Niniejsze badanie retrospektywne zostało przeanalizowane i zatwierdzone przez Komisję Etyczną Szpitala Medycyny Tradycyjnej Chińskiej w Quzhou (numer zatwierdzenia 20240208). Przed pobraniem próbek od każdego włączonego do badania pacjenta lub jego opiekuna prawnego uzyskano pisemną zgodę na udział w badaniu.
Pobieranie próbek
Tkanki pierwotnych guzów NSCLC pobrano chirurgicznie od zakwalifikowanych pacjentów, natomiast odpowiadające im sąsiednie prawidłowe tkanki płuca zebrano retrospektywnie z National Engineering Research Center for Clinical Biopsy (miasto Quzhou, prowincja Zhejiang, Chiny). W to badanie kohortowe włączono łącznie 157 próbek od pacjentów z NSCLC, zakwalifikowanych sekwencyjnie między styczniem 2019 a grudniem 2024 roku. Wielkość próby obejmująca 157 par preparatów została uzasadniona statystycznie na podstawie wcześniej opublikowanych badań nad prognostyką miRNA w NSCLC: przy założeniu umiarkowanej wielkości efektu 0,5, α = 0,05 i mocy statystycznej 80%, minimalna wymagana wielkość próby została obliczona na 122 przypadki. Uwzględniając potencjalną utratę preparatów, rozległą martwicę tkanek oraz pacjentów utraconych z obserwacji, sekwencyjnie zakwalifikowano 157 spełniających kryteria pacjentów w okresie od stycznia 2019 do grudnia 2024 roku, aby zagwarantować wystarczającą moc statystyczną. Wszystkie tkanki nowotworowe oraz odpowiadające im sąsiednie prawidłowe tkanki płuc pobrano od tego samego pacjenta podczas resekcji chirurgicznej, tworząc pary próbek do późniejszych analiz porównawczych.
Kryteria włączenia obejmowały: (1) pacjentów z patologicznie potwierdzonym pierwotnym NSCLC na podstawie biopsji pooperacyjnej; (2) kompletne dane kliniczne wyjściowe, stopień zaawansowania histopatologicznego oraz dane dotyczące przeżywalności w długoterminowej obserwacji; (3) brak wcześniejszej radioterapii, chemioterapii lub terapii celowanej przed pobraniem tkanek; (4) dostępność kompletnych, sparowanych próbek tkanki nowotworowej i tkanki okołonowotworowej.
Kryteria wykluczenia obejmowały: (1) połączone wtórne guzy złośliwe innych narządów; (2) pacjentów utraconych z obserwacji w ciągu 3 miesięcy po operacji; (3) preparaty z ciężką martwicą lub niewystarczającą objętością tkanki do późniejszej detekcji molekularnej.
Wszystkie świeże próbki tkanek umieszczono w ciekłym azocie w ciągu 15 min po resekcji chirurgicznej, a następnie przeniesiono do zamrażarki niskotemperaturowej i przechowywano w −80 °C w celu ekstrakcji RNA i białek. Regularnie przeprowadzano obserwację kliniczną, a całkowity przeżywalność mierzono w miesiącach od momentu postawienia diagnozy patomorfologicznej do śmierci lub ostatniej wizyty kontrolnej.
Stratyfikacja poziomu ekspresji miR-21-5p
Wartości względnej ekspresji miR-21-5p u wszystkich 157 pacjentów zostały posortowane w kolejności rosnącej, a kohorta została podzielona na grupy na podstawie mediany ekspresji. Ze względu na liczne wartości identyczne z medianą, pacjenci z ekspresją poniżej mediany zostali przypisani do grupy niskiej ekspresji (n = 61); pacjenci z ekspresją równą lub wyższą od mediany, w tym wszystkie obserwacje o wartości równej medianie, zostali zakwalifikowani do grupy wysokiej ekspresji (n = 96). Ta zasada przydziału wartości identycznych została określona przed podziałem na grupy w celu rozstrzygnięcia powtarzających się odczytów mediany, a wynik grupowania został zweryfikowany na podstawie surowych danych ilościowych z qRT-PCR.
Hodowla komórkowa
Ludzkie linie komórkowe NSCLC A549 i H129 otrzymano od dostawcy komercyjnego (patrz Tabela materiałów). Komórki A549 utrzymywano w medium RPMI-1640, a komórki H129 hodowano w medium DMEM. Oba media hodowlane wzbogacono o 10% inaktywowanej ciepłem płodowej surowicy bydlęcej (FBS), penicylinę (10 U/mL) i streptomycynę (10 µg/mL). Komórki hodowano w standardowych warunkach w temperaturze 37 °C w inkubatorze z nawilżaniem i dostarczonym 5% CO₂.
