Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Cewnikowanie tętnicy przezogon u szczurów pod bezpośrednim wzrokiem: metoda wolna od promieniowania do ustalania modeli zwierzęcych

135 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/70629

⸱

29 maja 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Hepatobiliary Surgery, Department of General Surgery, Beijing Organ Transplant Center, Beijing Chao-Yang Hospital, Capital Medical University, 2Cardiolink Science (Shenzhen) Medical Technology Development Co., Ltd, 3Department of Radiation Oncology, Clinical Oncology School of Fujian Medical University, Fujian Cancer Hospital, 4Medical Research Center, Beijing Institute of Respiratory Medicine and Beijing Chao-Yang Hospital, Capital Medical University

W tym artykule

Podsumowanie

Protokół ten opisuje powtarzalną otwartą, brzuszną technikę chemoembolizacji tętnicy ogonowej u szczurów, umożliwiającą precyzyjne podawanie leków wewnątrztętniczymi, kontrolowaną embolizację wątroby oraz standaryzowaną ocenę terapeutycznych i biologicznych odpowiedzi w modelach raka wątroby.

Streszczenie

Modele guzów wątroby szczurów są niezbędne do badania przeztętniczej chemoembolizacji (TACE), podawania leków oraz biologii nowotworów. Jednak konwencjonalne techniki wykorzystujące dostęp szyjny lub udowy sterowany fluoroskopią często są ograniczone przez wysokie koszty sprzętu, złożoność techniczną oraz skumulowane ryzyko promieniowania dla operatorów. Protokół ten przedstawia alternatywę wolną od promieniowania z wykorzystą otwartą cewnikową tętnicy transtail prowadzoną przez laparotomię. Przedstawiamy kompleksowy, krok po kroku opis zabiegu, zaczynając od znieczulenia standaryzowanego i naświetlenia tętnicy ogonowo-brzusznej (VCA). Sednem techniki jest wykonanie laparotomii środkowej, umożliwiającej bezpośrednią wizualizację anatomii wątroby, co pozwala na precyzyjne przesunięcie mikrocewnika 1,6 Fr do tętnicy wątrobowej (CHA) lub właściwej tętnicy wątrobowej (PHA) za pomocą mikroprzewodu o średnicy 0,014 cala. Nasze badanie walidacyjne na 32 szczurach pokazuje, że ta metoda osiąga wysoki skuteczność techniczny na poziomie 96,9% (31/32) ze średnim czasem zabiegu 22,5 ± 2,3 min. Technika ta zapewnia dostępną, powtarzalną i przejrzystą platformę dla laboratoriów koncentrujących się na lokalnej ocenie terapeutycznej i biologii embolicznej. Ta metoda skutecznie obniża barierę dla tworzenia wysokiej jakości modeli interwencyjnych w środowiskach przedklinicznych, gdzie zaawansowane obrazowanie jest niedostępne.

Wprowadzenie

Techniki podawania przez tętnice są szeroko stosowane w przedklinicznych badaniach nad rakiem wątroby, szczególnie do modelowania chemioembolizacji przeztętnicznej (TACE), miejscowego podawania leków oraz immunoterapii wewnątrztętniczej. Jednak konwencjonalne drogi dostępu naczyniowego u szczurów — w tym kaniulacja tętnic udowych lub szyjnych — są ograniczone przez ograniczenia anatomiczne, kruchość naczyń oraz duże trudności techniczne, co skutkuje zmiennością w wskaźniku powodzenia i powtarzalności 1,2,3,4.

Podejście tętnicy transtail stało się lepszą metodą do tworzenia modeli TACE ze względu na minimalną inwazję i wysoką powtarzalność. Badania Kumagai i in. wykazały, że dostęp do tętnicy transtail umożliwia selektywną cewnikowanie z średnim czasem zabiegu około 9,5 minuty, podkreślając jego wykonalność i stromą krzywą uczenia się, nawet dla operatorów z ograniczonym doświadczeniem mikrochirurgicznym5. Podobnie Hong i in. zgłosili krótszy czas cewnikowania o 6,9 ± 1,4 minuty, co podkreśla skuteczność tej techniki. Zalety obejmują zmniejszenie powikłań, takich jak niedokrwienie mózgu czy niedokrwienie kończyn związane z przyjściem szyjnym lub udowym, dzięki podwójnemu ukrwieniu ogona przez naczynia boczne6.

Jednak stosowanie cyfrowej angiografii subtrakcji (DSA) do kateteryzacji wprowadza znaczne utrudnienia. Po pierwsze, narażenie na promieniowanie stwarza ryzyko zarówno dla operatorów, jak i zwierząt podczas zabiegów fluoroskopowych, co jest szczególnie niepokojące w eksperymentach długoterminowych7. Po drugie, złożoność techniczna cewnikowania prowadzonego przez DSA, w tym konieczność specjalistycznego sprzętu i wiedzy, zwiększa trudność i czas trwania zabiegów.

