Artykuł metodologiczny

Ustalenie i analiza ostrego odrzucenia wywołanego przeciwciałami w przeszczepach serca myszego

273 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/70191

⸱

13 lutego 2026

 ,  ,  ,  ,  , 
1Organ Transplantation Research Institution, Division of Kidney Transplantation, Department of Surgery, The Third Affiliated Hospital of Sun Yat-sen University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Badanie to ustanowiło praktyczny model myszy ostrego odrzucenia pośredniczonego przeciwciałami po przeszczepie serca, charakteryzujący się silną produkcją DSA, typowymi zmianami patologicznymi i umiarkowanym przeżywalstwem przeszczepu.

Streszczenie

Głównym czynnikiem przyczyniającym się do niewydolności przeszczepu u biorców serca jest odrzucenie za pomocą przeciwciał (AMR). Model AMR na myszy służy więc jako kluczowe narzędzie do rozszyfrowania jego mechanizmów podstawowych i wspierania rozwoju innowacyjnych terapii. W tym badaniu myszy biorce podzielono na trzy grupy: nieuwrażliwione (NS), przeduczulone (PS) oraz preuwrażliwione leczeniem cyklosporyną A (PS + CsA). Grupa NS, która wykazała średnie przeżycie przeszczepu alolowego na poziomie 6,8 ± 0,7 dnia, nie wykazała wzrostu poziomu DSA w surowicy ani negatywnego barwienia C4d w ciągu czterech dni po przeszczepie serca (CT), co sugeruje patologię zdominowaną przez ostre odrzucenie komórkowe. Badanie to ustanowiło ostry model AMR poprzez presensytyzację biorców na przeszczep skóry (ST) na tydzień przed tomografią komputerową, co zapobiega aktywacji układu odpornościowego. To podejście skutecznie wywołało ciężki fenotyp AMR, o czym świadczy krótkie przeżycie przeszczepu 2,8 ± 0,4 dnia, znaczący wzrost poziomu DSA-IgG po ST i CT oraz wczesne objawy patologiczne zapalenia naczyń i rozległe odkładanie C4d w ciągu 12 godzin od tomografii. Niemniej jednak skrajna surowość tego modelu ogranicza jego szersze zastosowanie. Aby zminimalizować jednoczesną aktywację limfocytów T wywołaną przez ST i ustalić bardziej specyficzny model ostrego AMR, badanie to podawało cyklosporynę A. W konsekwencji grupa PS + CsA wykazała czas przeżycia przeszczepu na poziomie 5,2 ± 0,4 dnia. Poziomy DSA-IgG w surowicy były istotnie podwyższone do 7. dnia po ST i utrzymywały się na wysokim poziomie w ciągu pięciu dni po tomografii. Ocena patologiczna drugiego dnia po tomografii komputerowej potwierdziła istotne zapalenie naczyń i odstawienie C4d, co łącznie spełnia kryteria diagnostyczne dla umiarkowanie ciężkiego ostrego AMR. Podsumowując, badanie to ustanowiło wysoce praktyczny i przekładalny myszy model ostrej AMR po tomografii, zdefiniowany przez silną produkcję DSA, charakterystyczne zmiany patologiczne oraz umiarkowane przeżycie przeszczepu.

Wprowadzenie

Przeszczep serca (CT) pozostaje złotym standardem terapii w końcowym stadium chorób serca1. Chociaż mediana przeżycia po przeszczepie obecnie przekracza 13 lat, długotrwała niewydolność przeszczepu pozostaje nieunikniona2. Odrzucenie podlegane przeciwciałom (AMR) jest głównym czynnikiem opóźnionej utraty przeszczepu po tomografii3. Badania wykazały, że częstość utraty przeszczepu z powodu AMR przewyższa ryzyko odrzucenia wywołanego limfocytami T, a ryzyko niepowodzenia przeszczepu w późnym stadium AMR jest około dwukrotnie wyższe niż we wczesnym AMR 4,5. Dlatego wczesne rozpoznanie i terminowa interwencja w leczeniu AMR są kluczowe dla poprawy przeżywalności przeszczepu.

