Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Wolnokomórkowa in vitro translacja mRNA w Drosophila Lizowaniu

368 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/70844

⸱

12 czerwca 2026

 ,  ,  ,  , 
1mRNA and Cancer Laboratory, Subdirección de Investigación Básica, Instituto Nacional de Cancerología (INCan; National Institute of Cancer), 2Escuela de Medicina y Ciencias de la Salud, Tecnologico de Monterrey, 3Escuela de Ingeniería y Ciencias, Tecnologico de Monterrey

W tym artykule

Podsumowanie

Tu dostarczamy szczegółów dotyczących przygotowania lizatów i przeprowadzania in vitro translacji za pomocą Drosophila zarodków.

Streszczenie

Bezkomórkowa translacja mRNA in vitro odegrała kluczową rolę w zrozumieniu procesu syntezy białka podczas ekspresji genów u eukariontów. Rozwój lizatów z różnych systemów do translacji in vitro był istotny w badaniach nad rolami większości komponentów maszyn translacyjnych i w rozdzielania wielu etapów procesu syntezy białka. Różne aspekty translacji i kontroli translacji zostały przebadane przy użyciu lizatów Drosophila melanogaster. Niniejszy artykuł zawiera szczegółowe protokoły przygotowania syntetycznych szablonów mRNA, hodowli dużych kultur żyjących much, przygotowania lizatów kompetentnych do translacji z zarodków Drosophila oraz przeprowadzania bezkomórkowych reakcji translacji in vitro. Ten protokół jest odpowiedni dla każdego gatunku z rodzaju Drosophila—melanogaster, virilis, pseudoscura, grimshawi, hydei itp. Dodatkowo porównujemy ten protokół z innymi systemami translacji oraz omawiamy ograniczenia, kluczowe kroki i rozwiązywanie problemów. Przedstawiono reprezentatywne wyniki, które pomagają ocenić wydajność i powtarzalność protokołu. Na koniec omawiamy potencjalne zastosowania w biotechnologii i badaniach.

Wprowadzenie

Przez ponad stulecie Drosophila udowodniła, że jest potężnym, genetycznie uchwytnym organizmem modelowym do badania wielu zjawisk biologicznych i cząsteczek, w tym kontroli translacji i maszyn translacyjnych1,2,3,4. Drosophila pozakomórkowa in vitro translacja stała się potężnym narzędziem do badania syntezy białek, ponieważ może naśladować wiele zdarzeń obserwowanych in vivo. Dlatego Drosophila jest idealnym systemem do odkrywania nowych funkcji i cząsteczek wykonujących translację i kontrolę translacji. Wczesne badania ustanowili in vitro, translacyjnie kompetentny system w blisko spokrewnionym z muchówkami stawonogu Artemia salina5 a później w Drosophila hydei6.

Później, lizaty odpowiedzialne na eksogenne mRNA zostały opracowane w Drosophila melanogaster. Większość badań nad Drosophila in vitro translacją przeprowadzano na zarodkach w różnym wieku, choć niektóre wariacje buforu reakcji translacji były używane przez różne grupy badawcze. Dla porównania, różne badane zjawiska i warunki reakcji translacji są wymienione w Tabeli 1. Oprócz zarodków, protokoły dla pozakomórkowej in vitro translacji używającej oocytów Drosophila10,22,23,24,25,26 oraz lizaty z hodowanych komórek Schneider lub Kc również zostały opracowane17,27,28,29,30,31,32 . Opis komponentów potrzebnych do in vitro translacji oraz porównanie lizatów z różnych gatunków są opisane w referencjach33,34.

Chociaż proces translacji mRNA jest zachowany wśród eukariontów, znaczne różnice między taksonami występują głównie na etapie inicjacji translacji, gdzie różne cząsteczki hamujące lub promujące translację działają w sposób specyficzny dla taksonu lub gatunku w trakcie rozwoju35,36. Ten protokół jest bardzo odpowiedni do badania translacji mRNA u owadów przez cały rozwój, dla którego nie można używać lizatów z daleko spokrewnionych Metazoan, w tym komercyjnych lizatów z pszenicy lub królika. Rzeczywiście, ten protokół może naśladować zdarzenia translacji zachodzące podczas embriogenezy, czego nie da się osiągnąć przy użyciu lizatów oocytów23. Do tej pory nie przeprowadzono porównania pomiędzy systemami Drosophila na zarodkach, oocytach i hodowanych komórkach. Dodanie modyfikacji potranslacyjnych do białek syntetyzowanych in vitro jest ograniczeniem tego protokołu w jego obecnym stanie. Co więcej, ta metoda nie daje przygotowawczych ilości białka w porównaniu z metodami produkcji białek rekombinowanych w bakteriach.