Natomiast otwarta laparotomia w celu cewnikowania przynosi wyraźne korzyści, przede wszystkim eliminując potrzebę specjalistycznego sprzętu DSA. Ponadto ta metoda zapewnia środowisko proceduralne wolne od promieniowania, skutecznie chroniąc zarówno operatora, jak i zwierzę przed promieniowaniem jonizującym podczas fazy cewnikowania. Ta metoda stanowi praktyczne rozwiązanie dla badań stawiających na szybkie wdrożenie i bezpieczeństwo, szczególnie w środowiskach, gdzie zaawansowane obrazowanie jest niedostępne. Dlatego badania otwartych modeli TACE opartych na laparotomii mogłyby uzupełnić istniejące techniki, ułatwiając szersze zastosowania w badaniach nad rakiem wątroby.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wykonuj wszystkie procedury na zwierzętach zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi dotyczącymi opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych. Upewnij się, że wszystkie kroki chirurgiczne i interwencyjne są zgodne z zatwierdzonymi protokołami dotyczącymi zwierząt.

1. Znieczulenie i przygotowanie przedoperacyjne

  1. Indukuj i utrzymuj znieczulenie.
    1. Indukować znieczulenie przy użyciu 3–5% wdychanego izofluranu w komorze indukcyjnej.
    2. Podawaj dawkę podtrzymującą dootrzewnowną 1% pentobarbitalu sodu w dawce 40 mg/kg.
    3. Nałóż cienką warstwę maści okulistycznej na oba oczy, aby zapobiec wysychaniu rogówki podczas zabiegu chirurgicznego.
  2. Ustaw zwierzę.
    1. Ułóż szczura w pozycji leżącej na platformie chirurgicznej.
    2. Utrzymuj temperaturę ciała na poziomie 37 °C za pomocą termoforu.

2. Odsłonięcie tętnicy ogonowej brzusznej (VCA)

  1. Zrób nacięcie na ogonie.
    1. Zidentyfikuj punkt około 5 cm oddalony od podstawy ogona.
    2. Wykonaj 1,5 cm podłużne nacięcie środkowe na brzusznej powierzchni ogona za pomocą skalpela.
  2. Odsłonić tętnicę.
    1. Wykonaj ostre przecięcie powięzi powierzchniowej, aby odsłonić VCA, znajdującą się około 1 mm pod skórą.
    2. Rozciąć i oddzielić małe żyły towarzyszące, aby całkowicie odsłonić tętnicę.
      UWAGA: Unikaj uszkodzeń gałęzi poprzecznych powstałych w wyniku VCA.

3. Kondycjonowanie naczyń

  1. Zmniejsz skurcz tętnic.
    1. Nałóż żel lidokainowy na odsłonięty VCA.
  2. Załóż dystalny wiąz.
    1. Zawij szew 4-0 wokół dalszego segmentu VCA bez zaciskania, aby ułatwić podniesienie naczyń w kolejnych etapach. Załóż zacisk naczyniowy na bliższą VCA, aby zapobiec krwawieniu podczas nacięcia naczynia (Rysunek 1).

4. Laparotomia i odsłonięcie tętnicy wątrobowej (Rysunek 2 i Rysunek 3)

  1. Wykonaj laparotomię środkową.
    1. Zrób nacięcie o średnicy środka 5 cm poniżej wyrostka keksfoidalnego nożyczkami prostymi.
    2. Otwórz jamę brzuszną i delikatnie unieś wątrobę czaszkowo za pomocą wilgotnego patyczka watowego.
  2. Odsłonić obszar wątroby.
    1. Cofnij jelita w kierunku lewej jamy brzusznej.
    2. Odsłonić wrzasek wątrobowy i zidentyfikować główne struktury naczyniowe (Rysunek 2A).
  3. Przeciągnij anatomię tętniczą.
    1. Rozdzielić aortę brzuszną oraz bifurkację tętnicy wątrobowej (CHA) (Rysunek 3).
    2. Użyj mikrokleszczy, aby delikatnie rozcinać otoczkę okołonaczyniową, unikając bezpośredniej przyczepności naczynia. Odpowiednie odkrycie połączenia między aortą brzuszną a CHA ułatwia szybkie założenie cewnika w kolejnych etapach (Rysunek 2B).
      UWAGA: Dokładne poluzowanie tkanki łącznej okołonaczyniowej na powierzchni CHA zwiększa jej kąt ku górze, ułatwiając płynne przesunięcie przewodu i cewnika do naczynia.

