What is the main difference between enteral and parenteral routes of compound administration?

Enteral administration delivers compounds via the digestive tract, where the substance undergoes hepatic metabolism before entering the bloodstream. Parenteral routes, such as intravenous or intramuscular injection, bypass the liver, resulting in higher bioavailability. This first-pass metabolism difference significantly affects how quickly and completely the compound reaches systemic circulation.

Why is sterility important when preparing injection solutions for animal studies?

Sterile preparation prevents introducing pathogens into the animal during injection. Both the injection material and the needles and syringes must be sterile to avoid infection. Contamination can compromise animal health and invalidate experimental results, making sterility a fundamental consideration before any compound administration procedure.

How does needle gauge selection relate to injection solution viscosity?

Solution viscosity determines needle selection because thicker solutions require larger gauge needles to pass through. For mice and rats, 20 to 30 gauge needles are typically used in parenteral administration. The solution should flow through at least one needle, and the smallest gauge feasible is chosen if the solution passes through multiple needle sizes.

What are the advantages of subcutaneous injection compared to other parenteral routes?

Subcutaneous injection allows safe administration of larger volumes by placing material between skin layers and muscle in a virtual space created by lifting the skin. Although absorption is slower than other routes, this provides a more sustained effect. The technique is relatively simple and carries lower risk of complications compared to intramuscular or intravenous injection.

Why must intravenous injections target the lateral caudal tail veins rather than the ventral midline?

The lateral caudal tail veins on the sides of the tail are suitable for injection because they deliver compounds directly into the circulatory system. The artery running along the ventral midline is not suitable for injection purposes. Proper vein selection ensures effective delivery and prevents tissue damage from injecting into arterial or subcutaneous spaces.

What precautions should be taken during intramuscular injection to prevent tissue damage?

Inject material slowly and steadily, as rapid injection causes tissue trauma. Avoid repositioning the syringe during injection to prevent muscle damage. For the gluteal muscle, insert the needle to a maximum depth of 5 mm; for the gastrocnemius, use 3 mm maximum. Improper or repeated injections can cause nerve damage resulting in paralysis or muscle necrosis.

How does intraperitoneal injection absorption compare to other parenteral routes?

Although intraperitoneal injection is classified as parenteral administration, its absorption mechanism is actually more similar to oral dosing. The compound is injected directly into the peritoneal cavity, allowing safe delivery of large volumes. This route provides intermediate absorption rates compared to subcutaneous and intravenous routes, making it useful for specific experimental applications.

Podawanie związków I

0 wyświetleń15:05 min

1. Wstrzyknięcie podskórne

Ręcznie przytrzymuj mysz za pomocą jednoręcznego przytrzymywania krępowania. Po uchwyceniu pozwól myszy spocząć na stole lub innej bezpiecznej powierzchni. Pamiętaj, aby unikać wywierania nacisku na korpus myszy.
Oprzyj piętę dłoni na stole, aby uniknąć nadmiernego obciążenia myszy, które może utrudnić oddychanie. Myszy można również unieruchomić w urządzeniu komercyjnym. W przypadku szczurów najlepiej jest użyć komercyjnego urządzenia przytrzymującego.
Chwyć skórę i pociągnij w górę, aby stworzyć namiot ze skóry. W przypadku korzystania z urządzenia przytrzymującego może być konieczne użycie kleszczy do uchwycenia skóry przez szczelinę na górze.
Wbić igłę równolegle do kręgosłupa, skierowaną od głowy u podstawy fałdu skórnego namiotu. Skieruj igłę z dala od głowy, aby uniknąć możliwości przebicia czaszki, ponieważ kość czaszki myszy jest bardzo cienka. Szczury mają tendencję do podnoszenia głowy, co może spowodować umieszczenie zastrzyku w mięśniach szyi.
Włóż igłę skos do góry, aby umożliwić delikatne wślizgiwanie się w skórę. Zwróć uwagę, że igła jest wsuwana poniżej palców chwytających skórę. Aby zwiększyć bezpieczeństwo podczas wstrzykiwania przedmiotów niebezpiecznych biologicznie, skórę chwyta się kleszczami, eliminując w ten sposób możliwość zranienia igłą.
Odciągnąć tłok, aby sprawdzić, czy jest prawidłowo umieszczony. Jeśli powietrze zostanie zassane do strzykawki, oznacza to, że końcówka igły nie znajduje się pod skórą i będzie musiała zostać pobrana i ponownie położona. Jeśli po odciągnięciu tłoka występuje ciśnienie wsteczne, oznacza to prawidłowe umieszczenie igły i możliwość kontynuowania wstrzykiwania.
Wstrzykiwać substancję powoli, równomiernym ruchem. Aby zapobiec utracie przedmiotu do wstrzykiwań, należy zrobić przerwę po wstrzyknięciu, lekko obrócić igłę pod skórą i ścisnąć skórę w miejscu wstrzyknięcia, jednocześnie wyjmując igłę.

