Artykuł metodologiczny

Multimodalna ocena leczenia elektroakupunkturą choroby zwyrodnieniowej stawów kolanowych u myszy

13 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/71901

⸱

6 października 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Acupuncture and Moxibustion, Shuguang Hospital, Shanghai University of Traditional Chinese Medicine, 2Longhua Hospital, Shanghai University of Traditional Chinese Medicine, 3Institute of Science and Technology for Brain-Inspired Intelligence, Fudan University, 4Renji Hospital, Shanghai Jiaotong University School of Medicine

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Niniejsze badanie łączy techniki behawioralne i obrazowe w celu multimodalnej, podłużnej oceny myszy z chorobą zwyrodnieniową stawów po zastosowaniu elektroakupunktury, obejmującej barwienie chrząstki oraz punktację według Osteoarthritis Research Society International (OARSI).

Streszczenie

Choroba zwyrodnieniowa stawów jest przewlekłą degeneracyjną chorobą stawów, która najczęściej dotyka kolana i powoduje ból, obrzęk, sztywność oraz ograniczenie funkcji. Zapalenie błony maziowej i zmiany w mięśniach okołostawowych przyczyniają się do inicjacji i progresji choroby. Dowody kliniczne sugerują, że elektroakupunktura może łagodzić miejscowy stan zapalny i modulować metabolizm chrząstki. W niniejszym badaniu indukowano chorobę zwyrodnieniową stawu kolanowego u myszy poprzez chirurgiczną destabilizację łąkotki przyśrodkowej. Wyniki oceniano za pomocą multimodalnego protokołu obejmującego test rotarod, ultrasonografię, termografię podczerwoną, obrazowanie rezonansem magnetycznym oraz barwienie histologiczne. Objętość jamy stawowej i temperatura skóry były monitorowane podłużnie, a końcowe obrazowanie rezonansem magnetycznym oraz barwienie Safranin O-Fast Green posłużyły do oceny zmian sygnału w mięśniach okołostawowych oraz patologii chrząstki. Elektroakupunktura wiązała się z poprawą sprawności ruchowej, zmniejszeniem obrzęku stawów, wyższą miejscową temperaturą skóry, mniej wyraźnymi zmianami sygnału w mięśniach okołostawowych w obrazach rezonansu magnetycznego oraz niższymi wskaźnikami degeneracji chrząstki. Wyniki te potwierdzają użyteczność tego multimodalnego protokołu do oceny efektów związanych z elektroakupunkturą w przedklinicznym modelu mysim.

Wprowadzenie

Choroba zwyrodnieniowa stawu kolanowego (KOA) jest najpowszechniejszą chorobą kostno-stawową na świecie, dotykającą szacunkowo 250 milionów ludzi1. Do jej cech patologicznych należą postępująca degeneracja chrząstki oraz proliferacja błony maziowej, a w obrazie klinicznym objawia się bólem, obrzękiem i upośledzeniem funkcji stawu2,3.

Zwyrodnienie stawów (OA) przez długi czas uważano za niezapalne schorzenie stawów, jednak obecnie uznaje się, że posiada ono komponent zapalny, a zapalenie błony maziowej stwierdza się u większości pacjentów. Uważa się, że cytokiny prozapalne, takie jak interleukina (IL)-1β i IL-18, wraz z reaktywnymi formami tlenu i stresem biomechanicznym, przyczyniają się do procesu patologicznego4. Zapaleniu często towarzyszy zwiększony miejscowy przepływ krwi, co klinicznie objawia się zaczerwienieniem, ciepłem i obrzękiem5. Poza przyspieszaniem degradacji chrząstki i spadkiem funkcji, stan zapalny może być szczególnie aktywny w wczesnych stadiach choroby. Zatem monitorowanie stanu zapalnego w czasie mogłoby pomóc w opracowaniu strategii leczenia celujących w podstawowy mechanizm i umożliwić dostosowanie terapii do stadium choroby6,7. Poprzednie badania z wykorzystaniem skanowania ultrasonograficznego (US) kolan myszy zidentyfikowały obszar trójkątny między kłykciami piszczeli i kości udowej. Analiza histologiczna potwierdziła, że obszar ten zawiera tkanki miękkie, w tym błonę maziową, łąkotkę i poduszkę tłuszczową, a także przestrzenie wypełnione płynem stawowym. Ten wykrywany w badaniu US obszar definiuje się jako objętość międzystawową, obejmującą wspomniane obszary tkanek miękkich8.

Ponadto temperatura jest kluczowym parametrem fizycznym, który bezpośrednio odzwierciedla postęp stanu zapalnego stawów. Podwyższona temperatura miejscowa jest jednym z czterech głównych objawów stanu zapalnego, a obrazowanie termograficzne umożliwia precyzyjne wykrywanie i kwantyfikację tych zmian termicznych9. Niedawny przegląd systematyczny podkreślił korelację między temperaturą powierzchni skóry a chorobami stawów o charakterze zarówno zapalnym, jak i zwyrodnieniowym10, co dodatkowo potwierdza użyteczność termografii podczerwonej (IRT) w badaniach nad artretyzmem i w zarządzaniu klinicznym11. Co więcej, IRT dostarcza pośredniego pomiaru związanego z perfuzją tkankową i aktywnością metaboliczną i może być przydatna w monitorowaniu odpowiedzi terapeutycznej.

W niniejszym badaniu połączyliśmy test rotarodu, US, IRT oraz obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego (MRI), aby ocenić efekty elektroakupunktury (EA) w mysim modelu choroby zwyrodnieniowej stawów (OA). To multimodalne podejście umożliwiło jednoczesną ocenę sprawności motorycznej, morfologii stawów, zmian termicznych oraz stanu zapalnego tkanek miękkich — parametrów, których nie można uzyskać wyłącznie na podstawie histologii. Co istotne, panel ten dostarcza komplementarnych informacji na wielu poziomach biologicznych przy minimalnym dodatkowym koszcie i nakładzie pracy. Dzięki temu jest on szczególnie odpowiedni do badań przedklinicznych wymagających powtarzalnego, nieinwazyjnego monitorowania w czasie, zwłaszcza gdy oczekuje się, że badana interwencja wywoła jedynie umiarkowane efekty lub gdy profil czasowy odpowiedzi jest niepewny. Z naszej najlepszej wiedzy jest to pierwsze badanie wykorzystujące tę konkretną kombinację technik, obejmującą objętość jamy stawowej, zapalenie mięśni oraz lokalną temperaturę, w celu śledzenia odpowiedzi terapeutycznej na elektroakupunkturę w OA. Opisany przez nas protokół jest praktyczny i powtarzalny; wierzymy, że może on służyć jako przydatny punkt odniesienia dla przyszłych podłużnych ocen skuteczności w czasie rzeczywistym w podobnych ustawieniach eksperymentalnych.