5. Arteriotomia i założenie cewnika

  1. Kontroluj przepływ krwi bliższej do przodu.
    1. Załóż zacisk naczyniowy na bliższy VCA, aby zapobiec krwawieniu.
  2. Wykonaj arteriotomię.
    1. Użyj mikronożyczek, aby wykonać małe poprzeczne nacięcie na VCA.
  3. Włóż przewod prowadzący i mikrocewnik.
    1. Podnieś dystalny VCA za pomocą wstępnie umieszczonego szwu jedwabnego 4-0 (Rysunek 1A).
    2. Włóż mikroprzewod o średnicy 0,014 cala do VCA. Delikatnie przesuwaj mikrocewnik 1,6 Fr nad przewodniczącą. Ułatwić postęp, delikatnie naciągając na dalszy szew VCA, aby wyprostować naczynie. Przesuń cewnik o około 15 cm, aby osiągnąć oś celiakii (Rysunek 1B).

6. Selektywna kanulacja i podawanie leków/embolii

  1. Przesuń cewnik do tętnicy wątrobowej.
    1. Przesuń zespół przewodu prowadzącego z cewnikem w bezpośredniej wizualizacji w kierunku rozgałęzienia między aortą brzuszną a CHA.
    2. Umieść zakrzywione kleszcze pod aortą brzuszną i delikatnie ją unieść. Dostosuj czubek przewodu prowadzącego do rozdzielenia między aortą brzuszną a CHA. Przesuwaj i wysuwaj zespół, koordynując działania z zakrzywionymi kleszczami, aby ułatwić szybkie wejście przewodu prowadzącego do CHA (Rysunek 3A,B).
  2. Potwierdź pozycję i przygotuj się do infuzji.
    1. Kontynuuj przesuwanie przewodu przewodowego–cewnika, aż końcówka cewnika zostanie zobrazowana w PHA przy wrzasie wątrobowym (Rysunek 4).
    2. Wyjmij przewod prowadzący i potwierdź swobodny przepływ krwi przez cewnik, aby zapewnić umieszczenie wewnątrzświatłowego.
  3. Dostawców.
    1. Podłącz zaworek i strzykawkę z piastą cewnika.
    2. Wstrzyknij planowany środek, środek kontrastowy lub zawiesinę emboliczną.
      UWAGA: Stosuj odpowiednie zabezpieczenia i środki ochrony osobistej podczas obsługi leków chemioterapeutycznych lub środków zatorowych.

7. Usunięcie cewnika i zamknięcie rany

  1. Wyjmij cewnik.
    1. Po zakończeniu infuzji ostrożnie wyjmij cewnik.
  2. Związać statek.
    1. Zwiń proximalny VCA za pomocą szwu 4-0 z jedwabiu, aby zapobiec krwawieniu.
  3. Zamknięte nacięcia chirurgiczne.
    1. Zamknąć nacięcie brzucha w dwóch warstwach (mięśniowej i skórnej) za pomocą przerwanych szwów jedwabnych 4-0.
    2. Zamknąć nacięcie na ogonie przerwanymi szwami 4-0.

8. Ponowna interwencja (opcjonalna)

  1. Wykonuj powtarzający się dostęp.
    1. Jeśli wymagane jest powtórzenie TACE, wykonaj nowe nacięcie bliżej podstawy ogona (około 3 cm).
    2. Powtórz kroki od 2 do 7.
      UWAGA: Dodatkowe interwencje powinny być rozmieszczone zgodnie z projektem badania i wytycznymi dotyczącymi dobrostanu zwierząt.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Skuteczność techniczna i bezpieczeństwo protokołu cewnikowania tętnicy transtailowej bez promieniowania oceniono w kohorcie walidacyjnej 32 szczurów, a kluczowe wskaźniki wydajności podsumowano w Tabeli 1. Sukces techniczny, definiowany jako stabilne umieszczenie mikrocewnika w wspólnej tętnicy wątrobowej (CHA), a następnie niezakłócone dostarczanie materiałów zatorowych, osiągnięto u 31 na 32 zwierzęta (96,9%). Średni czas zabiegu, mierzony od początkowego naświetlenia tętnicy brzusznej ogonowej (VCA) d...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Metoda cewnikowania szczurów otwartym brzuchem i przez tętnicę ogonową przedstawiona tutaj stanowi praktyczną i powtarzalną alternatywę dla tradycyjnych modeli TACE, które wymagają fluoroskopowej kontroli. Kilka wcześniejszych badań wykazało TACE u małych zwierząt za pomocą podejść ogonowych, zazwyczaj wykorzystując DSA do kierowania cewnikowaniem i potwierdzania dostępu naczyniowego 1,2,3,4,5.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Żaden autor nie ma konfliktów interesów do ujawnienia.

