Name: Pomiar długości życia Caenorhabditis elegans na nośnikach stałych (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2009-05-12T00:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 49 s
Description: Poznaj metodę pomiaru długości życia Caenorhabditis elegans na nośnikach stałych z wykorzystaniem bakterii zabitych UV. Technika synchronizacji wieku i regularna obserwacja pozwalają na precyzyjne badanie procesów starzenia.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Praca ta była wspierana przez Glenn/AFAR Breakthroughs in Gerontology Award oraz grant NIH 1R01AG031108-01 dla M. K. G. S. jest wspierany przez grant szkoleniowy NIH P30AG013280. M. K. jest nowym stypendystą (New Scholar in Aging) w Ellison Medical Foundation.

Część 1: Przygotowanie płytek z pożywką do wzrostu nicieni (NGM)
W tej sekcji opisano przygotowanie stałych płytek NGM do wykorzystania w eksperymencie określającym długość życia. Podstawowy eksperyment dotyczący długości życia wymaga dwóch rodzajów płytek: standardowych płytek NGM, które nie zawierają dodatków, oraz płytek Amp/FUDR, do których w podłożu NGM dodano ampicylinę (Amp) i fluorodeoksyurydynę (FUDR). Ampicylina jest stosowana w celu zapobiegania zanieczyszczeniom obcymi bakteriami. FUDR hamuje podziały komórkowe, zmniejsza produkcję jaj i zapobiega ich wykluwaniu. Zastosowanie FUDR w analizie długości życia nie wpływa na czas życia osobników dorosłych i eliminuje konieczność przenoszenia nicieni co kilka dni w celu oddzielenia ich od rozwijających się larw. Oba rodzaje płytek są zaszczepiane bakteriami E. coli OP50, które są następnie zabijane poprzez ekspozycję na promieniowanie UV.
<ol>
	<li>Przygotuj NGM (patrz sekcja 5 w celu uzyskania receptury i uwag dotyczących przechowywania) i opisz szalki Petriego. Będzie potrzebna jedna szalka 60 mm na każde 10 mL NGM. W przypadku korzystania z wcześniej przygotowanego stałego NGM przejdź do kroku 1.2. W przypadku korzystania ze świeżo autoklawowanego NGM przejdź do kroku 1.4.</li>
	<li>Całkowicie rozpuść stały NGM, podgrzewając go w kuchence mikrofalowej na wysokiej mocy w 30-sekundowych impulsach. Między impulsami delikatnie mieszaj pożywkę, aby zapobiec gromadzeniu się pęcherzyków gazu pod ciśnieniem.</li>
	<li>Umieść ciekły NGM w kąpieli wodnej o temperaturze 55 °C lub na blacie w celu schłodzenia.</li>
	<li>Gdy NGM osiągnie temperaturę 55 °C, dodaj 33 µL FUDR o stężeniu 150 mM oraz 100 µL ampicyliny o stężeniu 100 mg/mL na każde 100 mL NGM (dla szalek Amp/FUDR) i wymieszaj przez delikatne kołysanie. W przypadku szalek NGM bez dodatkowych leków przejdź bezpośrednio do kroku 1.5.</li>
	<li>Stosując technikę sterylną, pipetuj 10 mL NGM do każdej szalki Petriego 60 mm. Jeśli to możliwe, unikaj tworzenia pęcherzyków powietrza. Jeśli pęcherzyki powstaną, można je przebić końcówką pipety.</li>
	<li>Pozostaw szalki na blacie z zamkniętymi pokrywkami, aby NGM mógł stężeć i wyschnąć. Jeśli to możliwe, pozostaw szalki na blacie przez 2 dni przed dodaniem bakterii, choć 1 dzień będzie wystarczający, jeśli szalki są potrzebne szybciej.</li>
	<li>W dniu poprzedzającym zakończenie schnięcia szalek, zaszczep płynną kulturę LB pojedynczą kolonią bakterii E. coli OP50 z świeżego posiewu na agarze LB. Należy przygotować co najmniej 1 mL nocnej kultury OP50 na każdą szalkę 60 mm.</li>
	<li>Umieść kulturę OP50 w inkubatorze z wytrząsaniem w temperaturze 37 °C i pozwól bakteriom rosnąć przez noc (kultura powinna osiągnąć fazę nasycenia).</li>
	<li>Odwirować bakterie OP50 w celu uzyskania osadu, wirując przy 3 500 g przez 10 minut.</li>