AMR jest napędzane przez przeciwciała specyficzne dla dawcy (DSA), które powodują niewydolność przeszczepu poprzez aktywację komplementu, stan zapalny naczyń oraz uszkodzenie niedokrwienne6. Wiązanie DSA z śródbłonkiem naczyniowym inicjuje uszkodzenia śródbłonka, sprzyja zakrzepicy oraz wywołuje zarówno ostre, jak i przewlekłe reakcje zapalne. Główne mechanizmy uszkodzenia pośredniczonego przez DSA obejmują cytotoksyczność zależną od komplementu oraz szlaki cytotoksyczności komórkowej zależne od przeciwciał7. Chociaż opracowano terapie celowane, takie jak przeciwciało przeciw C5 – eculizumab oraz czynnik wyczerpujący komórki B rytuksymab, wyniki kliniczne w zaawansowanym stadium AMR pozostają niezadowalające: 7,8,9. Dlatego dalsze badania mechanistyczne z wykorzystaniem ostrych modeli zwierzęcych są niezbędne, aby lepiej zrozumieć postęp choroby i zidentyfikować nowe cele terapeutyczne.

Model heterotopowej tomografii myszy z naczyniami naczyniowymi jest dobrze ugruntowaną platformą do badania tomografii, szczególnie w przypadku urazów niedokrwieniowo-reperfuzjowych i odrzuceń 10,11,12. Funkcja przeszczepu jest zazwyczaj monitorowana przez codzienne badanie intensywności bicia serca w jamie brzusznej, co odzwierciedla stan funkcjonalny i definiuje niewydolność przeszczepu13. Jednak konwencjonalne modele często nie wykrywają wystąpienia AMR krótko po przeszczepieniu i dlatego wymagają wstępnej uwrażliwienia, aby wywołać powstanie DSA i wywołać ostre AMR. Ponadto szczepy myszy różnią się reakcją immunologiczną; na przykład myszy C57BL/6 wykazują silniejszą aktywację komplementu, podczas gdy myszy BALB/c preferują odpowiedzi zniekształcone względem Th214,15. W konsekwencji zarówno strategia presensytyzacji, jak i wybór szczepu odbiorcy są kluczowymi czynnikami decydującym o wydajności modelu.

W poprzednich badaniach zespół ten wykorzystywał różne szczepy szczurów do przeszczepu nerek po przeszczepie skóry (ST), opracował model AMR i analizował jego cechy, gromadząc znaczne doświadczenia 16,17,18. W 2021 roku zespół ten opracował także ostry model AMR indukowany ST w tomografii komputerowej do badań podstawowych, który wykazał dużą stabilność19. W przeciwieństwie do stosunkowo nieefektywnej presensytyzacji przez allogeneiczne przetaczenie krwi20 czy bardziej złożonej i czasochłonnej infuzji limfocytów śledziony21, ST oferuje solidny, stabilny i prostszy protokół sensytyzacji. Model ten umożliwia wczesne wykrywanie podwyższonych poziomów DSA w surowicy po przeszczepie oraz obserwowalnego uszkodzenia przeszczepu z powodu ostrego AMR, co czyni go szczególnie odpowiednim do badań interwencyjnych nad ostrym AMR. Jednak ostry AMR wywołany ST jest zazwyczaj ciężki, powodując znaczne uszkodzenia tkanek, które często maskują postęp przewlekłego urazu. Celem niniejszego badania jest dalsze szczegółowe opisanie metodologii i procedur użytych do ustalenia tego trybu, analiza cech immunologicznych i patologicznych modelu oraz podsumowanie doświadczeń praktycznych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach przeprowadzano w ścisłej zgodności z przepisami dotyczącymi zarządzania zwierzętami eksperymentalnymi Guangdong, Deklaracją Helsińską oraz zasadami 3R. Protokół eksperymentalny został zatwierdzony przez Komitet Guangzhou Jennio Biotech Co., Ltd. (numer zatwierdzenia JENNIO-IACUC-2024-A027). Samce myszy Balb/c i C57BL/6 (6-8 tygodni, ważące 20-25 g), wszystkie specyficzne klasy wolne od patogenów (SPF), zostały pozyskane z komercyjnego źródła. Odczynniki i sprzęt użyty w tym badaniu są szczegółowo opisane w Tabeli Materiałów.