Protokół

Wszystkie procedury eksperymentalne zostały przeanalizowane i zatwierdzone przez Komitet Etyki ds. Zwierząt Laboratoryjnych firmy Wuchuang Biotechnology (Shanghai) Co., Ltd. (numer zatwierdzenia etycznego: WTPZ20260209001). Wszystkie zwierzęta wykorzystane w niniejszym badaniu były 8-tygodniowymi myszami szczepu C57BL/6 o masie około 20 g, zakupionymi od dostawcy komercyjnego (patrz Tabela materiałów). W eksperymentie wzięło udział 24 myszy. Po tygodniu aklimatyzacji zwierzęta zostały przydzielone losowo, po sześć myszy do każdej z czterech grup doświadczalnych. Grupy te obejmowały: operację pozorowaną (sham), destabilizację łąkotki przyśrodkowej (DMM), akupunkturę pozorowaną (SA) oraz elektroakupunkturę (EA). Liczba wykorzystanych zwierząt została ustalona bez prospektywnego obliczenia wielkości próby; zamiast tego wielkość grup wybrano w oparciu o wcześniejsze badania nad elektroakupunkturą z wykorzystaniem porównywalnych modeli choroby zwyrodnieniowej stawów i punktów końcowych, zgodnie z zasadą 3R.

1. Opieka przedoperacyjna i modelowanie

UWAGA: Wszystkie procedury modelowania zostały wykonane przez doświadczonego technika chirurgicznego. Zwierzęta należy zwrócić do klatek dopiero po odzyskaniu przez nie przytomności na podgrzewanym podkładzie.

  1. Aklimatyzować myszy do środowiska eksperymentalnego przez co najmniej 7 dni przed rozpoczęciem eksperymentu.
  2. Sterylizować wszystkie narzędzia chirurgiczne przed zabiegiem. Dokładnie zdezynfekować obszar operacyjny.
  3. Włączyć sprzęt do znieczulenia gazowego. Umieścić mysz w komorze indukcyjnej i wprowadzić w stan znieczulenia ogólnego za pomocą 2–3% isofluranu przez 5 min.
  4. Po zakończeniu indukcji znieczulenia przenieść mysz na stół operacyjny. Utrzymywać znieczulenie poprzez ciągłe podawanie 1–1.5% isofluranu przez maskę anestezjologiczną aż do zakończenia procedury chirurgicznej.
  5. Ułożyć mysz w pozycji grzbietowej, tak aby staw kolanowy był skierowany ku górze. Upewnić się, że pozycja jest stabilna, a miejsce operacyjne w pełni odsłonięte. Wykorzystać model DMM na prawej kończynie tylnej12. W grupie Sham wykonać nacięcie w tym samym miejscu, a następnie zaszyć ranę.
    1. Procedura chirurgiczna DMM
      1. Wykonać 1 cm podłużne nacięcie przyrzepkowe przyśrodkowe w celu odsłonięcia stawu kolanowego.
      2. Przez nacięcie przyrzepkowe przyśrodkowe wykonane w kroku 1.5.1.1 wykonać podłużne otwarcie torebki stawowej. Za pomocą pincety odpowiednio oddzielić torebkę od tkanek otaczających. Następnie podtrzymać dystalną część tylnej łapy w lewej ręce, nie wywierając nadmiernego nacisku, i za pomocą pincety przesunąć rzepkę oraz więzadło rzepki bocznie, odsłaniając w ten sposób staw kolanowy. Przez cały czas trwania procedury obchodzić się z łapą ostrożnie, aby zapobiec urazom.
        UWAGA: Odpowiednie uwolnienie torebki stawowej pozwala na przemieszczenie rzepki przy użyciu minimalnej siły.
      3. Podczas operacji zakraplać sterylną sól fizjologiczną na powierzchnię chrząstki stawowej, aby zapobiec wysychaniu.
      4. Zlokalizować łąkotkę przyśrodkową w przestrzeni między kłykciem przyśrodkowym kości udowej a powierzchnią przyśrodkową plateau kości piszczelowej. Od jej bocznej strony prześledzić więzadło łąkotka-piszczel przyśrodkowe do miejsca jego przyczepu na guzku międzykłykciowym kości piszczelowej. Delikatnie ustabilizować tylną łapę ręką i przeciąć więzadło skalpelem nr 10, uważając, aby nie dotknąć chrząstki znajdującej się pod łąkotką przyśrodkową. UWAGA: Upewnić się, że chrząstka stawowa i inne więzadła nie zostały uszkodzone. W wielu przypadkach nadległą poduszkę tłuszczową należy odsunąć, ale nie usuwać, aby zidentyfikować więzadło.
      5. Zbliżyć brzegi torebki stawu kolanowego i zabezpieczyć je za pomocą wchłanialnego materiału szewnego 6-0.
      6. Zamknąć skórę szwem jedwabnym 6-012.
  6. W ramach opieki pooperacyjnej zakroplić jedną kroplę 0,25% bupiwakainy w miejscu operowanym w celu miejscowego znieczulenia, a myszy utrzymywać z dostępem ad libitum do jedzenia i wody.
    UWAGA: Podczas znieczulenia utrzymywać przepływ tlenu w zakresie 0.5–1 NL/min. Prawidłowe znieczulenie potwierdzono utratą odruchu wyprostnego, brakiem reakcji wycofania po uciśnięciu palca oraz stabilnym, regularnym oddechem. Przez cały czas trwania operacji stosować sterylny roztwór soli fizjologicznej buforowanej fosforanem (PBS) jako płyn do irygacji w celu utrzymania nawilżenia chrząstki. Szczegółowe rozmiary i specyfikacje wchłanialnej nici do zamknięcia torebki stawowej oraz nici jedwabnej do zamknięcia skóry znajdują się w Tabeli Materiałów.

2. Zabieg elektroakupunktury

UWAGA: Interwencje w grupach SA i EA rozpoczęto 1 tydzień po ustanowieniu modelu (Rycina 1A). Obie grupy otrzymywały zabiegi co drugi dzień, trzy razy w tygodniu, przez 15 min na sesję w ciągu 4 tygodni. Grupy Sham i DMM poddano tym samym procedurom znieczulenia i unieruchomienia w tym samym harmonogramie, bez nakłuwania lub stymulacji elektrycznej. Wszyscy operatorzy przeszli szkolenie przed eksperymentem, aby zapewnić spójność w wyborze punktów akupunkturowych, kąta wbijania oraz głębokości.

  1. Umieść myszy w komorze indukcyjnej i wyjmij je po indukowaniu znieczulenia izofluranem.
  2. Utrzymuj myszy w pozycji grzbietnej pod ciągłym znieczuleniem wziewnym izofluranem (1,5–2,0% w 100% O₂) przez całą sesję elektroakupunktury, aby zapewnić stan spokoju i stabilności.
  3. Precyzyjnie zlokalizuj punkty akupunkturowe u myszy. Wprowadź dwie jednorazowe sterylne igły (0,16 mm × 25 mm) do punktów akupunkturowych ST36 (Zusanli) i SP10 (Xuehai) w kończynach dolnych na głębokość 5 mm13 (Rycyna 1B).
    ​UWAGA: Punkt ST36 znajduje się 1 mm bocznie od guzka przedniego kości piszczelowej, 3 mm poniżej głowy kości strzałkowej i bezpośrednio pod stawem kolanowym. Punkt SP10 znajduje się na przyśrodkowej części uda, 3 mm powyżej górno-przyśrodkowej krawędzi rzepki, w miejscu przyśrodkowego wyniesienia mięśnia czworogłowego uda przy zgiętym kolanie.
    1. W grupie SA wprowadź igły powierzchownie, na głębokość około 1 mm, w obszary sąsiadujące, niebędące punktami akupunkturowymi, zamiast do ST36 lub SP10, a następnie podłącz je do urządzenia EA bez podawania prądu14.
      UWAGA: W ten sposób grupa SA różni się od grupy EA miejscem umieszczenia igieł, głębokością wprowadzenia oraz brakiem stymulacji elektrycznej, natomiast pozostaje jednolita pod względem wszystkich innych parametrów proceduralnych. W porównaniu z grupą DMM, grupa SA otrzymuje powierzchowne nakłuwanie poza punktami akupunkturowymi i podłączenie do urządzenia bez prądu, podczas gdy grupa DMM otrzymuje jedynie znieczulenie i unieruchomienie.
  4. Podłącz igły do elektronicznego urządzenia do akupunktury i zastosuj stymulację z częstotliwością 2/100 Hz i natężeniem 2 mA, aby wywołać delikatne drżenia mięśni. Rozpocznij stymulację EA na 15 min, 3 razy w tygodniu, zaczynając 7 dni po modelowaniu, i kontynuuj przez 4 tygodnie.
  5. Po zabiegu umieść mysz na podgrzewaczce i przenieś ją do klatki po odzyskaniu przytomności.

