Wszystkie operacje farmakologiczne sieci prowadzono zgodnie z Wytycznymi dotyczącymi metod oceny farmakologii sieci. Wszystkie procedury eksperymentalne były wykonywane zgodnie z przepisami zarządzania laboratorium Uniwersytetu Sci-Tech Zhejiang.
Farmakologia sieciowa
Prognoza potencjalnych celów GAS: Kanoniczny SMILES of GAS (PubChem CID: 1150) został pobrany z bazy danych PubChem42. Struktura SMILES została przesłana do bazy danych SwissTargetPrediction (http://www.swisstargetprediction.ch/)43. Parametr gatunkowy został ustawiony na Homo sapiens. Przewidywane cele o wartości prawdopodobieństwa > 0,1 zostały zachowane, aby zmniejszyć liczbę fałszywie pozytywnych prognoz. Wszystkie przewidywane cele białkowe zostały standaryzowane do oficjalnych symboli genów przy użyciu bazy danych UniProt43 (gatunki ograniczone do Homo sapiens), a zduplikowane wpisy zostały usunięte.
Geny związane z AD zostały zebrane z bazy danych GeneCards (https://www.genecards.org/)44,45 oraz bazy OMIM (https://www.omim.org/)46, używając hasła "Alzheimer's disease" jako hasła wyszukiwania. W GeneCards wybierano geny o Wskaźniku Trafności > 10. Cele uzyskane z GeneCards i OMIM zostały połączone, duplikaty usunięte, a nazwy genów standaryzowane za pomocą UniProt.
Przewidywane cele GAS oraz geny związane z AD zostały zaimportowane do platformy online Venny 2.1, aby uzyskać nakładające się cele. Łącznie 52 przecinające się geny (patrz Tabela Uzupełniająca 1) zostały zidentyfikowane jako potencjalne terapeutyczne cele GAS w AD.
52 przecięte cele zostały przesłane do bazy danych STRING (https://string-db.org/)47 do analizy PPI. Gatunek został ustawiony na Homo sapiens, a minimalny wymagany wynik interakcji na 0,4 (średnia pewność). Rozłączone węzły były ukryte. Uzyskane dane interakcji zostały wyeksportowane i zwizualizowane za pomocą oprogramowania Cytoscape (wersja 3.9.1).
Analiza wzbogacenia GO i KEGG: 52 przecinające się cele zostały przesłane do bazy danych Metascape (https://metascape.org/)48 do analiz wzbogacania Gene Ontology (GO) oraz Kyoto Encyclopedia of Genes and Genomes (KEGG). Gatunek został przypisany do Homo sapiens. Kryteria wzbogacania zostały zdefiniowane jako wartość p < 0,01, minimalne nakładanie się ≥ 3 oraz współczynnik wzbogacenia > 1,5. Szlaki KEGG zostały sklasyfikowane według wartości p, a 20 najlepiej wzbogaconych szlaków zostało wybranych do wizualizacji. Wyniki wzbogacania zostały zwizualizowane za pomocą internetowej platformy bioinformatycznej.
Plik struktury białek GSK-3β został pozyskany z bazy danych RCSB PDB. Plik struktury GAS w formacie SDF został pobrany z bazy danych PubChem i następnie przekonwertowany do formatu Mol2 za pomocą oprogramowania GUI Open Babel. Wspomniane powyżej pliki zostały przetworzone za pomocą oprogramowania AutoDock, aby dodać atomy wodoru, usunąć cząsteczki wody i przypisać ładunki. Przetworzone pliki zostały następnie zapisane w formacie PDBQT. Po wykryciu i przetworzeniu wiązań skrętnych w cząsteczkach ligandów, pliki były przechowywane w formacie PDBQT. Najniższą energię wiązania między dwiema cząsteczkami uzyskano poprzez dokowywanie molekularne za pomocą oprogramowania AutoDock Vina. Następnie wyniki dokowania zostały zwizualizowane i przeanalizowane za pomocą PyMOL.