1. Przygotowanie zwierząt

  1. Umieść mysz klasy SPF w odpowiednim systemie obiektów zwierzęcych.
  2. Podziel myszy na trzy grupy eksperymentalne, jak opisano na Rysunku 1
    1. Grupa niewrażliwa (NS): Używaj myszy Balb/c jako dawców oraz myszy C57BL/6 jako odbiorców tomografii.
    2. Grupa presensytyzowana (PS): Używaj myszy Balb/c jako dawców oraz myszy C57BL/6 jako odbiorców ST, a tydzień później CT.
    3. Grupa A z presensytyzmem + cyklosporyną (PS + CsA): Używaj myszy Balb/c jako dawców i myszy C57BL/6 jako odbiorców ST, a tydzień później CT. Od dnia ST wstrzykuj myszom biorce podskórnie CsA w dawce 2 mg/(kg·d) aż do niepowodzenia przeszczepu lub pobrania próbki graftu.

2. Przygotowanie przedoperacyjne

  1. Upewnij się, że myszy dawcy nie są pozbawione jedzenia ani wody przed operacją, podczas gdy biorce są na czczo przez 8 godzin, ale nie pozbawione wody.
  2. Znieczulenie
    1. Umieść mysz w komorze indukcyjnej znieczulenia (stężenie izofluranu: 3%-4%; Przepływ: 300-500 mL/min) (zgodnie z zatwierdzonymi protokołami instytucjonalnymi). Potrząśnij komorą indukcyjną, aby sprawdzić, czy zwierzę jest całkowicie znieczulone.
      UWAGA: Jeśli zwierzę zostanie przewrócone na bok i nie spróbuje wrócić do pozycji leżącej, oznacza to całkowite znieczulenie.
    2. Po regulacji stężenia utrzymania na platformie chirurgicznej wyjmij mysz z komory indukcyjnej, umieść jej nos w masce znieczulliwej (stężenie izofluranu: 1,0%-2,5%; Przepływ: 100-200 mL/min), oraz sprawdzić, czy mysz jest całkowicie znieczulona (naciśnij palcem łapę lub ogon; jeśli nie ma reakcji, oznacza to pełne znieczulenie).

3. Presensytyzacja poprzez ST (dla grup 2 i 3)

  1. Pobieranie skóry z ogona dawcy
    1. Dezynfekuj skórę ogona znieczulonych myszy dawcy alkoholem w 75%.
    2. Użyj skalpela, aby amputować ogon (w dalszej 1/3), mocuj kikut kleszczemi w lewej ręce, a skalpelem w prawej ręce przeciąć skórę między żyłami ogonowymi, odsłaniając białe ścięgno pod spodem. Następnie przymocuj kość ogonową kleszczami, użyj zakrzywionych kleszczy, aby zacisnąć skórę w miejscu nacięcia i ostrożnie ją zdejmować.
    3. Umieść oderwaną skórę w zlewce z sterylną, lodowato zimną solą fizjologiczną, tak, aby tkanka była skierowana w dół. Wytnij kawałek skóry o długości 1,0 cm × 1,0 cm na późniejsze użycie.
  2. Krzyż biorcobiorcy grzbietowy
    1. Ogol sierść z grzbietu uśpionych myszy przyjmujących je za pomocą maszynki do strzyżenia, zdezynfekuj alkoholem 75% i załóż sterylną zasłonę.
    2. Użyj skalpela, aby naciąć skórę, chwycić krawędzie skóry za pomocą ząbkowanych kleszczy i odciąć kawałek skóry nieco większy niż 1,0 cm × 1,0 cm nożyczkami tkankowymi, aby stworzyć łożysko przeszczepu.
    3. Umieść przeszczep skóry myszy dawcy na łóżku przeszczepu tak, że tkanka jest skierowana do dołu. Po przycięciu przeszczepu zszyj skórę dawcy do skóry biorcy pod mikroskopem za pomocą 8-0 nić nylonowa, zapewniająca równomierne ułożenie skóry dawcy na łóżku przeszczepu.
    4. Okryj ranę sterylnym opatrunkiem klejącym i umieść mysz w klatce po odzyskaniu przytomności.