	<li>Usuń 90% supernatantu i resuspenduj bakterie, aby skoncentrować kulturę 10-krotnie.</li>
	<li>Pipetuj 100 µL 10-krotnie skoncentrowanej kultury OP50 na środek stężałych szalek NGM. W razie potrzeby delikatnie zakręć szalkami, aby rozprowadzić kulturę bakterii (idealnie bakterie powinny pokryć obszar centralny NGM, nie zbliżając się do ścianek szalki). Staraj się nie dotykać końcówką pipety powierzchni NGM, ponieważ uszkodzenia powierzchni pożywki umożliwiają nicieniom wgryzanie się w NGM.</li>
	<li>Pozostaw szalki na blacie przez noc, aby kultura bakterii wyschła na stałym NGM (zazwyczaj trwa to około 24 godzin).</li>
	<li>Po wyschnięciu poddaj powierzchnię szalek dawce UV wystarczającej do zahamowania wzrostu bakterii. W przypadku korzystania z urządzenia Stratagene UV Stratalinker 2400:
	<ul>
		<li>Umieść szalki w urządzeniu Stratalinker i zdejmij pokrywki</li>
		<li>Zamknij drzwiczki i włącz Stratalinker</li>
		<li>Naciśnij „Energy”</li>
		<li>Wprowadź „9999” za pomocą klawiatury</li>
		<li>Naciśnij „Start”</li>
		<li>Szalki będą naświetlane promieniowaniem UV przez około 5 minut</li>
	</ul>
	</li>
	<li>Szalki z bakteriami zabitymi promieniami UV można przechowywać do góry dnem w temperaturze 4 °C przez maksymalnie 1 miesiąc.</li>
</ol>
Część 2: Wykonanie kontrolowanego czasowo składania jaj w celu uzyskania populacji zwierząt zsynchronizowanej pod względem wieku
W tej sekcji generujemy populację nicieni o wspólnej dacie wyklucia. Osiąga się to poprzez umożliwienie reprodukcyjnie aktywnym osobnikom dorosłym składania jaj na szalce przez określony czas, a następnie umożliwienie rozwoju tych jaj.
<ol>
	<li>(Opcjonalnie) Przenieś około 20 młodych dorosłych nicieni na świeżą płytkę NGM bez FUDR. Pozostaw płytki w temperaturze 25 °C, aby umożliwić nicieniom rozmnażanie się i zjedzenie całego pokarmu bakteryjnego. Po skonsumowaniu pokarmu bakteryjnego nowo wyklute nicienie wejdą w stadium dauer, w którym wzrost zostaje zatrzymany. Larwy dauer powinny pojawić się w ciągu tygodnia, w zależności od liczby nicieni przeniesionych początkowo na płytkę. Larwy dauer mogą być wykorzystywane w kolejnych etapach przez maksymalnie 1 miesiąc.</li>
	<li>(Opcjonalnie) Przenieś od 20 do 30 larw dauer na świeżą płytkę NGM bez FUDR. W obecności pokarmu larwy dauer w ciągu 2 dni staną się reprodukcyjnie aktywnymi osobnikami dorosłymi i pozostaną takimi przez kilka kolejnych dni w temperaturze 25 °C.</li>
	<li>Przenieś od 10 do 15 reprodukcyjnie aktywnych osobników dorosłych na świeżą płytkę NGM bez FUDR. Płytka ta jest określana jako płytka do czasowego składania jaj (TEL).</li>
	<li>Pozostaw płytkę TEL w temperaturze 25 °C przez 6 godzin, aby nicienie miały czas na złożenie jaj.</li>
	<li>Usuń dorosłe nicienie z płytki TEL. Przed usunięciem osobników dorosłych można wizualnie sprawdzić obecność jaj na płytce. Jeśli nicienie nie złożyły wystarczającej liczby jaj, płytkę TEL można pozostawić w temperaturze 25 °C łącznie przez maksymalnie 24 godziny przed usunięciem dorosłych nicieni.</li>
	<li>Przechowuj płytkę TEL w temperaturze 20 °C do czasu wyklucia się jaj i rozwoju nicieni do stadium larwalnego L4 (zazwyczaj trwa to 2 dni dla typu dzikiego C. elegans, lecz może potrwać dłużej w przypadku szczepów z fenotypem spowolnionego rozwoju).</li>
</ol>
Część 3: Ocena długości życia zwierząt
W tej sekcji śledzimy zsynchronizowaną pod względem wieku populację nicieni z części 2 aż do ich śmierci. Nicienie są utrzymywane na płytkach Amp/FUDR, aby zapobiec produkcji jaj oraz kontaminacji bakteryjnej; uznaje się je za martwe, gdy przestają reagować na bodźce zewnętrzne.