Przygotowanie roztworu bulwarowego
Proszek OA (25 μg) został całkowicie rozpuszczony w 1200 μL 10% dimetylosulfoxidu (DMSO) przygotowanym z solą fizjologiczną z buforem fosforanowym (PBS), aby uzyskać roztwór 25 μM. Roztwór bulwarowy był alicytatowany i przechowywany w temperaturze -80 °C. Przed każdym eksperymentem OA był świeżo rozcieńczany kompletnym Zmodyfikowanym Medium Orła (DMEM) Dulbecco (patrz Tabela materiałów) do pożądanych stężeń roboczych. Proszek gazowy (20 mg) rozpuszczano w 1,4 mL jałowego PBS, filtrowano przez membranę o pojemności 0,22 μm do sterylizacji i przygotowuje się jako roztwór bulwarowy o pojemności 50 mM, przechowywany w temperaturze -20 °C. Przed użyciem roztwór zapasowy rozcieńczono całkowitym DMEM do wskazanych stężeń roboczych.
Konstrukcja modelu komórki AD
Pozyskano i wykorzystano komórki ludzkiego neuroblastoma SH-SY5Y w tym badaniu (patrz Tabela materiałów). Komórki SH-SY5Y zostały indukowane z gradientowymi stężeniami OA (0, 10, 20, 40, 80, 160 nM) odpowiednio przez okresy 12, 24 i 36 godzin, aby ustalić model komórek AD.
Badanie żywotności komórki
Aby określić optymalne stężenie i czas indukcji OA dla modelu komórek AD, komórki SH-SY5Y zostały poddane stężeniom gradientowym OA (0, 10, 20, 40, 80 i 160 nM) przez różne okresy czasowe (12, 24 i 36 godzin), a żywotność komórek oceniono za pomocą testu CCK-849. Komórki SH-SY5Y zostały zasiewane na płytkach 96-dołkowych o gęstości 7,5 × 103 komórek na dołek w 100 μL kompletnego DMEM. Płytki inkubowano w temperaturze 37 °C w nawilżonym inkubatorze z 5% CO₂ przez 24 godziny, aby umożliwić przyczepienie komórek. Po 24 godzinach przywiązywania do każdego odwiertu dodano 100 μL roztworu roboczego OA, aby uzyskać końcowe stężenia 0, 10, 20, 40, 80 i 160 nM, w łącznej objętości 200 μL na odwiert. Grupa kontrolna (CON) otrzymała równą ilość kompletnego DMEM bez OA, natomiast grupa OA otrzymała OA w wskazanych stężeniach. Komórki inkubowano przez 12 h, 24 h, czyli 36 h w standardowych warunkach hodowli. Każde stężenie i punkt czasowy były ustalane za pomocą sześciu odwiertów replikacyjnych. Do korekcji tła zastosowano trzy puste otwory (tylko średnie).
Określenie komórkowego indeksu stresu oksydacyjnego
Komórki SH-SY5Y w fazie wzrostu logarytmicznego zostały zasiadzone do płytki z 6 dołkami. Po zabiegu komórkowym poprzednie medium zostało wyrzucone z odwiertów. Następnie studnie były trzykrotnie myte wstępnie schłodzonym PBS w temperaturze 4 °C. Następnie dodano bufor do lizy komórek, a komórki były lizowane na lodzie według odpowiednich instrukcji zestawu. Zawartość białka w próbkach została ilościowo określona za pomocą zestawu do analizy białek BCA (patrz Tabela materiałów). Działalność T-AOC, SOD, i MDA została określona zgodnie z instrukcjami dołączonymi do odpowiednich zestawów testowych (patrz Tabela materiałów).