4. Tomografia komputerowa

  1. Pobieranie serca dawcy
    1. Ogol sierść z klatki piersiowej i odwłoka znieczulonych myszy dawcy za pomocą maszynki do strzyżenia włosów, zdezynfekuj alkoholem 75% i załóż sterylną zasłonę.
    2. Wykonaj nacięcie środkowe brzucha skalpelem, odsłaniając górny segment żyły głównej dolnej i wstrzyknij 1 ml 50 U/mL heparynizowanej soli fizjologicznej (4 °C) do żyły głównej dolnej za pomocą strzykawki.
    3. Użyj nożyczek do tkanek, aby otworzyć jamę klatki piersiowej i odsłonić serce. Odizoluj aortę wstępującą i przetnij ją przed pierwszą gałęzią; izolować tętnicę płucną i przeciąć ją w miejscu rozgałęzienia; podwiązać żyłę dolną i tkankę łączną przy chlilu płucnym za pomocą szwów 6-0 nieurazowych; Przetnij dalszą tkankę w miejscu podwiązania nożyczkami do tkanek i usuń serce.
    4. Szybko umieść pobrane serce w 2 ml roztworu hipertoniczno-cytrynianowego adeniny (HCA) i przechowuj je w mieszance lodu i wody do późniejszego użycia. Uśpij mysz dawcę metodą zwichnięcia szyjki macicy.
  2. Odbiorca CT
    1. Ogol futro z odwłoka uśpionych myszy biorących za pomocą maszynki do strzyżenia, zdezynfekuj alkoholem 75% i załóż sterylną zasłonę.
    2. Podnieś skórę za pomocą kleszczy ząbkowych i wykonaj nacięcie środkowe w ścianie brzucha od wyrostka keksfoidalnego do podstawy pęcherza za pomocą nożyczek tkankowych. Na obu stronach nacięcia załóż sterylną, wilgotną gazę, aby ją chronić.
    3. Użyj sterylnych patyczków watowych, aby przesunąć pętle jelitowe po prawej stronie nacięcia i owinąć je wilgotną gazą. Po tępym przecięciu otrzewnej odsłonić żyłę główną dolną i aortę brzuszną, podwiązać żyły lędźwiowe i użyć zacisku naczyniowego, aby zatrzymać przepływ krwi do dalszych i bliższych końców aorty i żyły głównej.
    4. Pod mikroskopem użyj mikronożyczek, aby naciąć ścianę żylną o około 2 mm, odpowiadając średnicy tętnicy serca dawcy; Podobnie naciń ścianę tętnicy o 1-2 mm, odpowiadając średnicy aorty serca dawcy w górze.
    5. Weź serce dawcy i wykonaj zespolenie od końca do boku między tętnicą serca dawcy a żyłą dolną biorcy przy użyciu szwów 12-0 nieurazowych. Podobnie wykonaj zespolenie od końca do boku między aortą serca dawcy a aortą brzuszną biorcy (przy wiązaniu ostatniego węzła użyj soli fizjologicznej do wypłukania powietrza z lumenu; przerywanie 4 °C soli fizjologicznej na powierzchnię serca dawcy podczas anastomozy, aby je schłodzić).
    6. Zwolnij zacisk naczyniowy i przywróć dopływ krwi do serca (widoczne jest prawidłowe wypełnienie tętnic wieńcowych, serce robi się różowe, a bicie wraca w ciągu 1-2 minut). Po ponownym włożeniu pętli jelitowych zamknij jamę brzuszną szwami nylonowymi 4-0.
      UWAGA: Jeśli krwawienie wewnątrzoperacyjne przekracza 0,5 mL, podaj prawidłową sól fizjologiczną podskórnie, aby utrzymać objętość płynu.
    7. Po operacji umieść myszy na platformie do ogrzewania 37 °C do monitorowania. Gdy mysz przyjmująca odzyska przytomność, umieść ją z powrotem w klatce mieszkalnej. Mysz wraca do normalnego jedzenia i picia po operacji.