<ol>
	<li>Przenieś larwy w stadium L4 na posiane płytki Amp/FUDR. Dla każdego badanego szczepu lub warunku zazwyczaj przygotowuje się 2-3 płytki z 25-30 niciami na płytkę. Zdjęcia stadiów życiowych C. elegans zamieszczono w celu odniesienia (Rysunek 1).1</li>
	<li>Umieść płytki Amp/FUDR w temperaturze 20 °C na 24 godziny.</li>
	<li>Po 24 godzinach dokonaj wizualnej oceny nicieni, podłoża i bakterii. Przenieś nicienie na świeże płytki Amp/FUDR, jeśli zaobserwowano którykolwiek z poniższych punktów:
	<ul>
		<li>Nicienie zjadły większość pożywki bakteryjnej. Na wczesnym etapie eksperymentu nad długością życia nicienie będą musiały być przenoszone 1 do 2 razy w tygodniu, aby zapobiec wyczerpaniu bakterii.</li>
		<li>Obecna jest znaczna liczba larw. Zazwyczaj wskazuje to, że nicienie zostały przeniesione na płytki Amp/FUDR jako młode dorosłe osobniki zamiast w stadium L4 i zdążyły złożyć jaja, zanim FUDR zaczął działać. FUDR zazwyczaj zapobiega wzrostowi larw do pełnej dojrzałości, ale sporadycznie kilka osobników może stać się dorosłymi, co może prowadzić do pomyłek z zwierzętami doświadczalnymi.</li>
		<li>Obserwowane są żywe/rosnące bakterie. Zazwyczaj kombinacja Amp i sterylizacji promieniami UV zapewnia, że żadne żywe bakterie nie zanieczyszczą eksperymentu, jednak zdarza się to sporadycznie.</li>
		<li>Na podłożu zaobserwowano wzrost grzybów. Jeśli zostanie on wykryty wystarczająco wcześnie, wzrost grzybów można zazwyczaj wyciąć za pomocą końcówki pipety lub szpatułki. Gdy wzrost przekroczy kilka milimetrów średnicy, zazwyczaj łatwiej jest przenieść nicienie na nową płytkę.</li>
		<li>Używając stereomikroskopu, określ, czy każdy nicień jest żywy czy martwy.</li>
		<li>Delikatnie stuknij w płytkę. Nicień jest żywy, jeśli porusza się w odpowiedzi na stuknięcie.</li>
		<li>Jeśli nicień nie reaguje na stuknięcie w płytkę, powiększ obszar głowy.</li>
		<li>Delikatnie dotknij głowy nicienia platynową igłą transferową. Uznaj nicienia za martwego, jeśli nie reaguje ruchem głowy.</li>
		<li>Martwe nicienie można usunąć z płytki.</li>
	</ul>
	</li>
	<li>Zapisz datę oraz liczbę nicieni żywych i martwych.</li>
	<li>Wróć płytki do temperatury 20 °C.</li>
	<li>Powtarzaj kroki od 3.3 do 3.6 co 2 do 3 dni, aż wszystkie nicienie wyginą.</li>
</ol>
Część 4: Reprezentatywne wyniki.
