Badanie to ocenia wpływ faz cyklu menstruacyjnego na uwalnianie czynników wzrostu z fibryny bogatopłytkowej (PRF).
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł badawczy
Badanie to ocenia wpływ faz cyklu menstruacyjnego na uwalnianie czynników wzrostu z fibryny bogatopłytkowej (PRF).
Fibryna bogatopłytkowa (PRF) jest szeroko stosowana w chirurgii stomatologicznej do zabiegów regeneracyjnych; jednak zmienność jego biologicznej zawartości pozostaje kluczowym ograniczeniem dla standaryzacji. Celem tego badania było wdrożenie ściśle kontrolowanego eksperymentalnego workflow w celu oceny, jak fazy cyklu menstruacyjnego wpływają na uwalnianie czynników wzrostu z PRF. Próbki krwi żylnej pobrano od 21 zdrowych kobiet w trzech wcześniej określonych fazach menstruacyjnych (miesiączkowa: dni 1–5; pęcherzykowa: dni 6–14; lutealna: dni 15–28), przy czym wszystkie pobrania zostały wykonane w określonym przedziale czasowym (11:00–11:30), aby zminimalizować zmienność okołodobową. Dla każdej fazy przydzielono osobne rurki do kompletnej morfologii, analizy hormonalnej (estrogen, progesteron, hormon folikulostymulujący [FSH] i hormon luteinizujący [LH]) oraz przygotowania PRF. PRF był wytwarzany przez natychmiastową centrifugację w warunkach standaryzowanych (708 × g przez 12 minut; wirnik o stałym kącie, 40°; promień 88 mm; brak antykoagulanta). Zakrzepy zostały zweryfikowane makroskopowo (jednorodna, slastyczna struktura), starannie oddzielone od warstwy czerwonych krwinek i indywidualnie ważone. Aby ustandaryzować uwalnianie czynnika wzrostu, każdy skrzep był inkubowany w podłożu RPMI-1640 z użyciem proporcji wagowej (1 g PRF: 1 mL medium), a następnie kontrolowaną inkubację w temperaturze 37 °C z orbitalnym mieszaniem (100 rpm). Przed analizą zbierano i przechowywano supernatanty w temperaturze -80 °C. Czynniki wzrostu (IGF-1, PDGF, FGF-2, VEGF i TGF-β1) zostały ilościowo zidentyfikowane za pomocą enzymatycznego immunosorbentnego testu (ELISA) w warunkach jednolitego testu. W ramach tego standaryzowanego protokołu poziomy FGF-2 były istotnie wyższe w fazie pęcherzykowej w porównaniu do fazy menstruacyjnej i lutealnej. W tej fazie zaobserwowano umiarkowaną dodatnią korelację między poziomami FGF-2 a estrogenem, podczas gdy nie wykryto statystycznie istotnych różnic dla innych czynników wzrostu. Wyniki te wskazują, że faza cyklu menstruacyjnego może przyczyniać się do zmienności profili czynników wzrostu pochodzących z PRF. Opisany protokół zapewnia powtarzalne ramy minimalizujące zmienność przedanalityczną i analityczną w badaniach PRF. Kliniczne implikacje różnic fazowych wymagają dalszych badań w badaniach obejmujących większe grupy i wyniki leczenia.
Historycznie stosowanie koncentratów płytek krwi rozpoczęło się wraz z opracowaniem klejów fibrynowych i ewoluowało w różne formuły oraz protokoły przygotowawcze. Fibryna bogata w płytki krwi (PRF), po raz pierwszy wprowadzona przez Choukrouna i in. w 2001 roku, to koncentrat płytki drugiej generacji szeroko stosowany w stomatologii1. Ten autologiczny biomateriał jest pozyskiwany przez wirowanie bez antykoagulantów i tworzy matrycę fibrynową wzbogaconą o płytki krwi, leukocyty oraz krążące składniki odpornościowe2. Sieć fibrynowa pełni funkcję rusztowania, które umożliwia stopniowe uwalnianie czynników wzrostu niezbędnych do naprawy i regeneracji tkanek3.