5. Opieka pooperacyjna i monitorowanie

  1. Obserwacja stanu ogólnego
    1. Codziennie obserwuj stan bólu myszy po operacji, niezależnie od tego, czy występuje zmniejszony apetyt, ograniczona aktywność, nadmierne lizanie lub drapanie rany, czy wzrost agresji.
    2. Codziennie obserwuj ranę po operacji, sprawdzając zaczerwienienie, obrzęk, wysięk lub infekcję spiącą. Jeśli to konieczne, oczyść i zdezynfekować ranę.
  2. Obserwacja przeżywalności przeszczepu serca
    1. Zapewnij codzienną obserwację i palpację, aby sprawdzić i rejestrować siłę przeszczepionego serca. W razie potrzeby znieczulaj mysz i wykonaj nacięcie, aby obserwować bicie serca.
      UWAGA: Gdy tętno przeszczepionego serca całkowicie ustaje, jest to rejestrowane jako niewydolność przeszczepu i odnotowywane jest czas przeżycia.

6. Oceny pooperacyjne

  1. Detekcja na poziomie DSA
    1. W grupie NS pobieraj próbki krwi w dniach 0, 4 i 7 po tomografii komputerowej, aby monitorować poziomy DSA po przeszczepie. W grupie PS pobierać próbki w dniach 0, 4 i 7 po ST oraz w dniach 1 i 3 po tomografii, aby ocenić dynamikę DSA po presensytyzacji. W grupie PS+CsA pobierać krew w dniach 0, 4 i 7 po ST oraz w dniach 1, 3 i 5 po tomografii, aby ocenić wpływ CSA na poziomy DSA.
    2. Wirówka całej próbki krwi z myszy biorcy i pobranie surowicy (2000 x g, 10 min, 4 °C); rozcieńcz surowicę 10 razy PBS i inkubuj je z komórkami śledziony myszy dawcy w temperaturze 37 °C przez 30 minut.
    3. Po wirowaniu w temperaturze 350 × g i 4 °C przez 5 minut odrzuć supernatant. Umyj komórki, delikatnie pipetując 1 mL PBS, a następnie powtórz ten krok dwukrotnie po kolejnym wirowaniu w wirówce.
    4. Inkubować komórki przeciwciałem IgG przeciw izotiocyjanianowi fluoresceiny (FITC) oraz przeciwciałem IgM przeciw mysiemu w cyklierytrynie (PE) w temperaturze 4 °C przez 1 godzinę.
    5. Po przemytku komórek PBS ponownie zawiesz je do stężenia 5 × 106 ml (6 ml).
    6. Użyj cytometrii przepływowej do oddzielnego wykrywania dwóch przeciwciał oraz analizy średniej intensywności fluorescencji (MFI) w celu oceny poziomów DSA (IgG, IgM) u myszy biorcy (Ustawienia parametrów: Pobierz 10 000 zdarzeń do analizy. Użyj FSCA zamiast SSCA, aby wykluczyć zanieczyszczenia, a następnie zastosuj FSCA zamiast FSCH gateting, aby usunąć dublety. Uwzględnij ujemną kontrolę i dostosuj napięcie każdego kanału, aby umieścić populację ujemną w zakresie 100-10 1 .
  2. Histopatologiczne badanie przeszczepu serca
    1. Pobieranie graftów po 6 godzinach, 12 godzinach, 1 dniu, 2 dniach, 3 dniach, 4 dniach i 5 dniach po tomografii. Po zebraniu utrwal przeszczepy w 4% paradehydzie, rutynowo osadzaj w parafinie, przekroj i barw hematoksylin-eozyną (H&E). Obserwuj zmiany patologiczne przeszczepów pod mikroskopem świetlnym 400x.
  3. Barwienie C4d
    1. Pociąć próbki osadzone w parafinie na sekcje o pojemności 4 μm, spłaszczyć je w wodzie w temperaturze 42 °C i suszyć w piecu w 60 °C przez 30 minut.
    2. Deparaffinizuj i nawilżaj tkankę, sekwencyjnie używając ksyleny I, ksyleny II, etanolu oraz wody dejonizowanej.
    3. Zanurz fragmenty w roztworze antygenowym EDTA, podgrzej w temperaturze 95-100°C przez około 15 minut i schłodz do temperatury pokojowej.
    4. Inkubuj fragmenty roztworem nadtlenku wodoru 3% w temperaturze pokojowej przez 10-15 minut, aby inaktywować endogenną nadoksydazę.
    5. Rozcieńcz przeciwciała anty-C4d (1:200) rozcieńczającym się przeciwciałami i inkubuj z przekrojami w temperaturze 4 °C przez noc. Po wysybaniu przemyj te fragmenty PBS.
    6. Dodaj odpowiednie przeciwciała wtórne i inkubuj w temperaturze pokojowej przez 30 minut, następnie przemyj PBS.
    7. Dodaj roztwór chromogenu DAB i inkubuj w temperaturze pokojowej przez 30 sekund w celu zabarwienia.
    8. Wykonaj barwienie kontrbarwne hematoksyliną, odsusz etanolem, zanurz w ksylenie i zamontuj żywicą neutralną.
    9. Obserwuj efekty barwienia szczepów pod mikroskopem świetlnym 400x.