Surowe dane uzyskane z eksperymentu nad długością życia nicieni to lista dat z odpowiadającymi im liczbami żywych i martwych osobników dla każdego badanego szczepu. Liczbę nicieni, które giną każdego dnia, zazwyczaj odwraca się, aby obliczyć proporcję nicieni żyjących w każdym dniu (Rysunek 2A), co przedstawia się graficznie w postaci krzywej przeżywalności (Rysunek 2B; dzień zsynchronizowanego składania jaj uznaje się za dzień 0). Długość życia każdego pojedynczego nicienia w badaniu można obliczyć na podstawie liczby osobników ginących każdego dnia, co służy do wyznaczenia średniej i mediany długości życia w celu porównania szczepów. Liczba nicieni żyjących każdego dnia nie jest wykorzystywana bezpośrednio w analizie długości życia. Nicienie utrzymywane na podłożach stałych mogą sporadycznie „uciekać”, czyli pełznąć w górę ścianki płytki lub zapadać się pod podłoże. Liczbę nicieni żyjących każdego dnia można wykorzystać do ustalenia, ile osobników uciekło w trakcie trwania eksperymentu. Nicienie, które uciekną, są zazwyczaj wykluczane z analizy. Jako punkt odniesienia, typowa mediana długości życia dla N2, szczepu dzikiego C. elegans, utrzymywanego na bakteriach zabitych promieniami UV w temperaturze 20 °C, wynosi około 25 dni, licząc od stadium jaja.
Część 5: Roztwory
<table border="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td colspan="2">Pożywka do wzrostu nicieni (NGM), 100 mL:</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2">Połączyć:</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.3 g</td>
			<td>NaCl</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.25 g</td>
			<td>Pepton</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 g</td>
			<td>Agar</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2">Autoklawować przez 40 minut i schłodzić do 55 °C, a następnie dodać:</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100 µL</td>
			<td>1 M MgSO4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100 µL</td>
			<td>5 mg/mL cholesterolu</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100 µL</td>
			<td>1 M CaCl2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1.625 mL</td>
			<td>1.5 M KPi pH 6.0</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2"> ciekła pożywka NGM może być użyta natychmiast do wlewania szalek lub pozostawiona do zastygnięcia i przechowywana długoterminowo w temperaturze pokojowej</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
<table border="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td colspan="2">Pożywka Luria-Bertani (LB), 1 l:</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 g</td>
			<td>BactoTryptone</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5 g</td>
			<td>Ekstrakt drożdżowy</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 g</td>
			<td>NaCl</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 mL</td>
			<td>1 M Tris pH 8,0</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 L</td>
			<td>woda dejonizowana</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2">Autoklawować i przechowywać w temperaturze pokojowej.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
<table border="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td colspan="2">1 M MgSO4, 300 mL:</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>73,95 g</td>
			<td>MgSO4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>300 mL</td>
			<td>woda dejonizowana</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2">Autoklawować i przechowywać w temperaturze pokojowej.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
<table border="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td colspan="2">5 mg/mL cholesterolu, 200 mL:</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 g</td>
			<td>cholesterol</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>200 ml</td>
			<td>100% etanol</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2">Przefiltruj w celu sterylizacji i przechowuj w temperaturze pokojowej.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
<table border="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td colspan="2">1 M CaCl22, 500 ml:</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>27,75 g</td>
			<td>CaCl22</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>500 ml</td>
			<td>woda dejonizowana</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2">Przefiltrować w celu sterylizacji i przechowywać w temperaturze pokojowej.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
<table border="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td colspan="2">1,5 M KI pH 6,0, 1 L:</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2">Połącz:</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>31,4 g</td>
			<td>fosforan potasu zasadowy</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>179,6 g</td>