Płytki krwi odgrywają kluczową rolę w gojeniu ran i hemostazie, uwalniając cytokiny i czynniki wzrostu podczas aktywacji4. W PRF proces ten prowadzi do długotrwałego uwalniania kluczowych mediatorów, w tym czynnika wzrostu śródbłonka naczyniowego (VEGF), czynnika wzrostu fibroblastów-2 (FGF-2), czynnika wzrostu pochodzącego z płytek krwi (PDGF), insulinopodobnego czynnika wzrostu (IGF) oraz transformującego czynnika wzrostu-beta1 (TGF-β1)5. Pomimo szerokiego zastosowania klinicznego, wyniki dotyczące skuteczności regeneracyjnej PRF pozostają niespójne w badaniach 3,6. Jednym z głównych źródeł zmienności jest heterogeniczność preparatów PRF, na którą wpływają zarówno czynniki techniczne, jak i biologiczne.
Z metodologicznego punktu widzenia różnice w protokołach wirowania (np. względna siła odśrodkowa, czas trwania, typ wirnika), materiałach rur oraz obsłudze po zbiorze mogą znacząco zmienić architekturę PRF i dystrybucję komórkową7. Ponadto zmienność analityczna — taka jak brak standaryzacji w przetwarzaniu skrzepów, niespójne strategie normalizacji oraz różnice w warunkach inkubacji przed ELISA — może prowadzić do znacznych rozbieżności w zgłaszanych poziomach czynnika wzrostu8. Te niespójności ograniczają porównywalność między badaniami i obniżają wiarygodność translacyjną badań PRF.
Zmienność biologiczna dodatkowo komplikuje interpretację. Naskład PRF 9 wiadomo, że wpływa kilka czynników związanych z pacjentem, w tym wiek, płeć, liczba płytek, szerokość rozkładu płytek krwi (PDW) oraz średnia objętość płytek (MPV). Ponadto wpływy hormonalne, genetyczne i środowiskowe mogą modulować zachowanie płytek krwi oraz uwalnianie cytokin10. Istnieją zarówno bezpośrednie, jak i pośrednie dowody na to, że hormony płciowe wpływają na biologię płytekkrwi 11. Estrogen, w szczególności, wykazuje zwiększanie reakcji płytek krwi na agonistów fizjologicznych oraz zwiększa agregację indukowaną trombiną przez szlaki receptorowe12. Ponieważ poziomy estrogenu wahają się w trakcie cyklu menstruacyjnego, funkcja płytek krwi i związane z nimi wyniki biologiczne również mogą się odpowiednio różnić13. Jednak literatura pozostaje niespójna, niektóre badania odnotowują zwiększoną aktywację płytek, inne wykazują neutralne lub hamujące efekty14.
Biorąc pod uwagę tę połączoną zmienność techniczną i biologiczną, istnieje wyraźna potrzeba metodologicznie kontrolowanych przepływów pracy, które minimalizują przedanalityczne i analityczne błędy przy ocenie czynników wzrostu pochodzących od PRF. W przeciwieństwie do wielu wcześniejszych badań opierających się na pojedynczym pobieraniu próbek w punkcie czasowym, niestandaryzowanym obsłużeniu skrzepów lub nienormalizowanym kwantyfikowaniu czynników wzrostu, niniejsze badanie stosuje protokół pobierania krwi o określonej fazie, kontrolowany czasowo protokół pobierania krwi, stałe parametry wirowania oraz normalizację zakrzepów PRF opartą na masie przed inkubacją i analizą ELISA8. Podejście to ma na celu poprawę powtarzalności i umożliwienie bardziej wiarygodnego porównania uwalniania czynników wzrostu między stanami fizjologicznymi.
Alternatywne podejścia do badań PRF obejmują stosowanie zaawansowanych formuł, takich jak advanced-PRF7 i iniektywne PRF15, poziome systemy wirowania7 lub bezpośrednie implantowanie błony bez analizy ex vivo. Chociaż metody te mogą zwiększyć wydajność komórek lub zastosowanie kliniczne, często wprowadzają dodatkową zmienność w ilościowości czynników wzrostu lub ograniczają zdolność do izolowania konkretnych efektów biologicznych. Dla porównania, obecny workflow stawia na standaryzację analityczną i kontrolowane porównania, co czyni go szczególnie odpowiednim do badania czynników fizjologicznych, takich jak wahania hormonalne.