Rysunek 1. Wstrzyknięcie podskórne u myszy.

2. Iniekcja dootrzewnowa

W tej technice wstrzykiwania u myszy stosuje się metodę ręcznego krępowania jedną ręką. Wyreguluj rękę tak, aby znajdowała się wystarczająco wysoko na szyi, aby zapobiec obracaniu się myszy.
Chwyć luźną skórę na karku między kciukiem a palcem wskazującym.
Ustabilizuj tylne ćwiartki, przypinając luźną skórę wzdłuż grzbietu między drugim, trzecim i czwartym palcem a podstawą kciuka lub umieszczając ogon między trzecim a czwartym palcem.
Wstrzyknięcie IP u szczura wymaga dwóch osób, jednej do przytrzymania szczura, a drugiej do wykonania wstrzyknięcia.
1. Chwyć szczura za ramiona, używając palca wskazującego i środkowego po obu stronach szyi oraz dłoni z tyłu. Kciuk oraz trzeci i czwarty palec powinny otaczać klatkę piersiową, aby zapobiec ruchom do przodu lub do tyłu. Ułożenie palców po obu stronach szyi zapobiega obracaniu głowy przez szczura.
2. Podnieś szczura i obróć go, aby odsłonić brzuszny brzuch.
3. Ustabilizuj tylne ćwiartki, mocno chwytając stopy i ogon i odsuwając je od ciała.
Ustaw mysz lub szczura tak, aby odsłonił brzuch, upewniając się, że jest skierowany do góry.
Przechyl zwierzę z głową skierowaną w dół pod kątem około 30°, aby jelita opadły do przodu.
Punkty orientacyjne iniekcji są następujące:
1. Obszar, który ma zostać wstrzyknięty, jest otoczony czaszką wyimaginowaną linią biegnącą poziomo w poprzek ciała w górnej części biodra (od boku do boku).
2. Linia środkowa to granica przyśrodkowa, rozpoznawana jako miejsce, w którym spotykają się włosy rosnące w przeciwnych kierunkach. U zwierząt bezwłosych linia środkowa rozciąga się w linii prostej od mieczykowatej do odbytu.
3. Granica boczna to linia biegnąca od górnej części biodra do napletka u samca oraz od górnej części biodra i wzdłuż strzyków u samicy.
4. Zapewnia to trójkątny obszar do bezpiecznego wstrzykiwania.
Wprowadzenie artykułu w obrębie punktów orientacyjnych
1. Wbij igłę prostopadle do kręgosłupa, poza linią środkową, w trójkąt, jak opisano powyżej. Umieszczenie igły pod kątem 90° do płaszczyzny ciała pozwala na bezpieczne wstrzyknięcie z wykorzystaniem obu stron brzucha. Jest to szczególnie ważne w przypadku wielokrotnych wstrzyknięć, ponieważ minimalizuje uraz tkanki, umożliwiając naprzemienność miejsc wstrzyknięć.
2. Gdy igła zostanie umieszczona pod kątem 90°, "wskoczy" w brzuch, co pozwoli na łatwiejsze określenie głębokości. Jest to również wizualna i dotykowa wskazówka, że igła jest prawidłowo ustawiona.
3. Odessać strzykawkę, aby zapewnić umieszczenie w jamie otrzewnej, a nie w pęcherzu moczowym, jelicie lub strukturach naczyniowych.
4. Należy unikać wstrzykiwania doogonowo samcowi myszy, aby zapobiec podawaniu artykułu do worka mosznowego. Należy unikać wstrzykiwania do smoczka samicy, aby zapobiec urazowi.

Rysunek 2. Punkty orientacyjne dla wstrzyknięcia dootrzewnowego u myszy.