Tutaj opisujemy szczegółowe protokoły do rutynowego hodowli dużych kafesów muchówek Drosophila, przygotowywania szablonów syntetycznego mRNA, przygotowywania lizatów kompetentnych do translacji z zarodków i przeprowadzania pozakomórkowych assayów translacji in vitro. Tabela Materiałów przedstawia reagenty wymagane w całym protokole.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1) Budowa szablonu plasmidu dla in vitro transkrypcji

  1. Wybierz plazmidy zawierające 5´ nietranslatowaną sekwencję (UTR), reporter cistron, 3´ UTR i ogon poli(A) poniżej promotora polimerazy RNA T7, T3 lub SP6. Upewnij się, że każda konstrukcja zawiera unikalne miejsce restrykcyjne tuż poniżej ogona poli(A) na linearyzację plazmidu przed transkrypcją (Rysunek 1).
    UWAGA: Wybrane miejsce enzymatycznej restrykcji powinno być starannie dobrane tak, aby miejsce rozpoznania znajdowało się poza sekwencja transkrybowaną lub takie, które pozwala na zakończenie linearyzowanego DNA na A. Ponadto, enzym restrykcyjny powinien pozostawić ostry lub 5' występ w 3' końcu szablonu. Występy 3' mogą prowadzić do aberracyjnych produktów transkrypcji. Jeśli użyty jest enzym z występem 3', fragment powinien być ostrzy przed użyciem.
  2. Weryfikuj wszystkie konstrukcje przez sekwencjonowanie przed użyciem ich jako szablonów dla in vitro transkrypcji.
    UWAGA: Konstrukty reportera luciferase z ogonem poli(A)71 zostały użyte w tym przepływie pracy. Konstrukcje FLuc pochodzą z kasety pLUC12. Informacje o wektorze i zestawie są wymienione w Tabeli Materiałów.

2) In vitro transkrypcja zmapowanej i poliadenylowanej mRNA

  1. Linearyzuj każdą konstrukcję plazmidu używając unikalnego miejsca restrykcyjnego poniżej ogona poli(A) (tutaj KpnI).
  2. Rozdzielaj linearyzowane DNA przez elektroforezę na żelu agarowym 1% przez 1 h przy 100 V.
  3. Wyodrębnij DNA z żelu i sprawdź jego integralność oraz właściwą linearyzację przez identyczną elektroforezę na żelu agarowym.
    UWAGA: Nie jest konieczne czyszczenie linearyzowanego DNA na żelu – jeśli DNA jest całkowicie rozcięte, wystarczy czyszczenie kolumnowe lub ekstrakcja fenolowa/opadnianie w ETOH.
  4. Transkrybuj oczyszczone linearyzowane DNA używając in vitro zestawu transkrypcyjnego zgodnie z instrukcjami producenta. Umieść analog czapki 5´ w reakcji transkrypcyjnej aby ustabilizować RNA i stymulować translację.
    UWAGA: Funkcjonalny analog czapki, taki jak m7G(5′)ppp(5′)G RNA, wspiera ustabilizowanie transkryptu i stymulację translacji. Niefunkcjonalny analog czapki, taki jak G(5′)ppp(5′)A, wspiera ustabilizowanie transkryptu, ale nie stymulację translacji. Ten inhibitor translacji jest używany, gdy bicistroniczne transkrypty są translatowane aby sprawdzić obecność wewnętrznych miejsc wejściowych rybosomu (IRES) sterujących translacją drugiego cistronu7. Aby sprawdzić zależność od ogona poli(A), może on być usunięty w szablonie plazmidu przed wykonaniem transkrypcji.
  5. Traktuj wszystkie reakcje transkrypcji DNase wolną od RNazy aby usunąć szablon DNA po transkrypcji zgodnie z instrukcjami producenta. Wszystkie in vitro zestawy transkrypcyjne zawierają DNase wolną od RNazy.
  6. Oczyść transkrypt przez osadzanie chlorkiem litu lub oczyszczanie RNA na kolumnie zgodnie z instrukcjami producenta.
    UWAGA: Wszystkie in vitro zestawy transkrypcyjne zawierają odczynniki do opadania chlorkiem litu.
  7. Zmierz przez spektroskopię oczyszczony transkrypt i oceń integralność mRNA przez elektroforezę na żelu agarowym 1% przez 1 h przy 100 V.
  8. Porcjuj mRNA i przechowuj w -70 °C do użycia.