			<td>KPi jednobazowy</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>850 ml</td>
			<td>woda dejonizowana</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2">Podgrzewać podczas mieszania, aby KPi rozpuściło się w roztworze. Doprowadzić pH do wartości 6,0 za pomocą 10 N NaOH.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2">Dopełnić wodą dejonizowaną do objętości 1 L.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2">Autoklawować i przechowywać w temperaturze pokojowej.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
<table border="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td colspan="2">1 M Tris, pH 8,0:</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>60,57 g</td>
			<td>Tris</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>400 ml</td>
			<td>woda dejonizowana</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2">Dostosować pH do wartości 8,0 za pomocą HCl.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2">Dopełnić wodą dejonizowaną do objętości 500 ml.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2">Przesiączować przez filtr sterylizujący i przechowywać w temperaturze pokojowej.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
<table border="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td colspan="2">150 mM fluorodeoksyurydyny (FUDR), 10 ml:</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0,3693 g</td>
			<td>FUDR</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 ml</td>
			<td>sterylna woda dejonizowana</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2">Przechowywać w temperaturze -20 °C.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
<table border="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td colspan="2">100 mg/ml ampicyliny (Amp), 10 ml:</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 g</td>
			<td>Ampicylina</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 ml</td>
			<td>sterylna woda dejonizowana</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2">Przechowywać w temperaturze -20 °C.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
<table border="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td colspan="2">50 mg/mL karbenicyliny (Carb), 10 mL:</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>500 mg</td>
			<td>Karbencylinia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 mL</td>
			<td>sterylna woda dejonizowana</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2">Przechowywać w temperaturze -20 °C.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
<table border="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td colspan="2">1 M izopropyl-β-D-tiogalaktopiranozyd (IPTG), 10 mL:</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2,38 g</td>
			<td>IPTG</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 mL</td>
			<td>sterylna woda dejonizowana</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2">Przechowywać w temperaturze -20 °C.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
<img alt="Schemat cyklu życiowego nicienia: od stadium jaja do dorosłego, w tym larwy L1-L4 i rozwój samca." src="/files/ftp_upload/1152/Figure%201.jpg" data-altupdatedat="1773047343000" data-alt="rycina 1"> 
Rycina 1. Obrazy w jasnym polu ukazujące stadia życiowe C. elegans, w tym jajo, cztery stadia larwalne (L1 – L4) oraz osobnika dorosłego. Wszystkie panele przedstawiają hermafrodyty z wyjątkiem dolnego prawego, który ukazuje dorosłego samca (obraz z publikacji Wood (1988)).
<img alt="Life span analysis; survival outcome table and graph for Wild Type vs. daf-2 over time (days)." src="/files/ftp_upload/1152/Figure%202.jpg" data-altupdatedat="1773047343000" data-alt="figure 2"> 
Rycina 2. Reprezentatywne wyniki z *C. elegans* eksperyment nad długością życia porównujący szczep dziki N2 ze szczepem zawierającym mutację w daf-2 gen. (A) Tabela przedstawiająca zebrane dane, w tym liczbę dni od momentu, gdy nicienie były w stadium jaj, liczbę martwych nicieni zaobserwowanych każdego dnia oraz procent pierwotnej próby, która pozostała przy życiu każdego dnia (obliczony na podstawie dziennych zliczeń martwych nicieni). (B) Krzywe przeżywalności odpowiadające danym dotyczącym długości życia przedstawionym w punkcie (A).
<img alt="Etapy rozwoju C. elegans, mikroskopia: pole jasne vs fluorescencja DAPI, porównanie 4. i 8. dnia." src="/files/ftp_upload/1152/Figure%203.jpg" data-altupdatedat="1773047343000" data-alt="rycina 3"> 
Rycina 3. Reprezentatywne porównanie poziomu lipofuscyny u młodych i starych dorosłych osobników C. elegans. Po lewej stronie przedstawiono obrazy w polu jasnym, a po prawej obrazy fluorescencyjne w kanale DAPI. Górne panele pokazują 4-dniowego nicienia, a dolne panele nicienia w wieku 11 dni (licząc od stadium jaja).