W celu potwierdzenia tożsamości linii komórkowych A549 i H129 przed wszystkimi eksperymentami funkcjonalnymi przeprowadzono profilowanie krótkich powtórzeń tandemowych (STR). Testy na obecność zanieczyszczeń mycoplasma wykonywano co miesiąc przy użyciu komercyjnego zestawu do detekcji mycoplasma opartego na metodzie PCR; do kolejnych analiz wykorzystywano wyłącznie komórki wolne od mycoplasma.
Komórki w fazie wzrostu logarytmicznego z zachowaną morfologią zostały zebrane do transfekcji przejściowej. Odczynnika do transfekcji opartego na lipidach (patrz Tabela materiałów) użyto zgodnie z instrukcjami producenta. Dalsze analizy komórkowe przeprowadzono 50 h po transfekcji.
Transfekcja komórek
Do transfekcji wykorzystano komórki w logarytmicznej fazie wzrostu o prawidłowej morfologii, które wysiano na płytki hodowlane z 24-godzinnym wyprzedzeniem, aby osiągnęły 60%–70% konfluencji. Transfekcję przeprowadzono z użyciem odczynnika do transfekcji opartego na lipidach (patrz Tabela materiałów) zgodnie z instrukcjami producenta. Wykorzystano cztery grupy eksperymentalne: negatywną kontrolę dla mimiku (mimic-NC), mimik miR-21-5p, negatywną kontrolę dla inhibitora (inhibitor-NC) oraz inhibitor miR-21-5p. Sekwencje nukleotydowe podano w Pliku uzupełniającym 1.
Całkowite RNA wyekstrahowano 50 h po transfekcji, a następnie przeprowadzono ilościową reakcję PCR z odwrotną transkrypcją (qRT-PCR), aby zmierzyć względną ekspresję miR-21-5p i zweryfikować wydajność transfekcji. Testy migracji komórkowej przeprowadzono 50 h po transfekcji. W przypadku transfekcji przejściowej komórki poddano działaniu mimiku miR-21-5p lub negatywnej kontroli mimiku (mimic-NC) w końcowym stężeniu 50 nM, natomiast inhibitor miR-21-5p oraz negatywna kontrola inhibitora (inhibitor-NC) zostały wprowadzone w stężeniu 10 nM. Aby uniknąć efektów zakłócających wynikających z różnic w ilości wprowadzonego kwasu nukleionowego, całkowitą ilość transfektowanego kwasu nukleinowego utrzymano na identycznym poziomie we wszystkich czterech grupach badawczych.
Proliferację komórek oceniono za pomocą testu Cell Counting Kit-8 (CCK-8). Stabilnie transfektowane komórki wysiano do płytek 96-dołkowych w zagęszczeniu 3 × 103 komórek/dołek, z sześcioma powtórzeniami technicznymi dla każdej grupy. Po 24, 48 i 72 h od wysiania do każdego dołka dodano 10 µL odczynnika CCK-8, a następnie inkubowano w temperaturze 37 °C przez 2 h. Proliferację komórek określono poprzez pomiar absorbancji przy 450 nm za pomocą czytnika płytek mikrodołkowych.
Wszystkie eksperymenty dotyczące transfekcji przejściowej, testu CCK-8 oraz migracji przeprowadzono z co najmniej trzema niezależnymi powtórzeniami biologicznymi, a każde powtórzenie biologiczne obejmowało 3–6 powtórzeń technicznych, zgodnie z powyższym opisem.
Ilościowa reakcja PCR z odwrotną transkrypcją
Całkowite RNA z komórek NSCLC oraz parowanych klinicznych próbek guza i sąsiadujących tkanek prawidłowych wyizolowano przy użyciu odczynnika do ekstrakcji RNA opartego na fenolu/guanidynie (patrz Tabela materiałów). Czystość i stężenie RNA określono za pomocą spektrofotometrii ultrafioletowej; do odwrotnej transkrypcji poddano jedynie próbki o stosunkach gęstości optycznej (OD) 260/280 oraz OD 260/230 w zakresie 1,8–2,1. Sekwencje starterów podano w Pliku uzupełniającym 1. Układ do odwrotnej transkrypcji zawierał 50 ng całkowitego RNA, 2 µL buforu do odwrotnej transkrypcji, 1 µL mieszaniny dNTP, 0,5 µL odwrotnej transkryptazy, 1 µL specyficznego startera stem-loop dla miRNA lub startera oligo(dT) dla mRNA oraz wodę wolną od RNaz do całkowitej objętości 20 µL. Układ amplifikacji qRT-PCR (całkowita objętość 20 µL) składał się z 10 µL mieszaniny SYBR Green qPCR master mix, 0,4 µL startera forward (10 µM), 0,4 µL startera reverse (10 µM), 2 µL rozcieńczonej matrycy cDNA oraz 7,2 µL wody wolnej od RNaz.