3. Wstrzyknięcie domięśniowe

Unieruchomienie w tej technice dla myszy i szczurów wymaga albo dwóch osób, albo użycia rurki krępującej. Opisana tutaj jest metoda jednoosobowa wykorzystująca urządzenie krępujące.
1. Umieścić zwierzę w urządzeniu przytrzymującym.
2. Gdy zwierzę znajdzie się w tubie, chwyć za ogon, aby ustawić zwierzę z tylnymi nogami poza rurką.
3. Chwyć skórę boku w czaszkowej części kości udowej, aby wyprostować nogę i zapobiec zgięciu kolana.
4. Urządzenie przytrzymujące należy ustawić tak, aby stało na stole z głową zwierzęcia skierowaną w dół lub leżało na stole skierowanym w stronę ciała technika, aby umożliwić stabilizację urządzenia podczas wykonywania wstrzyknięcia.
5. Punkty orientacyjne wstrzyknięcia są następujące: zarówno noga myszy, jak i szczura są małe, a mięśnie pośladkowe (mięśnie ud ogonowych) stanowią największą masę mięśniową w kończynie tylnej; Drugą co do wielkości masą mięśniową kończyny tylnej jest mięsień brzuchaty łydki (mięsień łydki). Wstrzyknięcie wykonuje się od strony ogonowej nogi.
  1. Zlokalizuj masę mięśniową pośladków za kością udową. Kość można wyczuć palpacyjnie, a duży mięsień jest łatwo wyczuwalny.
  2. Zwróć uwagę, że linia środkowa nogi od tylnej części biegnie od punktu stawu skokowego do ogona. Włosy często mają grzbiet, w którym się łączą, ponieważ rosną w przeciwnych kierunkach od powierzchni bocznej i wewnętrznej.
  3. Zastrzyki wykonuje się w kierunku bocznej części uda poza linią środkową. Zmniejsza to prawdopodobieństwo uszkodzenia nerwów i naczyń krwionośnych znajdujących się na przyśrodkowej powierzchni nogi.
  4. Iniekcje do mięśnia brzuchatego łydki wykonuje się od strony tylnej i ze starannym uwzględnieniem lokalizacji żyły odpiszczelowej bocznej.
6. Wprowadzenie artykułu w obrębie punktów orientacyjnych
  1. Wbić igłę prostopadle do kości udowej poza linią środkową, jak opisano powyżej, na maksymalną głębokość 5 mm w przypadku mięśnia pośladkowego i maksymalnie 3 mm w przypadku mięśnia brzuchatego łydki.
  2. Aby uniknąć urazu mięśnia, należy zapobiegać obcemu ruchowi igły w tkance. Strzykawkę należy trzymać w taki sposób, aby nie wymagała zmiany pozycji ręki w celu wykonania wstrzyknięcia.
  3. Odessać strzykawkę, aby zapewnić umieszczenie jej w mięśniu, a nie w naczyniu krwionośnym.
  4. Wstrzykiwać materiał równomiernym, płynnym ruchem. Nie należy wstrzykiwać szybko, aby umożliwić powolne rozszerzanie mięśni. Szybkie wstrzyknięcie spowoduje uraz tkanki.

Rysunek 3. Wstrzyknięcie domięśniowe do mięśnia pośladkowego u szczurów.