Wykrywanie apoptozy komórkowej
Apoptoza komórek została oceniona za pomocą zestawu do podwójnego barwienia Annexin V-FITC/PI (patrz Tabela materiałów) zgodnie z instrukcjami producenta. Krótko zebrano zarówno komórki unoszące, jak i przylegające. Komórki przylegające zostały trawione za pomocą trypsyny bez EDTA, aby uniknąć sztucznego uszkodzenia błon, oraz połączone z komórkami pływającymi. Komórki były myte dwukrotnie zimnym PBS i ponownie zawieszane w 500 μL buforu wiążącego 1× o gęstości 0,5–1 × 106 komórek .
Następnie do każdej próbki dodano 5 μL Annexin V-FITC oraz 5 μL jodku propidium (PI), delikatnie wymieszano i inkubowano w temperaturze pokojowej w ciemności przez 10–20 minut. Próbki umieszczano na lodzie i analizowano w ciągu 1 godziny za pomocą cytometru przepływowego.
Do analizy cytometrycznej przepływu stosowano sterowanie bez barwienia oraz sterowanie pojedynczo barwione (tylko Annexin V-FITC i tylko PI) do ustalania parametrów kompensacyjnych i bramek kwadrantowych. Początkowo zastosowano bramkowanie rozpraszania przód i boczny (FSC/SSC), aby wykluczyć zanieczyszczenia i agregaty komórek. Uzyskano minimum 10 000 zdarzeń na próbkę. Dane zostały przeanalizowane za pomocą oprogramowania FlowJo.
Ilościowa analiza PCR w czasie rzeczywistym (RT-qPCR)
Zgodnie z instrukcjami zawartymi w zestawie do transkrypcji odwrotnej AG, wyekstrahowane RNA poddawano transkrypcji odwrotnej, aby uzyskać komplementarne DNA (cDNA), które następnie zostało rozcieńczone dziesięciokrotnie sterylną wodą, aby służyć jako szablon. System reakcji RT-qPCR został przygotowany zgodnie z protokołem zestawu Green Master Mix (No Rox), a analizę przeprowadzono za pomocą fluorescencyjnego ilościowego instrumentu PCR (patrz Tabela materiałów). Uzyskane wartości Ct zostały przetworzone i przeanalizowane, a poziomy ekspresji genów docelowych obliczono metodą 2-ΔΔCt, gdzie ΔCt oznacza różnicę między wartościami Ct w grupie leczonej a GAPDH, a ΔΔCt to różnicę między wartościami ΔCt w grupie leczonej i kontrolnej. Listę podkładów można znaleźć w Tabeli Uzupełniającej 2.
Analiza Western blottingu
Bufor do lizy komórkowej wraz z inhibitorem proteazy i inhibitorem fosfatazy został połączony w stosunku 100:1:1. Komórki były lizowane, aby wyodrębnić białka komórkowe. Stężenie białka zostało określone za pomocą zestawu do analizy BCA. Białka (20–30 μg na tor) były rozdzielane na żelach 10% SDS-PAGE przy napięciu 80 V dla żelu układającego i 120 V dla żelu rozdzielającego. Białka były przenoszone do membran PVDF (0,45 μm) przy 300 mA przez 90 minut za pomocą transferu mokrego. Błona była zablokowana 5% mlekiem odtłuszczonym w temperaturze pokojowej przez 2 godziny, po czym nastąpiła nocna inkubacja z pierwotnym przeciwciałem (patrz Tabela Materiałów) w temperaturze 4 °C. Po wykubowaniu z przeciwciałem wtórnym w temperaturze pokojowej przez 1 godzinę, błona była myta czterokrotnie TBST przez 5 minut każdy. Pasma były wizualizowane za pomocą odczynników wykrywających zwiększoną chemiluminescencję (ECL) (patrz Tabela materiałów), a detekcję przeprowadzono za pomocą systemu obrazowania żelowego. Wartości w skali szarości zostały przeanalizowane za pomocą oprogramowania ImageJ w celu uzyskania informacji o danych.