<ol><li>Wood, W. B. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWood%2C+WB+%22The+Nematode+Caenorhabditis+elegans%22">The Nematode Caenorhabditis elegans</a>. Wood, W. B. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. Cold Spring Harbor, NY. 1-16 (1988).</li>
<li>Sutphin, G. L., Kaeberlein, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dietary+restriction+by+bacterial+deprivation+increases+life+span+in+wild-derived+nematodes%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Gerontol%22%5BJournal%5D)">Dietary restriction by bacterial deprivation increases life span in wild-derived nematodes.</a> Exp Gerontol. 43, 130-135 (2008).</li>
<li>Garigan, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+analysis+of+tissue+aging+in+Caenorhabditis+elegans%3A+a+role+for+heat-shock+factor+and+bacterial+proliferation%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">Genetic analysis of tissue aging in Caenorhabditis elegans: a role for heat-shock factor and bacterial proliferation.</a> Genetics. 161, 1101-1112 (2002).</li>
<li>Chen, D., Pan, K. Z., Palter, J. E., Kapahi, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Longevity+determined+by+developmental+arrest+genes+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Aging+Cell%22%5BJournal%5D)">Longevity determined by developmental arrest genes in Caenorhabditis elegans.</a> Aging Cell. 6, 525-523 (2007).</li>
<li>Curran, S. P., Ruvkun, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lifespan+regulation+by+evolutionarily+conserved+genes+essential+for+viability%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Genet%22%5BJournal%5D)">Lifespan regulation by evolutionarily conserved genes essential for viability.</a> PLoS Genet. 3, e56-e56 (2007).</li>
<li>Dillin, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rates+of+behavior+and+aging+specified+by+mitochondrial+function+during+development%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Rates of behavior and aging specified by mitochondrial function during development.</a> Science. 298, 2398-2401 (2002).</li>
<li>Hamilton, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+systematic+RNAi+screen+for+longevity+genes+in+C.+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Genes+Dev%22%5BJournal%5D)">A systematic RNAi screen for longevity genes in C. elegans.</a> Genes Dev. 19, 1544-1555 (2005).</li>
<li>Hansen, M., Hsu, A. L., Dillin, A., Kenyon, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+genes+tied+to+endocrine%2C+metabolic%2C+and+dietary+regulation+of+lifespan+from+a+Caenorhabditis+elegans+genomic+RNAi+screen%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Genet%22%5BJournal%5D)">New genes tied to endocrine, metabolic, and dietary regulation of lifespan from a Caenorhabditis elegans genomic RNAi screen.</a> PLoS Genet. 1, 119-128 (2005).</li>
<li>Lee, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+systematic+RNAi+screen+identifies+a+critical+role+for+mitochondria+in+C.+elegans+longevity%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Genet%22%5BJournal%5D)">A systematic RNAi screen identifies a critical role for mitochondria in C. elegans longevity.</a> Nat Genet. 33, 40-48 (2003).</li>
<li>Smith, E. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Age-+and+calorie-independent+life+span+extension+from+dietary+restriction+by+bacterial+deprivation+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Age- and calorie-independent life span extension from dietary restriction by bacterial deprivation in Caenorhabditis elegans.</a> BMC Dev Biol. 8, 49-49 (2008).</li>
<li>Hodgkin, J., Horvitz, H. R., Brenner, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nondisjunction+Mutants+of+the+Nematode+CAENORHABDITIS+ELEGANS%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">Nondisjunction Mutants of the Nematode CAENORHABDITIS ELEGANS.</a> Genetics. 91, 67-94 (1979).</li>
<li>Emmons, S. W., Sternberg, P. W. C. ELEGANS II. Riddle, D. L., Blumenthal, T., Meyer, B. J., Priess, J. R. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. Cold Springs Harbor, NY. (1997).</li>
<li>Lipton, J., Kleemann, G., Ghosh, R., Lints, R., Emmons, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mate+searching+in+Caenorhabditis+elegans%3A+a+genetic+model+for+sex+drive+in+a+simple+invertebrate%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Mate searching in Caenorhabditis elegans: a genetic model for sex drive in a simple invertebrate.</a> J Neurosci. 24, 7427-7434 (2004).</li>