mRNA dla CADM1 i GAPDH poddano odwrotnej transkrypcji przy użyciu zestawu do odwrotnej transkrypcji, natomiast miR-21-5p poddano odwrotnej transkrypcji z wykorzystaniem starterów typu stem-loop oraz egzogennego cel-miR-39 jako kontroli wewnętrznej (spike-in). Egzogenny cel-miR-39 dodano do każdej próbki RNA bezpośrednio po izolacji całkowitego RNA i przed odwrotną transkrypcją. Jako syntetyczny C. elegans cel-miR-39, microRNA nieposiadające sekwencji homologicznej w transkryptach ludzkich, może korygować odchylenia spowodowane zróżnicowaną wydajnością ekstrakcji RNA, stratami wynikającymi z degradacji RNA oraz zmiennością wydajności odwrotnej transkrypcji w różnych klinicznych próbkach tkanek, służąc jako egzogenna, uniwersalna kontrola normalizacyjna do kwantyfikacji miRNA. Analizę qRT-PCR przeprowadzono z użyciem master mixu opartego na fluorescencyjnym barwniku wiążącym DNA w systemie PCR w czasie rzeczywistym (patrz Tabela materiałów): 95 °C przez 3 min, a następnie 40 cykli w 95 °C przez 10 s, 60 °C przez 30 s, a następnie 72 °C przez 20 s, wraz z analizą krzywych topnienia w celu potwierdzenia specyficzności amplifikacji. Dla każdej próbki wykonano trzy powtórzenia biologiczne, z których każde obejmowało trzy powtórzenia techniczne, a względną ekspresję obliczono przy użyciu metody 2-⁻ΔΔCt metoda. Pełne sekwencje starterów dla CRP, TNF-αi IL-6 amplifikacja mRNA została przedstawiona w Plik uzupełniający 1 obok CADM1, GAPDHoraz sekwencje starterów dla miR-21-5p.
Ustanowienie stabilnej ekspresji miR-21-5p za pośrednictwem lentiwirusa
Komercyjne wektory lentiwirusowe LV-miR-21-5p oraz pusty kontrolny wektor LV-NC zostały zapakowane w komórkach 293T. Sekwencja prekursora miR-21-5p została wstawiona do lentiwirusowego szkieletu zawierającego geny oporności na puromycynę oraz reporterowe geny GFP. Nadnadstąwia lentiwirusowe zebrano po 48 h i 72 h od transfekcji, a następnie skoncentrowano i oczyszczono w celu infekcji komórek.
Komórki A549 i H129 wysiano 24 h przed infekcją, aby osiągnęły 50–60% konfluencji. Komórki zainfekowano przy MOI = 10 (A549) i MOI = 15 (H129) z dodatkiem 5 µg/mL polybrene w celu zwiększenia wydajności transfekcji. Po 24 h od infekcji wymieniono medium, a komórki hodowano przez kolejne 48 h przed selekcją puromycyną.
Selekcję stabilnych linii komórkowych prowadzono przy użyciu puromycyny w stężeniu 5 µg/mL przez 10 kolejnych dni; w celu weryfikacji całkowitej eliminacji komórek nietransdukowanych w ciągu 7 dni wykorzystano niezakażone komórki kontrolne. Wyizolowano pojedyncze klony dodatnie pod względem GFP, które następnie namnożono w celu wytworzenia stabilnych monoklonalnych linii komórkowych LV-21 oraz LV-NC.
Do testów ratunkowych CADM1 przygotowano komercyjne lentiwirusy do nadekspresji LV-CADM1 oraz do wyciszenia sh-CADM1. Utworzono cztery grupy eksperymentalne: LV-NC, LV-miR-21-5p, LV-CADM1 oraz grupę ratunkową LV-miR-21-5p + LV-CADM1. Infekcję lentiwirusami CADM1 przeprowadzono przy tym samym MOI i w tych samych warunkach selekcji puromycyną, co w przypadku wektorów miR-21-5p. Wszystkie eksperymenty dotyczące ratowania proliferacji i migracji powtórzono w trzech niezależnych powtórzeniach biologicznych.
Walidacja stabilnej nadekspresji miR-21-5p
Z zebranych stabilnych klonów komórkowych LV-21 i LV-NC wyekstrahowano całkowite RNA. Przeprowadzono analizę qRT-PCR w celu oznaczenia względnego poziomu ekspresji hsa-miR-21-5p, wykorzystując cel-miR-39 jako egzogenny odnośnik. Do wszystkich kolejnych testów funkcjonalnych wybrano klony komórkowe z ponad 8-krotnym wzrostem ekspresji miR-21-5p w stosunku do grupy LV-NC, co potwierdziło pomyślne wytworzenie linii komórkowych ze stabilną nadekspresją miR-21-5p.