3. Dynamiczna ocena skuteczności EA

UWAGA: Wszystkie oceny (test rotarod, US, IRT, MRI oraz punktacja OARSI) zostały przeprowadzone przez badaczy nieznających przydziału grup, a tożsamość grup pozostawała utajniona aż do momentu zakończenia wszystkich analiz danych. Akwizycja obrazów i analiza danych były realizowane przez osobne osoby, a ocena histologiczna została przeprowadzona niezależnie przez dwóch patologów nieznających grup terapeutycznych. Żaden z oceniających nie uczestniczył w przydzielaniu zwierząt ani w interwencji z użyciem elektroakupunktury.

  1. Test zmęczeniowy na rotarodzie
    1. Przeprowadź wstępny trening myszy, aby oswoić je z aparaturą eksperymentalną przed właściwymi testami.
    2. Podczas formalnego testu należy umieścić każdą mysz indywidualnie na rotarodzie, który przyspiesza w tempie 4 obrotów na minutę, aż do momentu spadnięcia myszy z urządzenia.
    3. Bezzwłocznie zapisz czas utrzymywania się każdej myszy na drążku. Zachowaj 30-minutowy odstęp między próbami dla każdej myszy i oblicz wartość średnią z trzech powtórzeń.
      UWAGA: Należy zastosować test rotarod w celu oceny koordynacji ruchowej przed ustanowieniem modelu OA oraz po zakończeniu leczenia EA. Aby zminimalizować ból pooperacyjny, należy ograniczyć zbieranie danych z testu rotarod w pierwszym tygodniu po operacji.
  2. Badanie USG małych zwierząt
    ​UWAGA: Procedura krok po kroku dotycząca obrazowania ultradźwiękowego i wyznaczania granic jamy stawowej została przedstawiona w Rycina 2.
    1. Przed formalnym rozpoczęciem akwizycji danych umieść mysz w komorze anestezjologicznej do momentu utraty funkcji motorycznych, a następnie użyj kremu do depilacji, aby usunąć sierść z prawego stawu kolanowego. Podczas usuwania sierści myszy postępuj jak najdelikatniej; delikatnie przemyj miejsce depilacji ciepłą wodą, aby zminimalizować podrażnienia u zwierzęcia.
      UWAGA: W celu zachowania ślepej próby podczas analizy należy wyświetlać jedynie kody zwierząt oraz punkty czasowe, aż do momentu zakończenia wszystkich pomiarów objętości i ujawnienia informacji o grupach w celu przeprowadzenia analizy statystycznej.
    2. Włącz system ultrasonograficzny, zamontuj przetwornik do badania małych zwierząt i ustaw odpowiedni protokół badania myszy. Jednocześnie umieść mysz w klatce w celu zapewnienia ciągłej anestezji.
    3. Po zakończeniu znieczulenia przenieś mysz na platformę kontrolną i podaj znieczulenie wziewne izofluranem za pomocą maski nosowej. Ustaw mysz tak, aby jej głowa była skierowana w stronę przeciwną do operatora, a ogon był skierowany w stronę operatora.
    4. Zgiąć staw kolanowy, unieruchomić mysz i nałożyć żel sprzęgający do US na skórę nad więzadłem rzepki.
    5. Wyreguluj głowicę i ustaw ją tak, aby była równolegle do stawu kolanowego.
    6. Ustawić odległość skanowania do 4 mm oraz wielkość kroku do 0,04 mmZlokalizuj jamę stawową na obrazie na podstawie jej położenia anatomicznego. Nie poruszaj zwierzęciem podczas skanowania głowicą.
    7. Nabyć obrazy. Zidentyfikować jamę stawową: obszar trójkątny o wyraźnych granicach między kością udową, piszczelową a pokrywającą je skórą i mięśniami.
    8. Nazwij i zapisz wyniki skanowania, a następnie wyeksportuj je do komputera do analizy, zachowując oryginalną strukturę folderów.
    9. Przeanalizuj objętość jamy stawu kolanowego za pomocą oprogramowania. Wprowadź Badanie moduł i kliknij Import funkcja
    10. Przejrzyj i wybierz folder z danymi, sprawdź pliki danych do importu i kliknij dwukrotnie, aby je otworzyć.
    11. W wyświetl tryb, wybierz Przetwarzanie obrazu | Wczytywanie do 3D | Widok przekroju poprzecznego | Pomiar objętości | Start następująco.
    12. Użyj kółka myszy lub suwaka przekrojów, aby przesuwać się przez przekroje od strony proksymalnej do dystalnej, aż do zlokalizowania przekroju, w którym po raz pierwszy pojawia się jama stawowa (zazwyczaj widoczna jako obszar trójkątny z wyraźnymi granicami między kością udową, piszczelową a nadkładającymi je skórą i tkanką mięśniową).
    13. Rozpocznij obrysowywanie na przekroju, na którym po raz pierwszy pojawia się jamnia stawowa. Kliknij lewym przyciskiem myszy, aby zacząć rysować kontur.
    14. Obrysuj krawędź jamy stawowej punkt po punkcie, aby narysować zamknięty kontur, aż do całkowitego zaniku jamy stawowej.
    15. Kliknij Zakończsystem wygeneruje trójwymiarową segmentowaną objętość i poda wyniki pomiaru objętości.
    16. Wybierz żądany typ pliku, aby wyeksportować obraz jako plik obszaru obrazu w formacie TIFF (.tif).
  3. Termografia podczerwona małych zwierząt
    ​UWAGA: Pomiary przeprowadzono na 1 dzień przed operacją, 7 dni po operacji oraz po zakończeniu leczenia u myszy z OA. IRT wykonano 6 h po leczeniu w pomieszczeniu z kontrolowaną temperaturą (22–24 °C), przy czym myszy poddano aklimatyzacji przez 30 min przed obrazowaniem.
    1. Umieść zwierzę w pozycji na plecach z wyprostowanymi kończynami tylnymi i przymocuj wszystkie kończyny do stołu za pomocą taśmy, aby zapewnić powtarzalną ekspozycję kolana. Umieść mysz w komorze indukcyjnej i podawaj izofluran w sposób ciągły do pełnego znieczulenia.
    2. Ustabilizuj znieczuloną mysz w pozycji grzbietowej na stole operacyjnym i utrzymuj stałą temperaturę otoczenia.
    3. Delikatnie chwyć tylną kończynę myszy, aby wyprostować prawy staw kolanowy, a następnie użyj podczerwienionej kamery termowizyjnej do wykonania zdjęć i pomiaru temperatury w tym obszarze.
    4. Należy zastosować domyślną emisyjność skóry (0,98). Obrazy należy pozyskać 3 minuty po wprowadzeniu głębokiej anestezji. Obszar zainteresowania (ROI) kolana należy zdefiniować jako przyśrodkową linię stawową w artykulacji udowo-piszczelowej, a ROI kostki jako powierzchnię grzbietową stawu skokowego górnego. Wszystkie obszary ROI powinny zostać obrysowane ręcznie przez jednego przeszkolonego operatora w oparciu o te punkty orientacyjne.
    5. Przeanalizuj obrazy przy użyciu dołączonego do urządzenia oprogramowania, aby odczytać dane dotyczące temperatury stawu kolanowego i otaczającej go skóry, a następnie wyznacz kontrolne punkty pomiarowe w stawach skokowych i kolanowych, w których występują spadki gradientów temperatury.
  4. MRI małych zwierząt
    ​UWAGA: Po zastosowaniu elektroakupunktury (EA) wykorzystano obrazowanie MRI małych zwierząt w celu oceny miejscowego stanu zapalnego w stawach kolanowych myszy w każdej z grup.
    1. Umieść mysz w komorze anestezjologicznej w celu podania znieczulenia. Po utracie funkcji motorycznych nałóż krem do usuwania owłosienia na oba stawy kolanowe.
    2. Po 1 minucie należy usunąć krem do depilacji za pomocą gazy zwilżonej ciepłą wodą, aby zakończyć depilację obu stawów kolanowych.
      ​UWAGA: Należy usunąć jak największą powierzchnię futra myszy i przeprowadzić pobieranie w znieczuleniu.
    3. Skonfiguruj odpowiedni protokół, używając gantri dla myszy.
      1. Należy upewnić się, że urządzenie pozycjonujące wykorzystuje sekwencję szybkiego echa gradientowego w trzech płaszczyznach (TR/TE = 50/3 ms, pole widzenia (FOV) = 30 × (30 mm, grubość warstwy 1 mm), aby wycentrować staw kolanowy w obrazie; do skanowania stawu kolanowego myszy należy użyć sekwencji fast spin echo zależnej od czasu T2 (T2WI).
      2. Należy zastosować następujące parametry skanowania: czas repetycji (TR) 2500 ms, czas echa (TE) 8 ms oraz pole widzenia (FOV) 20 × 20 mm, matryca 256 × 256, grubość warstwy 0,5 mm, brak odstępów między warstwami oraz 10 kolejnych warstw obejmujących obszar od kłykci kości udowej do plateau kości piszczelowej; przewidywany czas pojedynczego skanowania wynosi około 8 min 20 s.
      3. Zbadaj otrzymane obrazy ważone w czasie T2 w celu zaobserwowania zmian morfologicznych w chrząstce kolanowej, błonie maziowej, jamie stawowej oraz otaczających tkankach miękkich, a oceniać wysięk w stawie, pogrubienie błony maziowej i miejscowy stan zapalny.
    4. Umieść mysz na ramieniu stabilizującym, wprowadź znieczulenie wziewne izofluranem za pomocą maski i przymocuj kończyny taśmą medyczną, aby zapewnić stałą pozycję kolan skierowanych ku górze.
    5. Wsuń gantry do skanera MRI w celu przeprowadzenia obrazowania.
      1. Na lokalizatorze trzech płaszczyzn należy potwierdzić, że szczelina stawu kolanowego jest równoległa do płaszczyzny czołowej, środek obszaru akwizycji (slab) pokrywa się ze szczeliną stawową, a pętle jelitowe lub pęcherzyki powietrza znajdują się poza polem widzenia (FOV), aby uniknąć artefaktów podatności magnetycznej; w przypadku nieprawidłowego ustawienia należy ponownie zlokalizować i przeskanować obszar.
    6. Wyeksportuj uzyskane obrazy T2-zależne z wieloma echami w formacie DICOM lub NIfTI w celu oceny jakościowej.
    7. Ocenić obrazy MR poprzez wizualną analizę intensywności sygnału i rozkładu obszarów hiperintensywnych w obrębie stawu kolanowego oraz okołstawowych tkanek miękkich, a następnie porównać sygnały zapalne pomiędzy grupami na podstawie tych wyeksportowanych obrazów.