3) Rutynowa utrzymanie dużej kultury Drosophila

  1. Użyj odniesienia Drosophila melanogaster szczep dzikich zwierząt Oregon-R.
  2. Przygotuj pokarm dla much według uznane przepisu.
    UWAGA: Autorzy użyli receptury Bloomington Drosophila Stock Center37 jako odniesienia do przygotowania pokarmu. Szczegóły tego przepisu są wymienione w Tabeli 237. Rysunek 2 przedstawia ogólny przepływ od pobrania embrionów przez kwantyfikację aktywności luciferase.
  3. Ustaw sześcian lub cylindryczną klatkę z akrylu o długości około 1 m i średnicy 50 cm.
  4. Zrób około 30 cm średnicę otworu w górnej części klatki i uszczelnij go siatką (Rysunek 3).
  5. Umieść mokrą papier na siatce aby zapewnić wodę dla much i wymieniać mokrą papier co dzień (Rysunek 3).
  6. Trzymaj przednią część klatki otwartą i przykrytą tkanką aby umożliwić dostęp do środka klatki. Umieść akryl na tylnej stronie plastikowej klatki dla much, całkowicie uszczelniony.
  7. Amplifyuj hodowlę much przed pobraniem embrionów i umieść około 1000 młodych much wewnątrz klatki. Utrzymuj klatkę dla much na stałej temperaturze 22-25 °C.
  8. Karm much co dzień płytkami agar-sok owocowy posypany łyżeczką od

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Przeprowadziliśmy reakcje translacji w celu analizy zmienności wydajności pomiędzy sześcioma niezależnymi preparatami lizatów (tj. powtórzeniami biologicznymi) z wykorzystaniem embrionów w wieku od 0 do 12 godzin. Każdy słupek reprezentuje powtórzenie techniczne w trzech kopiach (Rysunek 5). Zaobserwowano podobną wydajność translacji, choć z pewną zmiennością. Porównaliśmy również wydajność translacji w embrionach w różnym wieku. Przebadano zatem lizaty z embrionów w wieku od 0 do 2 h, od 0 ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Drosophila lizaty na potrzeby translacji in vitro bezkomórkowej mogą przynosić wyniki powtarzalne. Embriony w różnym wieku oraz różnice w składzie buforu były wykorzystywane do badania szerokiego zakresu podstawowych zjawisk w syntezie białek i ich maszynerii (Tabela 1). W tym miejscu opisano standardową metodę, która nadaje się dla zarodków każdego wieku do przeprowadzania badań w precyzyjny, ilościowy sposób (Tabela 1). Ten protokół może być potencjalnie przy...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają konfliktów interesów do zadeklarowania.