7. Analiza statystyczna

  1. Użyj średniej ± odchylenia standardowego, aby przedstawić wszystkie dane.
  2. Do porównań grupowych danych ciągłych z rozkładem normalnym używaj testu t-testu , natomiast testu U Manna-Whitneya stosuj do porównań grupowych danych ciągłych, które nie podążają za rozkładem normalnym.
  3. Do porównania czasu przeżycia przeszczepów serca między grupami wykorzystaj analizę Kaplana-Meiera.
  4. Użyj SPSS w wersji 27.0 do statystycznej analizy wszystkich danych i uznań wartość P <0,05 za statystycznie istotną.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Czas przeżycia przeszczepu serca
Po pomyślnym ustaleniu modelu myszego czas przeżycia szczepów w różnych grupach oceniano za pomocą analizy Kaplana-Meiera. Jak przewidywano, myszy w grupie PS wykazywały istotnie krótsze średnie przeżycie przeszczepów serca w porównaniu do tych z grupy NS (2,8 ± 0,4 dnia vs. 6,8 ± 0,7 dnia, P < 0,01), co można przypisać ostremu AMR. Aby ułatwić przyszłą ocenę strategii terapeutycznych dla ostrej AMR, podano CsA, aby przedłużyć przeżycie po przeszczepie i poszerzyć ok...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Obecnie leczenie zaawansowanego stadium AMR pozostaje nieskuteczne, a wiarygodne metody wczesnej diagnozy nie mają 22,23,24,25. Aby wypełnić tę lukę, badanie to ustanowiło ostry model myszy AMR, który ułatwia badania mechanistyczne. Odbiorcy byli presensytyzowani na ST i podawano im CsA w celu złagodzenia towarzyszącego aTCMR. Analiza patologiczna wykazała, że przeszczepy allotransplantatów w g...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Podziękowania

Badanie to zostało wsparte przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (nr 82200847), Projekt Nauki i Technologii miasta Kanton (nr 2024A03J0765) oraz Fundusz Badań Medycznych Guangdong (nr A2025268).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Przeciwciało monoklonalne przeciw C4DHycult Biotech (Holandia)HP8034Dla immunohistochemii (wykrywanie depozycji komplementowej)
Kompletny zestaw narzędzi mikrochirurgicznychGuangzhou Qihua Medical Equipment Co., Ltd.Wykorzystywany do przeprowadzania operacji przeszczepu serca u myszy
Mikroskop chirurgiczny z ciągłym zoomemBeijing Zhongtian Guangzheng Technology Co., Ltd.TS-39NKWykorzystywany do przeprowadzania operacji przeszczepu serca u myszy
Cyklosporyna ANovartis Pharmaceuticals (Szwajcaria)H20100673Stosowany do hamowania TCMR u myszy biorcących
Przeciwciało FITC przeciwmysie IgGLegenda biografii (USA)406001Wykorzystywane do ilościowej cytometrycznej analizy poziomów DSA-IgG
Cytometr przepływowyBecton Dickinson, USABD FACScaliburWykorzystywane do oceny poziomów DSA w surowicy u myszy biorców
Przeciwciało PE przeciwmysie IgMLegenda biografii (USA)406507Wykorzystywane do cytometrycznej ilościowej analizy poziomów DSA-IgM
System znieczulenia gazowego dla małych zwierzątAnhui Zhenghua Bio-Instrument Equipment Co., Ltd.ZH-MZJWyposażony w izofluran do znieczulenia ogólnego
Zaciski naczyniowe buldogaROBOZ SURGICAL INSTRUMENT CO.RS-5481TStosowany do blokowania przepływu krwi podczas przeszczepu serca