Proponowany protokół jest najbardziej odpowiedni dla kontrolowanych badań eksperymentalnych lub translacyjnych, mających na celu ilościowe określenie uwalniania czynnika wzrostu w warunkach standaryzowanych. Może być mniej przydatny w środowiskach skupionych wyłącznie na wynikach klinicznych, uproszczonym przygotowaniu przy fotelu lub w badaniach, gdzie wymagane jest natychmiastowe złożenie wniosku o PRF bez przetwarzania. Naukowcy powinni rozważyć wdrożenie tego procesu, gdy głównym celem jest zmniejszenie zmienności i poprawa powtarzalności pomiarów związanych z PRF.
Dlatego celem niniejszego badania było ocenenie korelacji między poziomami hormonów w różnych fazach cyklu menstruacyjnego a uwalnianiem czynników wzrostu z PRF, stosując standaryzowane i powtarzalne ramy metodologiczne.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Badanie to przeprowadzono na Wydziale Periodontologii na Wydziale Stomatologii Uniwersytetu Çukurova w Adanie, Turcja, z udziałem 21 wolontariuszek. Wszyscy uczestnicy zostali szczegółowo poinformowani o celu, konstrukcji i procedurach badania, a przed włączeniem uzyskano pisemną świadomą zgodę. Protokół badania został przeanalizowany i zatwierdzony przez Komitet Etyki Wydziału Medycznego Uniwersytetu Cukurova (Zatwierdzenie nr 125/56, z dnia 16.09.2022). Wszystkie procedury prowadzono zgodnie z zasadami Deklaracji Helsińskiej w badaniach z udziałem ludzi.
Wszystkie procedury związane z użyciem ludzkiej krwi, w tym środki bezpieczeństwa biologicznego oraz obchodzenie się i utylizacją odpadów biologicznych i chemicznych, były przeprowadzane zgodnie z ustalonymi wytycznymi dotyczącymi bezpieczeństwa biologicznego określonym przez Centers for Disease Control and Prevention oraz National Institutes of Health16. Personel używał odpowiedniego sprzętu ochrony osobistej (PPE), tj. rękawiczek, fartucha laboratoryjnego, okularów ochronnych. Cały kontakt z próbkami odbywał się w wyznaczonych obszarach laboratoryjnych, aby zapobiec skażeniu i narażeniu. Odpady biologiczne (pozostałości krwi, pozostałości PRF, materiały eksploatackie) były utylizowane zgodnie z Protokołem Zarządzania Odpadami Medycznymi Uniwersytetu Cukurova oraz krajowymi przepisami dotyczącymi odpadów biomedycznych. Ostre przedmioty umieszczano w pojemnikach odpornych na przebicie; Ciekłe odpady zostały chemicznie zdezynfekowane przed utylizacją, a stałe odpady biologiczne zostały poddane autoklawowi przed licencjonowaną utylizacją.
Wybór uczestników
Do badania uwzględniono osoby spełniające następujące kryteria: brak chorób ogólnoustrojowych, regularny cykl menstruacyjny trwający 27–30 dni oraz wiek w wieku 18–25 lat
Osoby spełniające następujące kryteria zostały wykluczone z badania: obecność chorób ogólnoustrojowych, nieregularny cykl menstruacyjny, stosowanie jakichkolwiek leków lub preparatów hormonalnych, obecność zaburzeń hormonalnych lub krwawiących oraz historia nadmiernego krwawienia podczas miesiączki
Pobieranie krwi i przydzielanie grup
Początkowe dni cyklu menstruacyjnego każdego uczestnika były wykorzystywane do opracowania protokołu planowania terminów. Na podstawie powszechnie akceptowanych klasyfikacji fizjologicznych cykl podzielono na trzy fazy: dni 1–5 jako faza menstruacyjna (związana z wypadaniem endometrium endometralnego), dni 6–14 jako faza pęcherzykowa (charakteryzująca się wzrostem poziomu estrogenu i rozwój pęcherzyków) oraz dni 15–28 jako faza lutealna (oznaczona zwiększonym wydzielaniem progesteronu po owulacji)12, 13. Próbki krwi pobierano od każdego uczestnika podczas odpowiednich faz. W jednym cyklu pobrano łącznie dziewięć probówek na osobę: trzy do pełnej morfologii (jedna na fazę), trzy do analizy hormonów płciowych (estrogen, progesteron, hormon luteinizujący (LH), hormon folikulostymulujący (FSH) oraz trzy do przygotowania PRF i analizy czynnika wzrostu opartej na ELISA. Wszystkie próbki krwi pobierano w godzinach 11:00–11:30 każdego dnia o tej samej porze, aby zminimalizować zmienność biologiczną. Próbki krwi żylnej pobrano z żyły przedkubitalnej za pomocą sterylnego systemu pobierania krwi opartego na próżni oraz igieł motylkowych 21G, aby zapewnić bezurazowe pobranie próbek. Krew była pobierana bezpośrednio do sterylnych szklanych probówek o pojemności 10 mL bez antykoagulantu (probówki PRF), zgodnie ze standardowymi protokołami przygotowania PRF. Aby zminimalizować zmienność przedanalityczną, wszystkie próbki zostały pobrane przez tę samą wykwalifikowaną pielęgniarkę w warunkach standaryzowanych.
