O in cytolysin-mediated translocation. Mol Microbiol. 52 (6), 1665-1676 (2004).
  31. Hollands, A., et al. Genetic switch to hypervirulence reduces colonization phenotypes of the globally disseminated Group A Streptococcus M1T1 clone. J Infect Dis. 202 (1), 11-19 (2010).
  32. Xu, W., et al. Host cysteine proteases promote the severity of catheter-associated urinary tract infection and kidney fibrosis. mBio. 16 (11), e0216125(2025).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Zaka enie podsk rnereplikacja bakteryjnauszkodzenie tkanekrozw j zmianyadunek bakteryjnyhomogenizacja tkanekobrazowanie cyfrowe
Film wkrótce dostępny
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.