Podziękowania

Prace te były wspierane przez instytucjonalne wsparcie oraz wsparcie techniczne ze strony ośrodka zwierzęcego. Wsparcie finansowe i materialne dla tego badania zapewniła firma Cardiolink Science (https://www.cardiolink.com.cn/), która dostarczyła przewody interwencyjne, mikrocewniki oraz mikrosfery wypełnione lekami. Dziękujemy również zespołowi technicznemu Cardiolink Science za cenne wskazówki dotyczące procedur interwencyjnych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Mikrokleszcze z tępym końcówką (0,4 mm)Suzhou Shiqiang11001-12
Zakrzywione kleszczeShanghai Medical Instruments (Jinzhong)S110-3
Zastrzyk soli fizjologicznej heparynizowanejJiangsu Wanbang Biochemical Pharmaceutical Group Co., Ltd.H32020612
Zastrzyk jodiksanoluJiangsu Hengrui Pharmaceuticals Co., Ltd.H20103675
IzofluranNauki o życiu z napędem na tylne kołaR510-22
Żel lidokainowyGrupa Farmaceutyczna Shandong Fangming20180322
MikronożyczkiShanghai Medical Instruments (Jinzhong)S320-1
Mikrocewnik (1,6 Fr)Nauka o CardiolinkSS-40-1.6F
Mikroprzewod prowadzący (0,014 cala)Nauka o CardiolinkPGW14-150A
Uchwyt na igłyShanghai Medical Instruments (Jinzhong)S201-1
Mikrosfery PVANauka o CardiolinkVM-20110
Ostrze skalpelaShanghai Medical Instruments (Jinzhong)B102-11
Roztwór pentobarbitalu sodu (1%)Shanghai Pharmaceuticals Holding Co., Ltd.https://www.sphchina.com/
Proste kleszczeShanghai Medical Instruments (Jinzhong)S110-1
Nożyce prosteShanghai Medical Instruments (Jinzhong)S310-1
Szew (4-0) z igłą 3/8 okręguSzanghajskie Jinhuan MedicalJ-40-45
Jednorazowa sterylna strzykawka (1 mL, 2 mL, 5 mL)Jiangsu Zhiyu Medical Instrument Co., Ltd.Z-1022
Szczypce zębateShanghai Medical Instruments (Jinzhong)S112-2
Klipsy naczynioweInstrument chirurgiczny RobozRS-5420

Bibliografia

  1. Kiefer, R. M., et al. Relative initial weight is associated with improved survival without altering tumor latency in a translational rat model of diethylnitrosamine-induced hepatocellular carcinoma and transarterial embolization. J Vasc Interv Radiol. 28, 1043-1050 (2017).
  2. Wang, Y., et al. Comparison of invasive blood pressure measurements from the caudal ventral artery and the femoral artery in male adult SD and Wistar rats. PLoS One. 8, e60625(2013).
  3. Sheu, A. Y., Zhang, Z., Omary, R. A., Larson, A. C. Invasive catheterization of the hepatic artery for preclinical investigation of liver-directed therapies in rodent models of liver cancer. American journal of translational research. 5 (3), 269-278 (2013).
  4. Zhu, G. Y., et al. An experimental study on catheterization in rat's hepatic artery and interventional therapy through carotid artery. Zhonghua Yi Xue Za Zhi. 92 (15), 1066-1069 (2012).
  5. Kumagai, K., Horikawa, M., Yamada, K., Uchida, B. T., Farsad, K. Transtail artery access in rats: a new technique for repeatable selective angiography. J Vasc Interv Radiol. 31 (4), 678-681.e4 (2020).
  6. Hong, X., et al. The establishment of TACE model via transcaudal arterial access in experimental rats with hepatocellular carcinoma. J Intervent Radiol. 32, 1096-1100 (2023).
  7. Rajaraman, P., et al. Incidence and mortality risks for circulatory diseases in US radiologic technologists who worked with fluoroscopically guided interventional procedures, 1994–2008. Occup Environ Med. 73 (1), 21-27 (2016).
  8. Beckert, A., Kloth, C., Kretschmer, A., Schmitz, B., Rosskopf, J. Occupational radiation exposure of radiologic technologists in interventional neuroradiology. Neuroradiology. 67 (11), 3325-3334 (2025).
  9. Qu, H., He, C., Xu, H., Ren, X., Sun, X., et al. Occupational radiation exposure and risk of thyroid cancer: a meta-analysis of cohort studies. Oncol Lett. 28, 437(2024).
  10. Yamada, A., et al. Eye lens radiation dose to nurses during cardiac interventional radiology: an initial study. Diagnostics. 13, 3003(2023).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Kaniulacja t tnicy ogonowejmodele w troby szczuratechnika bez u ycia promieniowaniaotwarta laparotomiawprowadzenie mikrokateterabiologia nowotwor wchemoembolizacja przezt tniczadostarczanie lek wbadania przedkliniczne
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.