4. Wstrzyknięcie dożylne z wykorzystaniem żyły ogonowej

Unieruchomienie zwierzęcia zależy od tego, czy zwierzę jest znieczulone, czy przytomne.
1. Użyj cylindrycznej rurki krępującej dla przytomnych myszy lub szczurów, z wyjątkiem zwierząt bezwłosych lub nagich. Ze względu na tłustą naturę bezwłosych zwierząt trudno jest zmienić ich położenie i usunąć z akrylowych ograniczników, ponieważ ich skóra ma tendencję do przylegania do sztywnego plastiku. W ten sposób stosuje się elastyczny stożek z tworzywa sztucznego.
2. Inne urządzenia iniekcyjne obejmują oświetlone platformy, podgrzewane platformy i sztywne plastikowe stożki, w których mysz jest utrzymywana w stożku ściśle z napięciem na ogonie.
3. Znieczulone myszy mogą nie potrzebować ograniczeń.
4. Ogrzej całe ciało lub tylko ogon, aby zapewnić rozszerzenie naczyń krwionośnych naczyń ogonowych.
  1. Ogrzej całe ciało za pomocą elektrycznej poduszki grzewczej ustawionej na podłożu lub koca z obiegową wodą.
  2. Umieść zwierzę w urządzeniu przytrzymującym, owinięte w źródło ciepła.
  3. Uważnie obserwuj zwierzę i usuń je ze źródła ciepła, gdy tylko naczynia krwionośne się rozszerzą. Rozgrzanie całego ciała można również osiągnąć za pomocą lampy grzewczej skierowanej do klatki. Podczas korzystania z lampy grzewczej zwierzęta muszą być uważnie obserwowane, ponieważ łatwo je przegrzać.
  4. Gdy rozgrzanie całego ciała nie jest możliwe, samo podgrzanie ogona można osiągnąć za pomocą ciepłych okładów z podgrzewanego ręcznika, butelki z gorącą wodą lub zanurzenia ogona w ciepłej wodzie. Należy zachować ostrożność, aby uniknąć poparzenia ogona, ponieważ butelki z gorącą wodą, podgrzane ręczniki i ciepła woda nie mają regulatorów temperatury. Często zdarza się, że źródła ciepła są początkowo przegrzane. Te źródła ciepła również szybko się schładzają.
5. Stosowanie oleju tkankowego to kolejny sposób na poprawę wizualizacji naczyń krwionośnych.
  1. Zanurz aplikator z bawełnianą końcówką w oleju w chusteczce i nałóż olejek z dala od części ogona, która jest chwytana w celu stabilizacji. Olej tkankowy powoduje, że naczynia stają się wyraźniej zaznaczone.
  2. Na rynku dostępne są nietoksyczne oleje, które zawierają substancję chemiczną w preparacie, która powoduje ocieplenie skóry i rozszerzenie naczyń krwionośnych wraz z parowaniem. Olejki te nakłada się, a po kilku chwilach, gdy naczynka są już widoczne, nadmiar sebum wyciera się wacikiem.
  3. Wszystkie oleje mogą utrudniać utrzymanie ogona.
  4. W przypadku stosowania olejków iniekcja musi być wykonana natychmiast po wizualizacji naczyń.
6. Punkty orientacyjne iniekcji są następujące:
  1. Boczne żyły ogonowe znajdują się po bokach ogona. Istnieją również naczynia biegnące wzdłuż grzbietowej i brzusznej linii środkowej ogona, które nie nadają się do celów iniekcyjnych.
  2. Zwierzę w unieruchomieniu można obrócić tak, aby naczynia boczne były skierowane do góry, co ułatwia wstrzyknięcie. Alternatywnie, ogon można obrócić, aby ustawić naczynia w bardziej akceptowalnej pozycji do wstrzyknięcia.
  3. Naczynia są bardzo powierzchowne. Stają się bardziej powierzchowne, gdy docierają do podstawy ogona.
7. Wstrzyknięcie artykułu do żyły ogonowej wymaga umiejętności. Aby uniknąć urazu naczynia krwionośnego, należy zapobiegać obcemu ruchowi igły. Strzykawka jest trzymana w taki sposób, że nie wymaga zmiany pozycji ręki w celu wykonania wstrzyknięcia.
  1. Ustaw ogon tak, aby naczynie było widoczne i utrzymywane pod napięciem. Nie należy nadmiernie napinać ogona, ponieważ naczynie może zostać rozciągnięte, a przepływ krwi zmniejszony.
  2. Umieścić igłę bezpośrednio nad naczyniem tak daleko, jak to możliwe.
  3. Lekko dociśnij i wsuń igłę w ogon równolegle do kręgów. Unikaj pochylania igły w dół, ponieważ igła przebije naczynie. Igła powinna być widoczna w naczyniu, ponieważ jest wsunięta co najmniej 2 mm w światło.
  4. Wstrzykiwać materiał powolnym, płynnym ruchem, aby uniknąć pęknięcia naczynia.
  5. Zwróć szczególną uwagę na ogon podczas wstrzykiwania. Po prawidłowym włożeniu do naczynia materiał iniekcyjny wpływający do naczynia jest wyczuwalny bez oporu. Naczynie krwionośne powinno blednąć, gdy krew jest wypychana przez materiał do wstrzykiwań.
  6. Jeśli igła nie znajduje się w naczyniu, podczas wstrzykiwania wystąpi silny opór. W przypadku wstrzykiwania z siłą materiał wypełni przestrzeń podskórną, a ogon wzrośnie. Należy natychmiast przerwać pracę, ponieważ materiał przeznaczony do wstrzykiwania dożylnego może działać żrąco na otaczające tkanki. Wyjąć igłę i podjąć kolejną próbę wstrzyknięcia bardziej czaszkowo w ogon.
  7. Po udanym wstrzyknięciu należy wyjąć igłę i przyłożyć ucisk do miejsca wstrzyknięcia, aby zapewnić dobrą hemostazę przed powrotem zwierzęcia do klatki.