Test reporterowy z podwójną lucyferazą
skonstruowano plazmid reporterowy 3'-UTR CADM1 typu dzikiego (WT-CADM1) zawierający przewidywaną sekwencję wiążącą miR-21-5p oraz mutant plazmidu reporterowego 3'-UTR CADM1 (MUT-CADM1) zmutowanym regionem seed. Komórki A549 wysiano do płytek 24-dołkowych na 24 h przed transfekcją, aby osiągnęły 60%–70% konfluencji. Każdy dołek poddano kotransfekcji 50 ng plazmidu reporterowego WT/MUT, 50 nM mimiku miR-21-5p lub mimiku-NC oraz plazmidu referencyjnego wewnętrznego lucyferazy Renilla w stałym stosunku masowym. Po 48 h inkubacji po transfekcji komórki całkowicie zlizowano, a następnie sekwencyjnie oznaczono sygnały luminescencji lucyferazy świetlikowej i Renilla przy użyciu zestawu do detekcji podwójnej lucyferazy. Względną aktywność lucyferazy obliczono jako stosunek wartości luminescencji świetlikowej do wartości luminescencji Renilla. Każda grupa eksperymentalna obejmowała trzy niezależne powtórzenia biologiczne, z trzema powtórzeniami technicznymi na każde powtórzenie biologiczne; do statystycznego porównania względnej aktywności lucyferazy między grupami mimiku-NC i mimiku miR-21-5p zastosowano test t dla dwóch niezależnych grup.
Test migracji Transwell
W teście migracji Transwell stabilnie transfektowane komórki zawieszono w medium bezsurowiczym i wysiano do górnych wkładów w zagęszczeniu 4 × 104 komórek na dołek. Dolne komory wypełniono kompletną pożywką hodowlaną uzupełnioną o 10% FBS w celu utworzenia gradientu chemotaktycznego. Po inkubacji przez 48 h w temperaturze 37 °C w atmosferze nawilżonej zawierającej 5% CO₂, komórki pozostające na górnej powierzchni membrany zostały ostrożnie usunięte. Komórki, które migrowały na dolną stronę membrany, utrwalono w metanolu i zabarwiono fioletem krystalicznym. Migrację ilościowo określono poprzez zliczenie komórek w pięciu losowo wybranych polach mikroskopowych na wkład. Każdy eksperyment przeprowadzono w trzech niezależnych powtórzeniach biologicznych, przy czym dla każdego powtórzenia biologicznego wykonano trzy powtórzenia techniczne.
Analizy statystyczne
Wszystkie eksperymenty in vitro przeprowadzono z minimum trzema niezależnymi powtórzeniami biologicznymi, z których każde posiadało odpowiednie powtórzenia techniczne. W celu doboru odpowiedniej analizy statystycznej w pierwszej kolejności oceniono rozkład danych za pomocą testu normalności Shapiro-Wilka. Dla porównań parowanych między tkanką nowotworową a sąsiednią tkanką prawidłową zastosowano test t-Studenta dla prób parowanych lub testy znaków Wilcoxona, w zależności od rozkładu danych. Porównania między dwiema niezależnymi grupami analizowano za pomocą niezależnego testu t-Studenta lub testu U Manna-Whitneya. Różnice między wieloma grupami, w tym w eksperymentach typu rescue, oceniano za pomocą jednoczynnikowej analizy wariancji (ANOVA) z następczą korektą post hoc Bonferroniego, natomiast ANOVA z powtarzanymi pomiarami została wykorzystana do analizy zestawów danych podłużnych, takich jak testy proliferacji CCK-8 i testy gojenia ran. Związki między kategoriami zmiennych klinicznych badano za pomocą testu χ2, a relację między ekspresją miR-21-5p a CADM1 oceniono za pomocą analizy korelacji Pearsona. Przeżywalność pacjentów analizowano przy użyciu krzywych Kaplana-Meiera, a porównania przeprowadzono za pomocą testu log-rank. Niezależne czynniki prognostyczne zidentyfikowano za pomocą jednowymiarowej i wielowymiarowej analizy regresji proporcjonalnych hazardów Coxa. Istotność statystyczną zdefiniowano jako P < 0.05. Wielowymiarowa regresja Coxa została skorygowana o wiek, płeć, typ histologiczny, poziom miR-21-5p oraz stan węzłów chłonnych (referencja: wiek ≤ 60, kobieta, rak płaskonabłonkowy, niski poziom miR-21-5p, brak przerzutów do węzłów); założenie o proporcjonalności hazardów sprawdzono za pomocą reszt Schoenfelda, a zmienne z jednowymiarową wartością P < 0.10 włączono do modelu za pomocą metody enter selection.