Bezpośrednio po pobraniu probówki były delikatnie obchodzone, bez mieszania, i przenoszone do wirówki w ciągu 60–90 sekund, aby zapobiec przedwczesnemu krzepnięciu i zapewnić spójną polimeryzację fibryny. Rurki były symetrycznie umieszczone wewnątrz wirnika, aby utrzymać równowagę i uniknąć zmienności drgań podczas wirowania. Na żadnym etapie zabiegu nie stosowano żadnych dodatków ani antykoagulantów.
W rezultacie utworzono trzy grupy badawcze: Grupa 1: Próbki fazy menstruacyjnej, Grupa 2: Próbki fazy pęcherzykowej oraz Grupa 3: Próbki fazy lutealnej
Kroki przygotowania do PRF:
Próbki krwi były natychmiast odwirowane bez antykoagulantów za pomocą wirówki stołowej wyposażonej w wirnik o stałym kącie (40°; promień: 88 mm). Wirowanie przeprowadzano w ustandaryzowanych warunkach przy 708 × g przez 12 minut w temperaturze pokojowej (22°C–24°C). Wartości względnej siły odśrodkowej (RCF) obliczono według standardowego wzoru (RCF = 1,118 × 10⁻5 × r × g2), uwzględniając promień wirnika (88 mm), zgodnie z ustalonymi protokołami PRF opisanymi przez Choukrouna i in.17 oraz późniejszymi badaniami standaryzacyjnymi 1,3,18. Po wirowaniu zidentyfikowano trzy odrębne warstwy: dolną warstwę krwinek czerwonych, górną warstwę plazmy ubogiej w płytki oraz skrzep PRF pośredni. Skrzep PRF został delikatnie usunięty sterylną pęsetą, zapobiegając zakłóceniu interfejsu erytrocytów. Pozostałe składniki czerwonych krwinek zostały starannie przycięte sterylnymi nożyczkami.
Zakrzepy PRF zostały makroskopowo ocenione pod kątem gładkiej i jednorodnej powierzchni, slastkiej struktury cylindrycznej oraz gęstej, zwartej spójności zgodnie z wcześniej zdefiniowanymi kryteriami19,20. Skrzepy niespełniające tych kryteriów były odrzucane, a w razie potrzeby pobierano nowe próbki krwi. Wszystkie próbki były przetwarzane w warunkach standaryzowanych i zamrożone w temperaturze -80 °C w ciągu 30 minut od pobrania, aby zminimalizować degradację proteolityczną. Próbki przechowywano przez kontrolowany, jednolity czas (do 4 tygodni) przed analizą wsadową, aby zmniejszyć zmienność między testami i zapewnić porównywalność pomiarów czynników wzrostu.
Kroki analizy ELISA czynnika wzrostu:
Skrzepy PRF były starannie oddzielane od frakcji czerwonych krwinek w warunkach aseptycznych za pomocą sterylnych nożyczek chirurgicznych i indywidualnie ważone za pomocą skalibrowanej wagi analitycznej. Do każdej próbki dodawano podłoże hodowlane RPMI-1640 w stałym stosunku opartym na masie skrzepu (1 g PRF: 1 mL medium), aby standaryzować ekstrakcję czynnika wzrostu i zminimalizować zmienność związaną z różnicami w masie skrzepu. Próbki inkubowano w temperaturze 37 °C na orbitalnym wstrząsie o stężeniu 100 × g , aby umożliwić jednorodną dyfuzję rozpuszczalnych czynników wzrostu z macierzy PRF do pożywki hodowlanej. Po inkubacji supernatanty były zbierane i przechowywane w temperaturze -80 °C do czasu analizy.