4. Obserwacje patologiczne i morfologiczne

  1. Fiksacja i skrawanie kolan myszy
    1. Utrwal obie próbki kolan myszy w 10% paraformaldehydzie przez 48 h. Następnie zanurz próbki w soli fosforobufferowanej (PBS) na 30 min i wypłucz.
    2. Po odsączeniu nadmiaru wilgoci niezwłocznie przenieś próbki do świeżo przygotowanego roztworu do dekalcyfikacji (pH 7,2–7,4) i wymieniaj roztwór co 3 dni;
    3. Kontynuuj dekalcyfikację przez 2 tygodnie, wypłucz próbki pod bieżącą wodą, a następnie zanurz je w 75% etanolu na 2 h.
    4. Przeprowadź automatyczne odwadnianie gradientowe w procesorze tkanek przez 18 h.
    5. Po odwadnianiu zanurz próbkę w podgrzanej parafini na 2 h w urządzeniu do zatapiania w parafini, a następnie przystąp do zatapiania;
    6. Podczas zatapiania stawu kolanowego w płaszczyźnie strzałkowej ustaw przyśrodkową powierzchnię stawową skierowaną w dół, tak aby ta powierzchnia była skrawana jako pierwsza.
    7. Zamocuj blok tkankowy w mikrotomie i wykonaj ciągłe skrawanie przy grubości 4 µm. Po dotarciu do poziomu środka łąkotki pobierz 21 kolejnych przekrojów.
    8. Rozłóż przekroje na rozpraszaczu do skrawków. Za pomocą pęsety rozdziel preparaty na powierzchni wody i pobierz je za pomocą szkiełek nakrywkowych, zbierając dwa preparaty na jedno szkiełko nakrywkowe;
    9. Umieść szkiełka poziomo w suszarce do szkiełek przez ponad 1 h, aby zapewnić całkowite odparowanie wilgoci. Umieść szkiełka w kasecie do preparatów i odparafinuj w piecu w temperaturze 60 °C przez 8 h. Odstaw do późniejszego użycia.
      ​UWAGA: Wszystkie fiksaty paraformaldehydowe, roztwory do dekalcyfikacji i przemycia etanolem muszą być zbierane jako odpady niebezpieczne i utylizowane zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi.
  2. Barwienie Safraniną O i Fast Green
    1. Umieść niebarwione przekroje na statywie do barwienia i podgrzewaj w piecu przez 5 min. W tym czasie przygotuj roztwór barwiący w dygestorium.
    2. Pozostaw przekroje do ostygnięcia do temperatury pokojowej, a następnie rutynowo odparafinuj do wody.
    3. Przenieś przekroje do pojemnika z wodą i barw świeżym roztworem Weigerta (Część A + Część B) przez 5 min.
    4. Płucz wodą 3 x 1 s.
    5. Różnicuj 1% kwasem solnym w etanolu przez 15 s, a następnie płucz wodą destylowaną przez 10 min.
    6. Barw roztworem Fast Green przez 4 min 55 s.
    7. Szybko przemyj przekroje 1% roztworem kwasu octowego przez 10-15 s, aby usunąć pozostałości Fast Green, a następnie wysusz na powietrzu.
    8. Zanurz w barwniku Safranin O na 4 min 35 s.
    9. Szybko odwodnij przekroje 95% etanolem przez 3-5 s, a następnie płucz absolutnym etanolem 2 x 1 min.
    10. Przejaśnij ksylenem, zamontuj w żywicy neutralnej i pozostaw w dygestorium na 4 h w celu odparowania ksylenu.
    11. Przejrzyj i zdigitalizuj przekrój za pomocą skanera całych preparatów (whole-slide scanner).
      UWAGA: Ksylen, alkohol kwasowy, kwas octowy, paraformaldehyd oraz roztwory barwiące użyte w tej badaniu, w tym roztwór Weigerta, Fast Green i Safranina O, są materiałami niebezpiecznymi. Wszystkie czynności powinny być wykonywane w dygestorium przy użyciu odpowiednich środków ochrony osobistej, w tym rękawiczek nitrylowych, fartucha laboratoryjnego i okularów ochronnych. Odpady niebezpieczne, w tym zużyte odczynniki i płukanki, muszą być segregowane, przy czym odpady ksylenowe należy trzymać oddzielnie od odpadów wodnych, zbierać w wyznaczonych pojemnikach i utylizować zgodnie z przepisami instytucjonalnymi.