Podziękowania

N.B.-Á i G.H. były wspierani przez program finansowania wewnętrznego Narodowego Instytutu Onkologii (Instituto Nacional de Cancerología, INCan), Meksyk; D.E.V. jest stypendystą doktorskim programu Secretaría de Ciencia, Humanidades, Tecnología e Innovación (SECIHTI) “Estancias posdoctorales por México para la Formación y Consolidación de las y los Investigadores por México, 2022”. Dziękujemy Fannis Missirlis i Bety Osorio (CINVESTAV, Meksyk) za muchówki.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Aluminum foil sheetReynoldsN/AStandard household aluminum foil; any equivalent commercial brand acceptable.
Amino acids mixturePromegaL4461N/A
Apple cider vinegarHeinzN/ACommercial apple cider vinegar (5% acidity); any equivalent brand acceptable.
Apple or grape fruit juiceJumexN/ACommercial grape juice; or any equivalent commercial brand.
Bacteriological agar Merck/Sigma-Aldrich9002-18-0N/A
Boric acid (H3BO3)Merck/Sigma-AldrichB6768BioReagent, Molecular Biology grade, ≥99.5%, powder; used for preparation of TBE buffer.
Cap: Anti reverse cap (ARCA): 3´-O-Me-m7G(5´)ppp(5´)G RNA cap structureBioLabsS1411SN/A
Cap: m7G(5')ppp(5')G RNA cap structure analogNew England BiolabsS1404SN/A
Cap: Non-functional cap analogue G(5´)ppp(5´)ANew England BiolabsS1406N/A
Centrifuge Tube (15 mL)Corning 430053N/A
Complete, EDTA-free protease inhibitor cocktailRoche11836170001N/A
Creatine phosphokinase from rabbit muscleMerck/Sigma-AldrichC-3755N/A
Creatine phosphoric acid, disodium saltMerck1120A47950N/A
Dehydrated baker´s yeastFleischmann'sN/ACommercial active dry yeast; any equivalent brand acceptable.
Diethyl pyrocarbonate Merck/Sigma-AldrichD575897%(NNR)
DNA Clean & Concentrator-5Zymo ResearchD4004N/A
Drosophila melanogaster wild-type strain Oregon-RBloomington Drosophila Stock Center, Indiana, USAhttps://bdsc.indiana.edu/index.html ; mutant strains of Drosophila melanogaster, as well as wild-type reference strains of other Drosophila species, such as virilis, pseudoscura, grinshawi, hydei, etc. are also provided by this Stock Center.
Ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA)Merck/Sigma-AldrichE9884ACS reagent, 99.4-100.6%, powder; used for preparation of TBE buffer.
HEPESSigmaSLBH4583V99.5%(titration)
Hydrogen peroxide (H2O2)EquateN/ACommercial (~2.5-3.5% hydrogen peroxide solution; any equivalent brand acceptable.
In vitro transcription mMessage mMachine T7, T3, or SP6 KitThermo Fisher ScientificAM1344 and AM1348N/A
KOAc, also termed KCH3COOMerck/Sigma-AldrichSeveralN/A
Lb broth (lennox)Merck/Sigma-AldrichL30221kg 
Luciferase assay systemPromega E1501N/A
MAXIscript T7, T3, or SP6 in vitro transcription KitInvitrogenAM1316 and AM1312N/A
Mg(OAc)2, also termed Mg(CH3COO)2Merck/Sigma-AldrichSeveralN/A
NaCl (sodium chloride)J.T Baker B17W53ACS Reagent
OligonucleotidesAny companyN/ASequence-specific.
Pasive lysis 5X bufferPromegaE1941N/A
Pipet TipsAxygenT-200-Y200 microliters yellow tips.
Pipet TipsAxygenT-1000-B1ml blue tips.
Pipet Tips AxygenT-3000.5-10 microliters clear tips.
Propionic AcidMerck/Sigma-Aldrich79-09-04ACS reagent grade, ≥99.5%, liquid.
PYREX® 5 mL Glass Pestle Tissue Grinder  PYREX®  7724-5N/A
QIAprep spin plasmid miniprep kitQiagen27106N/A
QIAquick gel extraction kitQiagen28704N/A
Rabbit reticulocyte lysate (RRL)Promega L4960N/A
Renilla luciferase (RLuc) assay systemPromega E2820N/A
RNasin ribonuclease inhibitorPromegaN2111AN/A
RNeasy minielute RNA clean up kitQiagen74204N/A
Slide-A-Lyzer Dialysis CassettesThermo Scientific87735 (However, it depends on the molecular size cutoff).N/A
Sodium hypochlorite (bleach)CloroxN/ACommercial bleach (~5-6% NaOCl); any equivalent commercial brand with similar concentration acceptable.
SpermidineMerck85558N/A
Stainless steel sieveN/AN/AAny commercial supplier.
Taq plus precision DNA polymeraseStratagene600211-51N/A
Transfer ribonucleic acid (tRNA) from bovine liver type XIMerck/Sigma-Aldrich9014-25-9 or R4752N/A
Tris (Tris base)IBI ScientificIB70145Molecular biology grade powder; used for preparation of TBE buffer.
Triton X-100SigmaSLBX9437Laboratory Grade
UltraPure AgaroseInvitrogen16500500N/A
Unflavored gelatin powderKnoxN/ACommercial unflavored gelatin powder; any equivalent brand acceptable.
Unrefined cane sugar (piloncillo)N/AN/ACommercial Mexican unrefined whole cane sugar; any equivalent brand acceptable.
Vector: pBluescript SK or KS (+/-)Stratagene200301N/A
Vector: pGEM-T or pGEM-T Easy. Promega