Bibliografia

  1. Zhu, Y., et al. The Stanford experience of heart transplantation over five decades. Eur Heart J. 42 (48), 4934-4943 (2021).
  2. Truby, L. K., et al. Donation after circulatory death in heart transplantation: History, outcomes, clinical challenges, and opportunities to expand the donor pool. J Card Fail. 28 (9), 1456-1463 (2022).
  3. Yalcintas, A., et al. Risk factors of antibody-mediated rejection and predictors of outcome in kidney transplant recipients. Exp Clin Transplant. 18 (Suppl 1), 29-31 (2020).
  4. Everitt, M. D., et al. Clinical outcomes after a biopsy diagnosis of antibody-mediated rejection in pediatric heart transplant recipients. J Heart Lung Transplant. 44 (1), 82-91 (2025).
  5. Fernando, S. C., Polkinghorne, K. R., Lim, W. H., Mulley, W. R. Early versus late acute AMR in kidney transplant recipients - A comparison of treatment approaches and outcomes from the ANZDATA Registry. Transplantation. 107 (11), 2424-2432 (2023).
  6. Reed, E. F., et al. Acute antibody-mediated rejection of cardiac transplants. J Heart Lung Transplant. 25 (2), 153-159 (2006).
  7. Halverson, L. P., Hachem, R. R. Antibody-mediated rejection: Diagnosis and treatment. Clin Chest Med. 44 (1), 95-103 (2023).
  8. Coutance, G., et al. Intermediate-term outcomes of complement inhibition for prevention of antibody-mediated rejection in immunologically high-risk heart allograft recipients. J Heart Lung Transplant. 42 (10), 1464-1468 (2023).
  9. Piñeiro, G. J., et al. plasma exchange and immunoglobulins: An ineffective treatment for chronic active antibody-mediated rejection. BMC Nephrol. 19 (1), 261(2018).
  10. Lu, C., et al. Y4 RNA fragment alleviates myocardial injury in heart transplantation via SNRNP200 to enhance IL-10 mRNA splicing. Mol Ther. 33 (4), 1735-1748 (2025).
  11. Zhao, J., et al. Monotherapy with anti-CD70 antibody causes long-term mouse cardiac allograft acceptance with induction of tolerogenic dendritic cells. Front Immunol. 11, 555996(2021).
  12. Lin, C. M., Gill, R. G., Mehrad, B. The natural killer cell activating receptor, NKG2D, is critical to antibody-dependent chronic rejection in heart transplantation. Am J Transplant. 21 (11), 3550-3560 (2021).
  13. See, H. L. E., et al. Heart transplantation from brain dead donors: A systematic review of animal models. Transplantation. 104 (11), 2272-2289 (2020).
  14. Van Averbeke, V., et al. Host immunity influences the composition of mouse gut microbiota. Front Immunol. 13, 828016(2022).
  15. Leão, A. C., et al. Different responses involving Tfh cells delay parasite-specific antibody production in Trypanosoma cruzi acute experimental models. Front Immunol. 16, 1487317(2025).
  16. Liao, T., et al. In vivo attenuation of antibody-mediated acute renal allograft rejection by ex vivo TGF-β-induced CD4⁺Foxp3⁺ regulatory T cells. Front Immunol. 8, (2017).
  17. Zhao, D., et al. Triptolide inhibits donor-specific antibody production and attenuates mixed antibody-mediated renal allograft injury. Am J Transplant. 18 (5), 1083-1095 (2018).
  18. Zhao, D., et al. Mouse model established by early renal transplantation after skin allograft sensitization mimics clinical antibody-mediated rejection. Front Immunol. 8, 1356(2018).
  19. Ma, M., et al. Blockade of IL-6/IL-6R signaling attenuates acute antibody-mediated rejection in a mouse cardiac transplantation model. Front Immunol. 12, 778359(2021).