Stężenia czynników wzrostu, w tym insulinopodobny czynnik wzrostu-1 (IGF-1), czynnik wzrostu pochodzący z płytek krwi (PDGF), czynnik wzrostu fibroblastów-2 (FGF-2), czynnik wzrostu śródbłonka naczyniowego (VEGF) oraz transformujący czynnik wzrostu-β1 (TGF-β1), zostały zmierzone za pomocą komercyjnie dostępnych zestawów testów immunosorbentnych z enzymami powiązanymi z enzymami (ELISA) zgodnie z instrukcjami producenta. Użyto następujących zestawów: Human IGF-1 ELISA Kit, Human PDGF ELISA Kit, Human FGF-2 ELISA Kit, Human VEGF ELISA Kit oraz Human TGF-β1 ELISA Kit. Wszystkie próbki i standardy zostały przeanalizowane w duplikacie, a absorpcja zmierzono na poziomie 450 nm za pomocą czytnika mikropłyt. Krzywe kalibracyjne zostały wygenerowane za pomocą czteroparametrowej regresji logistycznej (4-PL) do określenia stężeń analitów5.
ELISA robi krok
Rozcieńczenie próbki określano zgodnie z oczekiwanym zakresem stężeń oraz instrukcjami producenta dla każdego zestawu ELISA. Próbki spodziewane mieszczące się w zakresie krzywej standardowej zostały przeanalizowane bez rozcieńczenia. Gdy wstępne odczyty lub oczekiwane stężenia analitu przekraczały górną granicę krzywej standardowej, próbki były rozcieńczane przy użyciu rozcieńczalnika dostarczanego w zestawie i ponownie analizowane. Końcowe stężenia obliczono przez pomnożenie zmierzonych wartości przez odpowiadający im współczynnik rozcieńczania.
Standardy (100 μL), przygotowane przez rozcieńczanie seryjne zgodnie z instrukcjami zestawu FineTest oraz nierozcieńczone lub odpowiednio rozcieńczone próbki były dodawane do każdej jamki z wcześniej powlekaną mikropłytką z 96 dołkami. Płytka była inkubowana w temperaturze 37 °C przez 90 minut, aby umożliwić wiązanie antygenu. Wszystkie próbki i standardy zostały przeanalizowane w duplikacie. Po inkubacji płyn usuwano bez mycia i do każdego dołku dodawano 100 μL roztworu roboczego przeciwciał wykrywających znakowane biotyną. Płytka była inkubowana w temperaturze 37 °C przez 60 minut. Po inkubacji studnie były zasysany i płukane trzykrotnie, używając 350 μL bufora 1× na odwiert. Bufor płukania pozostawiano w studniach przez około 1 minutę podczas każdego cyklu płukania, aby zapewnić odpowiednie usunięcie niezwiązanych komponentów. Następnie do każdego dołku dodano 100 μL koniugiatu nadoksydazy chrzanowej (HRP)–streptawidyny, a płytka była inkubowana w temperaturze 37 °C przez 30 minut. Studnie były płukane pięć razy, używając 350 μL bufora płukania na odwiert, aby zminimalizować sygnał tła. Następnie do każdego dołku dodawano 90 μL roztworu podłoża tetrametylobenzydyny (TMB), a płytka była inkubowana w temperaturze 37 °C przez 10–20 minut w ciemności, aby umożliwić rozwój koloru, podczas gdy reakcja była monitorowana wzrokowo. Reakcję enzymatyczną zakończono przez dodanie 50 μL roztworu stopowego dostarczonego w zestawie do każdego dołku, co skutkowało zmianą koloru z niebieskiego na żółty.
Absorpcję zmierzono na poziomie 450 nm za pomocą czytnika mikropłytek w ciągu 5 minut od dodania roztworu stopowego. Standardowa krzywa została wygenerowana na podstawie znanych stężeń podanych w zestawie, a krzywa została dopasowana za pomocą czteroparametrowego modelu regresji logistycznej (4-PL). Stężenia próbek zostały odpowiednio obliczone i skorygowane pod kątem czynników rozcieńczających.