5. Analiza statystyczna

  1. Dane ciągłe przedstawiono jako średnia ± odchylenie standardowe (SD), chyba że wskazano inaczej; oceny OARSI przedstawiono jako mediana (P25, P75).
  2. W przypadku wyników przedstawionych jako średnia ± SD, porównania wielu grup przeprowadzono za pomocą jednoczynnikowej analizy wariancji (ANOVA), a następnie testów post hoc Tukeya. Oceny OARSI analizowano za pomocą testu Kruskala-Wallisa, a następnie testów post hoc z wykorzystaniem jednostronnego testu Manna-Whitneya do porównań parzystych między dwiema grupami15.
  3. Wartości P < 0,05 uznano za istotne statystycznie ("ns" oznacza brak istotnej różnicy).

Wyniki

Test rotarod wykazał dłuższy czas opóźnienia upadku w grupie EA niż w grupie DMM (P < 0.05), podczas gdy grupa SA nie różniła się istotnie od grupy DMM (Rycina 1C oraz Tabela 1). Przed modelowaniem podłużne skany ultradźwiękowe stawu kolanowego (odległość skanowania 4 mm; wielkość kroku 0,04 mm) nie wykazały istotnych różnic w objętości jamy stawowej pomiędzy grupami (Rycina 3A,B oraz Tabela 2). Tydzień po modelowaniu rekonstrukcja trójwymiarowa wykazała istotnie większą objętość jamy stawowej w grupach DMM, SA i EA niż w grupie Sham (P < 0.05), przy braku istotnych różnic pomiędzy grupami DMM, SA i EA (P > 0.05) (Rycina 3A,C). Po 4 tygodniach leczenia EA objętość jamy stawowej była istotnie niższa w grupie EA niż w grupie DMM (P < 0.05) (Rycina 3A,D), co było zgodne z redukcją obrzęku jamy stawowej.

IRT jest techniką stosowaną do zbierania informacji o temperaturze w płaszczyźnie ogniskowej w obrębie pola widzenia oraz do wyświetlania rozkładów temperatury powierzchni w formacie pseudokolorów16. Przed modelowaniem oraz 1 tydzień po modelowaniu nie stwierdzono istotnych różnic w temperaturze powierzchni skóry między grupami (Rycina 4A-C oraz Tabela 3). Jednakże po zastosowaniu leczenia EA temperatura powierzchni skóry w grupie DMM była istotnie niższa niż w grupie Sham. Z kolei temperatura powierzchni skóry w grupie EA była istotnie wyższa niż w grupie DMM (Rycina 4A,D), co wskazuje, że EA wiązało się z wyższą lokalną temperaturą powierzchni skóry niż DMM, podczas gdy SA nie wywołało takiego efektu.

Obrazy MRI nie wykazały widocznych nieprawidłowości sygnału w mięśniach okołostawowych w grupie Sham, bardziej wyraźne zmiany sygnału zaobserwowano w grupie DMM, mniej wyraźne zmiany w grupie EA, a zmiany podobne wystąpiły w grupach SA i DMM (Rycina 5A). Po zastosowaniu leczenia EA pobrano prawe stawy kolanowe, zatopiono je w parafinie i wykonano przekroje strzałkowe o grubości 4 µm. Przekroje barwiono metodą Safranin O-Fast Green i oceniano zgodnie z systemem histopatologicznym OARSI. W porównaniu z grupą Sham, w grupie DMM stwierdzono większe zużycie chrząstki stawowej i wyższy wynik w skali OARSI. Grupa EA wykazała mniejszą degenerację chrząstki i niższy wynik OARSI niż grupa DMM (P < 0.05), podczas gdy grupa SA nie różniła się istotnie od grupy DMM (Rycina 5B,C oraz Tabela 4).

figure-results-1
Rysunek 1: Harmonogram eksperymentu, schemat punktów akupunkturowych i test rotarod u myszy z OA. (A) Harmonogram eksperymentu. (B) Schemat punktów akupunkturowych. (C) Test rotarod. n = 6 na grupę. Każda mysz przeszła trzy próby. Dane przedstawiono jako średnia ± SD. ### Sham vs DMM, P < 0.001; ns, SA vs DMM, P > 0.05; ** EA vs DMM, P < 0.01. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

figure-results-2
Rycina 2: Badanie ultrasonograficzne krok po kroku. (A) Umieść mysz w komorze indukcyjnej w celu podania znieczulenia. (B) Nałóż krem do depilacji na kończynę tylną. (C) Po równomiernym nałożeniu kremu odczekaj 1 min. (D) Usuń nadmiar kremu do depilacji i włosy za pomocą gazy. (E) Sprawdź efekt depilacji kończyny tylnej. (F) Przed obrazowaniem ponownie umieść mysz w komorze indukcyjnej w celu podania znieczulenia. (G) Nałóż żel do badań USG na kończynę tylną i obracaj głowicę, aż znajdzie się ona równolegle do osi podłużnej kończyny tylnej. (H) Wykonaj obrazy ultrasonograficzne. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

figure-results-3
Rycina 3: Reprezentatywne obrazy i wyniki ilościowe z badań ultrasonograficznych małych zwierząt u myszy z OA. (A) Trójwymiarowe rekonstrukcje ultrasonograficzne stawu kolanowego przed operacją, 1 tydzień po operacji oraz po leczeniu EA (odległość skanowania, 4 mm; wielkość kroku, 0.04 mm). Paski skali = 2 mm. (B) Przedoperacyjna objętość jamy stawowej (n = 6 na grupę). (C) Objętość jamy stawowej 1 tydzień po operacji (n = 6 na grupę). (D) Objętość jamy stawowej po interwencji EA (n = 6 na grupę). ### Sham vs DMM, P < 0.001; ns, SA vs DMM, P > 0.05; *** EA vs DMM, P < 0.001. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