  20. Qian, Z., et al. Antibody and complement-mediated injury in transplants following sensitization by allogeneic blood transfusion. Transplantation. 82 (7), 857-864 (2006).
  21. Mang, Y., Zhang, S., Zhao, J., et al. Characteristics of pre-sensitization-related acute antibody-mediated rejection in a rat model of orthotopic liver transplantation. Ann Transl Med. 10 (19), 1066(2022).
  22. Böhmig, G. A., et al. Antibody-mediated rejection - treatment standard. Nephrol Dial Transplant. 40 (8), 1615-1627 (2025).
  23. Massat, M., et al. Do anti-IL-6R blockers have a beneficial effect in the treatment of antibody-mediated rejection resistant to standard therapy after kidney transplantation. Am J Transplant. 21 (4), 1641-1649 (2021).
  24. Nickerson, P. W. Rationale for the IMAGINE study for chronic active antibody-mediated rejection (caAMR) in kidney transplantation. Am J Transplant. 22 (Suppl 4), 38-44 (2022).
  25. Lee, B. T., Fiel, M. I., Schiano, T. D. Antibody-mediated rejection of the liver allograft: An update and a clinico-pathological perspective. J Hepatol. 75 (5), 1203-1216 (2021).
  26. Alegre, M. L., Atkinson, C., Issa, F., Valujskikh, A., Zhang, Z. J. Best practices of heart transplantation in mice. Am J Transplant. 25 (9), 1820-1829 (2025).
  27. Liu, Y., et al. Donor MHC-specific thymus vaccination allows for immunocompatible allotransplantation. Cell Res. 35 (2), 132-144 (2025).
  28. Charmetant, X., et al. Inverted direct allorecognition triggers early donor-specific antibody responses after transplantation. Sci Transl Med. 14 (663), eabg1046(2022).
  29. Ma, N., et al. Targeting TFH cells is a novel approach for donor-specific antibody desensitization of allograft candidates: An in vitro and in vivo study. Haematologica. 109 (4), 1233-1246 (2024).
  30. Charreau, B. Cellular and molecular crosstalk of graft endothelial cells during AMR: Effector functions and mechanisms. Transplantation. 105 (11), e156-e167 (2021).
  31. Nankivell, B. J., P'Ng, C. H., Shingde, M. Glomerular C4d immunoperoxidase in chronic antibody-mediated rejection and transplant glomerulopathy. Kidney Int Rep. 7 (7), 1594-1607 (2022).
  32. Manral, P., Caza, T. N., Storey, A. J., Beck, L. H. Jr, Borza, D. B. The alternative pathway is necessary and sufficient for complement activation by anti-THSD7A autoantibodies, which are predominantly IgG4 in membranous nephropathy. Front Immunol. 13, 952235(2022).
  33. Zarantonello, A., Revel, M., Grunenwald, A., Roumenina, L. T. C3-dependent effector functions of complement. Immunol Rev. 313 (1), 120-138 (2023).
  34. Hubler, F., et al. Discovery and characterization of a new class of C5aR1 antagonists showing in vivo activity. J Med Chem. 67 (5), 4100-4119 (2024).
  35. Luan, D., et al. FOXP3 mRNA profile prognostic of acute T cell-mediated rejection and human kidney allograft survival. Transplantation. 105 (8), 1825-1839 (2021).
  36. Carter, N. M., Pomerantz, J. L. Calcineurin inhibitors target Lck activation in graft-versus-host disease. J Clin Invest. 131 (11), e149934(2021).
  37. Notarantonio, A. B., et al. Differential clinical and immunological impacts of anti-T-lymphocyte globulin (ATLG) vs. anti-thymocyte globulin (ATG) in preventing graft-versus-host disease post-allogeneic hematopoietic stem cell transplantation: A comparative study. Am J Hematol. 100 (4), 626-637 (2025).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Model mysiprze ycie allograftumyszy presensybilizowanecyklosporyna Atransplantacja sk ryDSA IgGdepozycja C4dzapalenie naczy

Powiązane artykuły