<li>Davis, B. O., Anderson, G. L., Dusenbery, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Total+luminescence+spectroscopy+of+fluorescence+changes+during+aging+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Biochemistry%22%5BJournal%5D)">Total luminescence spectroscopy of fluorescence changes during aging in Caenorhabditis elegans.</a> Biochemistry. 21, 4089-4095 (1982).</li>
<li>Klass, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aging+in+the+nematode+Caenorhabditis+elegans%3A+major+biological+and+environmental+factors+influencing+life+span%5BTitle%5D)+AND+%22Mech+Ageing+Dev%22%5BJournal%5D)">Aging in the nematode Caenorhabditis elegans: major biological and environmental factors influencing life span.</a> Mech Ageing Dev. 6, 413-429 (1977).</li>
<li>Steinkraus, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dietary+restriction+suppresses+proteotoxicity+and+enhances+longevity+by+an+hsf-1-dependent+mechanism+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Aging+Cell%22%5BJournal%5D)">Dietary restriction suppresses proteotoxicity and enhances longevity by an hsf-1-dependent mechanism in Caenorhabditis elegans.</a> Aging Cell. 7, 394-404 (2008).</li>
</ol>

Genetyczna kontrola długości życia była szeroko badana u C. elegans, głównie ze względu na łatwość i szybkość, z jaką można określić długość życia. Protokół omówiony w tym artykule opisuje podstawowe ramy pozwalające na uzyskanie powtarzalnych danych dotyczących długości życia u C. elegans i może być również stosowany u spokrewnionych gatunków nicieni.2 Poprzez wprowadzenie kilku prostych zmian procedury te można dostosować do pomiaru długości życia w różnych warunkach. Omówimy tutaj kilka po...

<table><tbody><tr><td>Agar</td><td>Odczynnik</td><td>Fisher Scientific</td><td>DF0145-17-0 (214530)</td><td></td></tr><tr><td>Ampicylina</td><td>Odczynnik</td><td>MidSci</td><td>0339</td><td></td></tr><tr><td>BactoTryptone</td><td>Odczynnik</td><td>Fisher Scientific</td><td>DF0123-17-3 (211705)</td><td></td></tr><tr><td>BactoPeptone</td><td>Odczynnik</td><td>Fisher Scientific</td><td>DF0118-17-0 (211677)</td><td></td></tr><tr><td>CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;</td><td>Odczynnik</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9699248 (1332-01)</td><td></td></tr><tr><td>Karbenicylina</td><td>Odczynnik</td><td>Gold Biotechnology</td><td>C0109</td><td></td></tr><tr><td>Cholesterol</td><td>Odczynnik</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C75209</td><td></td></tr><tr><td>Fluorodeoksyurydyna (FUDR)</td><td>Odczynnik</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F0503</td><td></td></tr><tr><td>Izopropyl &amp;#946;-d-tiogalaktopiranozyd (IPTG)</td><td>Odczynnik</td><td>Gold Biotechnology</td><td>I2481C5</td><td></td></tr><tr><td>KPi zasadowy</td><td>Odczynnik</td><td>Fisher Scientific</td><td>5087862 (3252-01)</td><td></td></tr><tr><td>KPi jednododatkowy</td><td>Odczynnik</td><td>Fisher Scientific</td><td>5087861 (3246-01)</td><td></td></tr><tr><td>MgSO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td>Odczynnik</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9561800 (2500-01)</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Odczynnik</td><td>Fisher Scientific</td><td>S251</td><td></td></tr><tr><td>Tris</td><td>Odczynnik</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T1503</td><td></td></tr><tr><td>Ekstrakt drożdżowy</td><td>Odczynnik</td><td>Fisher Scientific</td><td>DF0886-17-0 (288620)</td><td></td></tr></tbody></table>

pomiar długości życia caenorhabditis elegans na podłożach stałych

Measuring Caenorhabditis elegans Life Span on Solid Media

Starzenie się jest procesem degeneracyjnym charakteryzującym się postępującym pogarszaniem stanu komponentów komórkowych i organelli, co prowadzi do śmierci. NicielCaenorhabditis eleganswyłonił się jako główny model wykorzystywany do badania biologii starzenia. Ponieważ niemal każdy podsystem biologiczny ulega spadkowi funkcjonalnemu wraz ze wzrostem wieku, długość życia jest głównym punktem końcowym zainteresowania przy rozważaniu całkowitego tempa starzenia. U nicieni długość życia jest zazwyczaj definiowana jako liczba dni, przez które zwierzę pozostaje reaktywne na bodźce zewnętrzne. Nicienie mogą być rozmnażane zarówno w mediach płynnych, jak i na mediach stałych na szalkach, a opracowano techniki pomiaru długości życia w obu tych warunkach. Przedstawiamy tutaj uogólniony protokół pomiaru długości życia nicieni hodowanych na stałych mediach wzrostowych dla nicieni i karmionych dietą składającą się z bakterii zabitych promieniami UV. Procedury te można łatwo dostosować do oceny długości życia w różnych powszechnych warunkach, w tym przy diecie składającej się z żywych bakterii, restrykcji kalorycznej oraz interferencji RNA.