figure-results-4
Rycina 4: Reprezentatywne termogramy podczerwone i ilościowe wyniki temperatury skóry u myszy z OA. (A) Termogramy kończyn dolnych przed operacją, 1 tydzień po operacji oraz po leczeniu EA. Każdy termogram został wyświetlony przy użyciu automatycznego zakresu temperatur oprogramowania kamery termowizyjnej; w związku z tym kolory nie są bezpośrednio porównywalne między panelami. Porównania ilościowe powinny opierać się na wykresach rozproszenia w panelach B–D.(B–D) Ilościowa analiza temperatury skóry w obszarze zainteresowania (ROI) w obrębie stawu kolanowego, zdefiniowanym jako przyśrodkowa linia stawowa w stawie udowo-piszczelowym.(B) Temperatura skóry kończyn dolnych przed operacją (n = 6 na grupę). (C) Temperatura skóry kończyn dolnych 1 tydzień po operacji (n = 6 na grupę). (D) Temperatura skóry kończyn dolnych po interwencji EA (n = 6 na grupę). Dane przedstawiono jako średnia ± SD. ### Sham vs DMM, P < 0,001; ns, SA vs DMM, P > 0,05; ** EA vs DMM, P < 0,01. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

figure-results-5
Rysunek 5: Reprezentatywne obrazy MRI zmian sygnału mięśni okołostawowych, przekroje histologiczne stawu kolanowego oraz wyniki ilościowe u myszy z OA. (A) Reprezentatywne obrazy MRI z każdej grupy. (B) Reprezentatywne przekroje kolana barwione Safranin O-Fast Green. Paski skali = 1 mm. (C) Wyniki oceny patologii chrząstki według skali OARSI (n = 6 na grupę). Wyniki OARSI przedstawiono jako medianę (P25, P75). ### Sham vs DMM, P < 0,001; ns, SA vs DMM, P > 0,05; ** EA vs DMM, P < 0,01. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

GrupaNTydzień 5
Pozorne6101.300 ± 5.416
DMM670.280 ± 3.363###
SA670.060 ± 7.796
EA684.390 ± 9.504**
Uwaga: ### Sham vs DMM, P < 0,001; ** EA vs DMM, P < 0.01.

Tabela 1: Test Rotarod (średnia ± SD; n = 6 na grupę). ### Sham vs DMM, P < 0.001; ** EA vs DMM, P < 0.01.

GrupaNTydzień 0Tydzień 1Tydzień 5
Operacja pozorowana62.029 ± 0.0552.056 ± 0.0712.061 ± 0.079
DMM62.058 ± 0.0682.591 ± 0.056###2.926 ± 0.088###
SA62.056 ± 0.0452.592 ± 0.0762.915 ± 0.112
EA62.032 ± 0.0592.548 ± 0.0742.177 ± 0.110***
Uwaga: ### Sham vs DMM, P < 0,001; *** EA vs DMM, P < 0.001.

Tabela 2: Objętość jamy stawowej (średnia ± SD; n = 6 na grupę). ### Sham vs DMM, P < 0,001; *** EA vs DMM, P < 0,001.

GrupaNTydzień 0Tydzień 1Tydzień 5
Sham635.517 ± 1.36635.717 ± 0.54635.650 ± 0.701
DMM635.783 ± 1.29235.033 ± 0.78132.967 ± 1.223###
SA635.583 ± 1.78035.283 ± 0.86133.267 ± 0.501
EA635.500 ± 1.51035.417 ± 0.88234.533 ± 0.929**
Uwaga: ### Sham vs DMM, P < 0.001; ** EA vs DMM, P < 0.01.

Tabela 3: Temperatura skóry (średnia ± SD; n = 6 na grupę). ### Sham vs DMM, P < 0,001; ** EA vs DMM, P < 0,01.

GrupaNTydzień 5Mediana
Sham60.000 (0.000, 0.250)0
DMM64.000 (3.000, 4.250)###4
SA64.000 (3.000, 4.250)4
EA62.500 (1.750, 3.000)**2.5
Uwaga: ### Sham vs DMM, P < 0.001; ** EA vs DMM, P < 0.01.

Tabela 4: Wynik OARSI [mediana (P25, P75); n = 6 na grupę]. ### Sham vs DMM, P < 0,001; ** EA vs DMM, P < 0,01.

Dyskusja

Choroba zwyrodnieniowa stawów kolanowych (KOA) jest postępującą chorobą degeneracyjną, a obecne interwencje terapeutyczne wykazują ograniczoną skuteczność w hamowaniu jej podstawowej progresji17. Upośledzenie funkcji mięśni oraz obniżona sprawność fizyczna są klinicznie istotnymi predyktorami nasilenia objawów. W konsekwencji aktywne zarządzanie modyfikowalnymi czynnikami ryzyka jest niezbędne dla opóźnienia progresji KOA18. Wykorzystując multimodalny system oceny, niniejsze badanie wykazało, że EA wiązała się z poprawą sprawności ruchowej, zmniejszeniem objętości jamy stawowej, wyższą miejscową temperaturą powierzchni skóry, mniej wyraźnymi zmianami sygnału MRI w mięśniach okołostawowych oraz niższymi wynikami w skali OARSI u myszy z OA.

Wyniki IRT dodatkowo wspierają ten zintegrowany punkt widzenia. W 1. tygodniu po operacji temperatury skóry nie różniły się pomiędzy grupami, w tym w grupie Sham, co prawdopodobnie odzwierciedla jednorodną odpowiedź na uraz chirurgiczny, charakteryzującą się przejściowym skurczem naczyń i obrzękiem powierzchownym, które tymczasowo zmniejszyły emisję ciepła z powierzchni skóry. W przeciwieństwie do tego, znacząca rozbieżność termiczna zaobserwowana po leczeniu sugeruje, że przeciwzapalne i mikrocyrkulacyjne działanie EA ma charakter kumulatywny, a nie natychmiastowy, stając się widoczne dopiero po wielokrotnych sesjach. Te miary efektów mogą być ze sobą powiązane. Obrzęk jamy stawowej zazwyczaj odzwierciedla zakres stanu zapalnego błony maziowej i wysięku, podczas gdy lokalny status mikrokrążenia jest ściśle powiązany ze zmianami przepuszczalności naczyniowej podczas stanu zapalnego19. W naszych eksperymentach zmniejszenie objętości stawu po zastosowaniu EA zbiegło się z podwyższeniem temperatury lokalnej. Chociaż IRT nie mierzy bezpośrednio przepływu krwi, współwystępujące zmiany sugerują, że zwiększony miejscowy przepływ krwi może ułatwiać usuwanie mediatorów zapalnych, redukując tym samym naciek zapalny w obrębie błony maziowej i otaczających mięśni. Następcza poprawa funkcji motorycznych może wynikać z połączonych korzyści w postaci zmniejszenia obrzęku i złagodzenia stanu zapalnego. Ogólnie rzecz biorąc, zaobserwowane zmiany w tych parametrach wydają się być powiązanymi odpowiedziami, a nie odizolowanymi zdarzeniami. Wzór ten sugeruje, że EA może modulować wiele procesów patologicznych w sposób zintegrowany, zamiast działać poprzez pojedynczy mechanizm20.