Bibliografia

  1. Marygold SJ, Attrill H, Lasko P. The translation factors of Drosophila melanogaster. Fly (Austin). 2017;11(1):65-74.
  2. Hernández G, Vazquez-Pianzola P. eIF4E as a molecular wildcard in metazoans RNA metabolism. Biol Rev Camb Philos Soc. 2023;98(6):2284-306.
  3. Kong J, Lasko P. Translational control in cellular and developmental processes. Nat Rev Genet. 2012;13(6):383-94.
  4. Bayer LV, Milano SN, Bratu DP. The mRNA dynamics underpinning translational control mechanisms of Drosophila melanogaster oogenesis. Biochem Soc Trans. 2024;52(5):2087-99.
  5. Filipowicz W, et al. A protein binding the methylated 5′-terminal sequence, m7GpppN, of eukaryotic messenger RNA. Proc Natl Acad Sci U S A. 1976;73(5):1559-63.
  6. Sondermeijer PJA, Lubsen NH. Heat-shock peptides in Drosophila hydei and their synthesis in vitro. Eur J Biochem. 1978;88(2):331-9.
  7. Hernández G, Vazquez-Pianzola P, Sierra JM, Rivera-Pomar R. Internal ribosome entry site drives cap-independent translation of reaper and heat shock protein 70 mRNAs in Drosophila embryos. RNA. 2004;10(11):1783-97.
  8. Zapata JM, Martínez MA, Sierra JM. Purification and characterization of eukaryotic polypeptide chain initiation factor 4F from Drosophila melanogaster embryos. J Biol Chem. 1994;269(27):18047-52.
  9. Maroto FG, Sierra JM. Purification and characterization of mRNA cap-binding protein from Drosophila melanogaster embryos. Mol Cell Biol. 1989;9(5):2181-90.
  10. Andrews S, Snowflack DR, Clark IE, Gavis ER. Multiple mechanisms collaborate to repress nanos translation in the Drosophila ovary and embryo. RNA. 2011;17(5):967-77.
  11. Smibert CA, et al. Smaug, a novel and conserved protein, contributes to repression of nanos mRNA translation in vitro. RNA. 1999;5(12):1535-47.
  12. Gebauer F, et al. Translational control of dosage compensation in Drosophila by Sex-lethal: cooperative silencing via the 5′ and 3′ UTRs of msl-2 mRNA is independent of the poly(A) tail. EMBO J. 1999;18(21):6146-54.
  13. Pamudurti NR, et al. Translation of circRNAs. Mol Cell. 2017;66(1):9-21.e7.
  14. Vázquez-Pianzola P, Hernández G, Suter B, Rivera-Pomar R. Different modes of translation for hid, grim and sickle mRNAs in Drosophila. Cell Death Differ. 2007;14(2):286-95.
  15. Hernández G, et al. Two functionally redundant isoforms of Drosophila eIF4B are involved in cap-dependent translation, cell survival and proliferation. Eur J Biochem. 2004;271(14):2923-36.
  16. Hernández G, et al. Functional analysis of the AUG initiator codon context reveals novel conserved sequences that disfavor mRNA translation in eukaryotes. Nucleic Acids Res. 2024;52(3):1064-79.
  17. Tuschl T, et al. Targeted mRNA degradation by double-stranded RNA in vitro. Genes Dev. 1999;13(24):3191-7.
  18. Scott MP, Storti RV, Pardue ML, Rich A. Cell-free protein synthesis in lysates of Drosophila melanogaster cells. Biochemistry. 1979;18(8):1588-94.
  19. Clark IE, Wyckoff D, Gavis ER. Synthesis of the posterior determinant Nanos is spatially restricted by a novel cotranslational regulatory mechanism. Curr Biol. 2000;10(20):1311-4.