Analiza statystyczna
Zmienne numeryczne były podsumowane jako średnia ± odchylenie standardowe dla danych rozkładu normalnego oraz jako mediana z wartościami minimalno–maksymalne, gdy założenia normalności nie były spełnione. Zmienne kategoryczne wyrażano jako częstotliwości i procenty. Normalność danych numerycznych oceniano za pomocą testu Shapiro–Wilka. Do porównań powtarzanych pomiarów numerycznych uzyskanych od tych samych osób w różnych punktach czasowych stosowano analizę wariancji powtarzanych pomiarów (ANOVA), gdy spełniono założenia parametryczne; w przeciwnym razie stosowano test Friedmana. Korelacje między zmiennymi liczbowymi o rozkładzie nienormalnym oceniono za pomocą współczynnika korelacji rang Spearmana. Analizy statystyczne przeprowadzano za pomocą oprogramowania statystycznego (IBM SPSS Statistics w wersji 26.0), a wartość p dwustronna < 0,05 uznano za istotną statystycznie.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Nie zaobserwowano brakujących danych, ponieważ wszystkie uczestniczki zakończyły próbkowanie we wszystkich trzech fazach miesiączkowych. Parametry pełnej morfologii krwi mieszczą się w zakresie fizjologicznych dla wszystkich próbek, co potwierdza spójność jakości próbki i wiarygodność przygotowania PRF.
Ocena parametrów krwi w fazach menstruacyjnych
Porównanie parametrów hematologicznych w fazach cyklu menstruacyjnego przedstawiono w Tabeli ...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Cykl menstruacyjny to złożony proces fizjologiczny orkiestrowany przez wahania hormonalne, które wywołują zmiany w różnych systemach w kobiecym ciele. W tym badaniu badaliśmy zawartość PRF pozyskanej z próbek krwi pobranych w różnych fazach cyklu menstruacyjnego oraz analizowaliśmy poziomy czynników wzrostu w obrębie tego PRF.
Cykl menstruacyjny podzielono na trzy fazy na podstawie powszechnie akceptowanych klasyfikacji fizjologicznych: fazę menstruacyjną (związaną z wypadaniem endometrial), f...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Autorzy nie mają nic do ujawnienia. Program AI ChatGPT był używany do edycji języka.
Autorzy pragną podziękować Katedrze Biochemii Wydziału Medycznego Uniwersytetu Cukurova za wsparcie w przeprowadzeniu analizy ELISA.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Bilans analityczny | Precyzyjna równowaga (0,001 g czytelności) | Sartorius | Entris |
| Probówki do pobierania krwi | Szklane rurki, bez antykoagulantu (10 mL) | BD | System wakutainera |
| Wirówka | Wirówka stołowa | Hettich | Universal 320R |
| Zestaw ELISA – FGF | Ludzki zestaw FGF ELISA | FineTest | EH0541 |
| Zestaw ELISA – IGF-1 | Ludzki zestaw IGF-1 ELISA | FineTest | ER0030 |
| Zestaw ELISA – PDGF | Zestaw ELISA ludzkiego PDGF | FineTest | ER1240 |
| Zestaw ELISA – TGF i beta; 1 | Ludzki TGF i beta; 1 zestaw ELISA | FineTest | EH0287 |
| Zestaw ELISA – VEGF | Ludzki zestaw VEGF ELISA | FineTest | EH0327 |
| HRP– Streptawidyna sprzężona | Odczynnik ELISA (dołączony do zestawu) | FineTest | Zawarte w zestawie |
| Inkubator | Inkubator z kontrolowaną temperaturą (37 i stopień; C) | Memmert | — |
| Rurki mikrowirówkowe | Rurki sterylne (1,5 i poduszka; 2 mL) | Eppendorf | — |
| Czytnik mikropłyt | Czytnik absorpcji 450 nm | BioTek | ELx800 |
| Igła | 21G sterylna jednorazowa igła | BD | — |
| Orbitalny potrząsacz | Regulowany shaker (100 obr./min) | IKA | KS 3000 i control |
| Środki ochrony osobistej | Rękawiczki, fartuch laboratoryjny, okulary ochronne | Różne | — |
| RPMI-1640 średni | Pożywka hodowla komórkowa | Gibco (Thermo Fisher Scientific) | 11875-093 |
| Oprogramowanie do analizy statystycznej | Oprogramowanie do analizy danych (wersja 26.0) | IBM | Statystyki SPSS |
| Rozwiązanie stopu | ELISA zatrzymaj reagent | FineTest | Zawarte w zestawie |
| Podłoże TMB | Chromogeniczne podłoże dla ELISA | FineTest | Zawarte w zestawie |
| Bufor płukania | Bufor ELISA (1& razy;) | FineTest | Zawarte w zestawie |