W porównaniu do konwencjonalnych końcowych ocen histologicznych, multimodalny system dynamicznego monitorowania zastosowany w niniejszym badaniu oferuje wyraźne zalety praktyczne. Ultrasonografia małych zwierząt umożliwia podłużne, nieinwazyjne śledzenie wysięku stawowego bez narażenia na promieniowanie, co pozwala uniknąć zmienności międzyosobniczej właściwej dla końcowego pobierania próbek tkanek21. MRI małych zwierząt uzupełnia US, zapewniając szczegółową wizualizację zmian sygnału w mięśniach okołostawowych. Pozwala to na jakościową ocenę stanu zapalnego mięśni, której samo US mogłoby nie uchwycić w pełni. W połączeniu z IRT do pomiaru temperatury skóry w czasie rzeczywistym, podejście to dostarcza pośredniego wskaźnika ustępowania stanu zapalnego. Dostępność tych modalności obrazowania umożliwia przeprowadzanie wielokrotnych pomiarów w trakcie trwania leczenia. Poza zgodnością z zasadami 3R, ten podłużny schemat pozwala na wielokrotne obserwacje u każdego zwierzęcia, co minimalizuje wpływ zmienności osobniczej. Zgodnie z naszą wiedzą, żadne wcześniejsze badanie na zwierzętach oceniające akupunkturę w OA nie zintegrowało US, MRI, termografii, testów behawioralnych i histopatologii w ramach jednego schematu eksperymentalnego. To wielopoziomowe podejście dostarcza komplementarnych danych z zakresu domen funkcjonalnych, morfologicznych i histologicznych, zapewniając bardziej kompleksową ocenę niż jakakolwiek pojedyncza ocena końcowa.

Należy zwrócić uwagę na kilka ograniczeń. Po pierwsze, niniejsza praca opiera się na danych obserwacyjnych z eksperymentów na zwierzętach i brakuje w niej dowodów mechanistycznych z badań in vitro. Pozostaje niejasne, czy EA angażuje szlak NLRP3/caspase-1/IL-1β (rodzina receptorów NOD-like, domena pyrynowa 3). IL-1β i IL-18 są kluczowymi mediatorami zapalenia błony maziowej i mięśni, a ich dojrzewanie wymaga aktywacji inflamasomu NLRP322. Nie możemy również określić, czy zaobserwowane poprawy w krążeniu korelują ze zmianami w ekspresji VEGF (czynnik wzrostu śródbłonka naczyniowego) lub eNOS (śródbłonkowa syntaza tlenku azotu)23. Po drugie, zastosowano jeden parametr EA (2/100 Hz) ustawiony na dwa punkty akupunkturowe (ST36 i SP10). To, czy inne ustawienia lub alternatywne kombinacje punktów akupunkturowych mogłyby przynieść lepsze wyniki, wymaga dalszych badań24. Po trzecie, wszystkie dane obrazowe zostały pozyskane przez jednego operatora. Chociaż podejście to zapewniło spójność techniczną, nie oceniono niezawodności międzyobserwatorowej, co potencjalnie ogranicza możliwość uogólnienia wyników obrazowania. Po czwarte, pominięto grupę kontrolną poddaną wyłącznie unieruchomieniu, co utrudnia całkowite oddzielenie efektów znieczulenia, immobilizacji i manipulacji od terapeutycznych efektów EA. Po piąte, procedura SA została zaprojektowana jako minimalna kontrola w celu zmniejszenia efektów specyficznych dla punktów akupunkturowych, głębokich tkanek i stymulacji elektrycznej. Jednak różnica w głębokości wkłucia igły między interwencją rzeczywistą a pozorowaną uniemożliwia nam wyizolowanie wpływu samej głębokości. W związku z tym nasze wyniki należy interpretować jako porównanie pełnego protokołu EA z minimalną procedurą pozorowaną, a nie jako ścisłą ocenę stymulacji elektrycznej w izolacji. Po szóste, odległość kamery, kąt obrazowania i bezwzględna powierzchnia ROI nie zostały formalnie udokumentowane, co stanowi ograniczenie techniczne. Ostatnim ograniczeniem jest zastosowanie oddzielnych testów ANOVA dla każdego punktu czasowego, co pomija korelacje pomiarów powtarzanych oraz interakcję czasu z grupą, a tym samym zmniejsza czułość na zmiany dynamiczne.

Podsumowując, EA wiązała się z przeciwzapalnymi i funkcjonalnymi efektami w mysim modelu KOA wywołanej przez DMM. Pomimo ograniczeń, takich jak zmienna rozdzielczość w różnych modalnościach, zależność US i IRT od operatora, wysokie koszty MRI oraz potencjalny stres wynikający z powtarzanych pomiarów, protokół ten pozostaje wykonalną platformą do podłużnej oceny multimodalnej. Zintegrowany system zapewnia ramy dla ewaluacji przedklinicznej. Przyszłe prace powinny zoptymalizować parametry elektryczne oraz wykorzystać platformy organoidowe, organ-on-chip i AI w celu wyjaśnienia mechanizmów i opracowania zindywidualizowanej terapii25,26. Do usprawnienia translacji klinicznej wymagane są również lepsze kontrole pozorowane (sham), zestandaryzowane protokoły oraz dłuższy okres obserwacji.

Oświadczenia

Autorzy nie deklarują żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

Niniejsze badanie było wspierane przez Plan Działań na rzecz Innowacji w Nauce i Technologii w Szanghaju (23YF1447900 dla JMC) oraz Narodową Fundację Nauk Naturalnych Chin (U23A20508 dla LQY, 82575196 dla HSC oraz U24A6013 dla HX).

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
1% roztwór kwasu octowegoSolarbioCat# G1371Roztwór różnicujący/płukanka do barwienia
1% kwas solny w etanoluSolarbioCat# G1371Kwasowo-alkoholowy roztwór różnicujący
7T MRI dla małych zwierzątShanghai Chenguang7T MRI NOVALSystem obrazowania rezonansem magnetycznym dla małych zwierząt
Igły do akupunktury (0,16 mm × 25 mm)Wuxi Jiajian Medical Instrument, Wuxi, Chinalot no. 491226Sterylne igły do akupunktury
Adhezyjne szkiełka przedmiotoweJiangsu ShitaiMH0662Szkiełka przedmiotowe do przekrojów tkankowych
Bezwodny etanolShanghai Titan Technology Co., Ltd.64-17-5Etanol do odwodnienia
Myszy C57BL/6Shanghai Silaike Laboratory Animal Co., Ltd.https://www.slaccas.com/Zwierzęta doświadczalne
KryształyJiangsu ShitaiNot providedPozyskiwanie i montaż przekrojów tkankowych
Roztwór do dekalcyfikacjiSerivebioG1105-500mlOdczyn do dekalcyfikacji kości i stawów, pH 7,2-7,4
Urządzenie do elektrostymulacjiSuzhou Medical Supplies Factory Co., Ltd.SD-ZStymulator do elektroakupunktury
Kwas etylenodiaminotetraoctowyShanghai Titan Technology Co., Ltd.60-00-4Odczyn chelatujący
Fiji (ImageJ)National Institutes of Health (NIH)ImageJ bundled with 64-bit Java 8.Oprogramowanie do analizy obrazu
GazaWeizhe MedicalType A1: Standard Gauze Pads (Sterile)Materiał do usuwania owłosienia i czyszczenia
Krem do depilacjiVEETNot providedKrem depilacyjny
Oprogramowanie do analizy obrazów podczerwonychFLIRVersion not providedOprogramowanie dostarczone z podczerwonym obrazownikiem termicznym
Podczerwony obrazownik termicznyFLIR435-0007-03 (Early Batch)System termowizji podczerwonej
System anestezji inhalacyjnej dla małych zwierzątMatrx07149Gazowy system anestezji dla małych zwierząt
Izofluran (środek do anestezji inhalacyjnej)RWD217140901Anestetyk inhalacyjny
Wodoodporna elastyczna taśma medyczna Naisikang (3,81 cm × 4,57 m)Naisikang™732Materiał do pozycjonowania kończyn w MRI
Zmodyfikowany zestaw do barwienia Safraniną O i Fast Green (do kości)SolarbioCat# G1371Zestaw do barwienia chrząstki i kości
Kleszczyki do igiełRWDF21001-12Śródoperacyjne zaciskanie i szycie
Neutralne żywiczne medium montażowebiosharp23338664Histologiczne medium montażowe
TlenNot providedNot providedGaz nośny dla anestezji inhalacyjnej
Maszyna do zatapiania w parafinieLEICAEG1150CSystem zatapiania w parafinie
Mikrotom ParafinowyLEICARM2235Mikrotom obrotowy
Parafinaepredia151534Medium do zatapiania
ParaformaldehydSinopharm Reagents Co., Ltd.80096618Fiksatyw tkankowy
PBSServicebioG0002Fosforanowy bufor solny
Aparat RotarodPanlabLE8205System testowania zmęczenia Rotarod
Platforma obrazowania ultradźwiękowego dla małych zwierzątFujiVevo 3100System ultradźwiękowy dla małych zwierząt
Wodorotlenek soduShanghai Titan Technology Co., Ltd.G19852HOdczyn laboratoryjny
StereomikroskopOlympusSZ61Mikroskop do sekcji
Igły z nicią chirurgiczną (szycie wchłanialne 6-0 i jedwabne 6-0)Ningbo Medical Suture Co., Ltd.Cosmetic Needles 1/2 4X12 40Szycie pooperacyjne
Ostrza chirurgiczne (10#)Hangzhou Nuoyang Biotechnology Co., Ltd.20090120Nacięcie więzadła łąkotki przyśrodkowej
Dehydrator tkanekLEICATP1020Automatyczny procesor tkanek
Suszarka do tkanekLEICAHI1220Suszarka do szkiełek
Kasety do zatapiania tkanekJiangsu ShitaiREF31050102WZużywalne materiały do zatapiania
Rozpylacz tkanekLEICAHI1210System do rozprowadzania przekrojów
Oprogramowanie do analizy ultradźwięków (Vevo Lab 3.1.0)OpticVersion 3.1.0Trójwymiarowe oprogramowanie do analizy ultradźwięków
Środek sprzęgający do ultradźwiękówHu Qingyu TangYY0299-2008Żel sprzęgający do ultradźwięków
Skaner całych preparatówOlympusVS200Cyfrowy system skanowania szkiełek
KsylenSinopharm Reagents Co., Ltd.10023418Odczyn klarujący