  20. Jeske M, et al. Rapid ATP-dependent deadenylation of nanos mRNA in a cell-free system from Drosophila embryos. J Biol Chem. 2006;281(35):25124-33.
  21. Jeske M, Moritz B, Anders A, Wahle E. Smaug assembles an ATP-dependent stable complex repressing nanos mRNA translation at multiple levels. EMBO J. 2011;30(1):90-103.
  22. Castagnetti S, Hentze MW, Ephrussi A, Gebauer F. Control of oskar mRNA translation by Bruno in a novel cell-free system from Drosophila ovaries. Development. 2000;127(5):1063-8.
  23. Gebauer F, Hentze MW. Studying translational control in Drosophila cell-free systems. Methods Enzymol. 2007;429:23-33.
  24. Hernández G, et al. Mextli is a novel eukaryotic translation initiation factor 4E-binding protein that promotes translation in Drosophila melanogaster. Mol Cell Biol. 2013;33(15):2854-64.
  25. Lie YS, Macdonald PM. In vitro translation extracts prepared from Drosophila ovaries and embryos. Biochem Biophys Res Commun. 2000;270(2):473-81.
  26. Peng Y, Gavis ER. The Drosophila hnRNP F/H homolog Glorund recruits dFMRP to inhibit nanos translation elongation. Nucleic Acids Res. 2022;50(12):7067-83.
  27. Sanders MM, Triemer DF, Olsen AS. Regulation of protein synthesis in heat-shocked Drosophila cells: soluble factors control translation in vitro. J Biol Chem. 1986;261(5):2189-96.
  28. Storti RV, Scott MP, Rich A, Pardue ML. Translational control of protein synthesis in response to heat shock in Drosophila melanogaster cells. Cell. 1980;22(3):825-34.
  29. Krüger C, Benecke BJ. In vitro translation of Drosophila heat-shock and non-heat-shock mRNAs in heterologous and homologous cell-free systems. Cell. 1981;23(2):595-603.
  30. Zhao F, Yu CH, Liu Y. Codon usage regulates protein structure and function by affecting translation elongation speed in Drosophila cells. Nucleic Acids Res. 2017;45(14):8484-92.
  31. Roy G, et al. The Drosophila poly(A) binding protein-interacting protein, dPaip2, is a novel effector of cell growth. Mol Cell Biol. 2004;24(3):1143-54.
  32. Wakiyama M, Yokoyama S. Posttranscriptional control of protein synthesis in Drosophila S2 cell-free system. Methods Mol Biol. 2014;1118:257-66.
  33. Spirin AS, Swartz JR. Cell-free protein synthesis systems: historical landmarks, classification, and general methods. In: Spirin AS, Swartz JR, editors. Cell-free protein synthesis. Weinheim: Wiley-VCH; 2008. p. 1-34.
  34. Gregorio NE, Levine MZ, Oza JP. A user’s guide to cell-free protein synthesis. Methods Protoc. 2019;2(1):24.
  35. Hernández G, Altmann M, Lasko P. Origins and evolution of the mechanisms regulating translation initiation in eukaryotes. Trends Biochem Sci. 2010;35(2):63-73.
  36. Hernández G, Proud C, Preiss T, Parsyan A. On the diversification of the translational apparatus across eukaryotes. Comp Funct Genomics. 2012;2012:256848.
  37. Lakovaara S. Malt as a culture medium for Drosophila species. Drosoph Inf Serv. 1969;44:128.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Translacja bezkomórkowatranslacja in vitrosynteza białekaparat translacyjnysyntetyczne matryce mRNAkontrola translacjizarodki Drosophilaprotokół translacji
Wolnokomórkowa in vitro translacja mRNA w Drosophila Lizowaniu
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.