Bibliografia

  1. Lee BJ et al. Association between metabolic syndrome and knee osteoarthritis: a cross-sectional nationwide survey study. J Rehabil Med. 2019;51(6):464-70.
  2. Glyn-Jones S et al. Osteoarthritis. Lancet. 2015;386(9991):376-87.
  3. Hunter DJ, Bierma-Zeinstra S. Osteoarthritis. Lancet. 2019;393(10182):1745-59.
  4. Rahmati M, Mobasheri A, Mozafari M. Inflammatory mediators in osteoarthritis: a critical review of the state-of-the-art, current prospects, and future challenges. Bone. 2016;85:81-90.
  5. Fokam D, Lehmann C. Clinical assessment of arthritic knee pain by infrared thermography. J Basic Clin Physiol Pharmacol. 2019;30(3):20170218.
  6. Ren G et al. Serum and synovial fluid cytokine profiling in hip osteoarthritis: distinct from knee osteoarthritis and correlated with pain. BMC Musculoskelet Disord. 2018;19(1):39.
  7. Siqueira MB et al. Comparison of synovial fluid cytokine levels between traumatic knee injury and end-stage osteoarthritis. J Knee Surg. 2017;30(2):128-33.
  8. Xu H et al. Utilization of longitudinal ultrasound to quantify joint soft-tissue changes in a mouse model of posttraumatic osteoarthritis. Bone Res. 2017;5:17012.
  9. Tattersall GJ. Infrared thermography: a non-invasive window into thermal physiology. Comp Biochem Physiol A Mol Integr Physiol. 2016;202:78-98.
  10. Schiavon G et al. Infrared thermography for the evaluation of inflammatory and degenerative joint diseases: a systematic review. Cartilage. 2021;13(2_suppl):1790S-801S.
  11. De Marziani L et al. Infrared thermography in symptomatic knee osteoarthritis: joint temperature differs based on patient and pain characteristics. J Clin Med. 2023;12(6):2319.
  12. Zhao Y, Liu B, Liu CJ. Establishment of a surgically-induced model in mice to investigate the protective role of progranulin in osteoarthritis. J Vis Exp. 2014;(84):e50924.
  13. Jiang Y et al. Electroacupuncture ameliorates cerebrovascular impairment in Alzheimer’s disease mice via melatonin signaling. CNS Neurosci Ther. 2023;29(3):917-31.
  14. Wang Z et al. Effect of electroacupuncture on the kisspeptin system in a pubertal rat model of polycystic ovary syndrome. Acupunct Med. 2021;39(5):491-500.
  15. Brochard S, et al. A single intraarticular injection of a tranexamic acid-modified hyaluronic acid (HA/TXA) alleviates pain and reduces OA development in a murine model of monosodium iodoacetate-induced osteoarthritis. Front Pharmacol. 2024;15:1456495.
  16. Mi B et al. A preliminary study on the diagnostic value of infrared thermography in children with idiopathic thrombocytopenic purpura. Sheng Wu Yi Xue Gong Cheng Xue Za Zhi. 2020;37(4):652-60.
  17. Bannuru RR et al. OARSI guidelines for the non-surgical management of knee, hip, and polyarticular osteoarthritis. Osteoarthritis Cartilage. 2019;27(11):1578-89.
  18. Oliveira MC, Vullings J, van de Loo FAJ. Osteoporosis and osteoarthritis are two sides of the same coin paid for obesity. Nutrition. 2020;70:110486.
  19. Ramezanpour S et al. Impact of sustained synovitis on knee joint structural degeneration: 4-year MRI data from the Osteoarthritis Initiative. J Magn Reson Imaging. 2023;57(1):153-64.
  20. Zhao M et al. Electroacupuncture alleviates osteoarthritis and is associated with activation of the Nrf2/HO-1 pathway and reduced ferroptosis-related changes. Front Mol Biosci. 2026;13:1764620.
  21. Blackshear CP et al. Three-dimensional ultrasound versus computerized tomography in fat graft volumetric analysis. Ann Plast Surg. 2018;80(3):293-6.
  22. Karmakar V et al. Targeting the NLRP3 inflammasome as a novel therapeutic target for osteoarthritis. Inflammopharmacology. 2025;33(2):461-84.
  23. Wilson TG et al. Circulating miR-126-3p is a mechanistic biomarker for knee osteoarthritis. Nat Commun. 2025;16(1):2021.
  24. Wang J et al. Effects of electroacupuncture on knee osteoarthritis in rats through suppressing p38 MAPK/ERK/CREB pathway. J Inflamm Res. 2026;19:581985.
  25. Cao JC, et al. Electrostrategies in orthopaedic research. Biomater Transl. 2025;6(3):294-313.
  26. Wei Y, et al. Organoids in aging research: Bridging cutting-edge biotechnology with the wisdom of traditional Chinese medicine.Organoid Res. 2026;2(1):025460035.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Model mysizapalenie błony maziowejtest rotarodobrazowanie rezonansem magnetycznymtermografia na podczerwieńpatologia chrząstkibarwienie histologiczne
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.