W niniejszym artykule przedstawiamy ogólny protokół pomiaru długości życia nicieni utrzymywanych na pożywkach stałych z bakteriami zneutralizowanymi za pomocą promieniowania UV.

Pomiar długości życia Caenorhabditis elegans na podłożach stałych

Starzenie się jest procesem degeneracyjnym charakteryzującym się postępującym pogarszaniem stanu komponentów i organelli komórkowych, co prowadzi do śmierci. Niciel ...

W celu pomiaru długości życia C. elegans generowana jest populacja zsynchronizowana pod względem wieku przy użyciu kontrolowanego czasowo znoszenia blokady jaj. Aktywne dorosłe nicienie hermafrodyty są przenoszone na płytki z podłożem wzrostowym dla nicieni (NGM) wysianym E. coli zabitymi promieniami UV, gdzie pozostawia się je na sześć do ośmiu godzin w celu zniesienia jaj, a następnie usuwa. W ciągu kolejnych dwóch dni nicienie wykluwają się z tych jaj i rozwijają do czwartego stadium larwalnego (L4). Nicienie w stadium L4 są przenoszone na nowe płytki NGM zawierające ampicylinę, aby zapobiec kontaminacji żywymi bakteriami, oraz FUDR w celu zahamowania reprodukcji, po czym pozostawia się je do osiągnięcia stadium dorosłego.Od tego momentu dorosłe nicienie są obserwowane co dwa do trzech dni, aż wszystkie z nich zginą. W każdym punkcie czasowym martwe nicienie są usuwane z płytki, a liczba osobników żywych i martwych jest rejestrowana. Jestem George Seton z laboratorium Matta Capline'a w Katedrze Patologii na Uniwersytecie Waszyngtońskim.Dzisiaj pokażemy Państwu, jak mierzyć długość życia i obserwować nasze *C. elegans*. Stosujemy tę procedurę w naszym laboratorium do badania genetyki starzenia się. Zapraszamy do rozpoczęcia.Podstawowy eksperyment dotyczący długości życia wymaga dwóch rodzajów płytek: standardowych płytek NGM, które nie zawierają żadnych dodatków, oraz płytek AMP FUDR, do których podłoża NGM dodano ampicylinę i fluorodeoksyurydynę. Oba rodzaje płytek są zaszczepione bakteriami e coli OP 50, które następnie są zabijane poprzez ekspozycję na promieniowanie UV. Rozpocznij od przygotowania 10 mililitrów roztworu NGM.Na każdą szalkę Petriego o średnicy 60 milimetrów należy całkowicie roztopić stałe podłoże NGM, podgrzewając je w mikrofalówce na wysokiej mocy w 32-sekundowych cyklach. Między cyklami należy delikatnie mieszać medium, aby zapobiec gromadzeniu się pęcherzyków gazu pod ciśnieniem; następnie umieścić ciekłe NGM w kąpieli wodnej o temperaturze 55 °C lub pozostawić na blacie laboratoryjnym do ostygnięcia. Gdy medium ostygnie do 55 °C – w momencie, gdy można już swobodnie trzymać szklany pojemnik gołymi rękami – jest ono gotowe do dodania leków.Aby przygotować płytki z lekami, należy dodać 33 µL 150 mM FUDR oraz 100 µL 100 mg/ml ampicyliny na 100 ml NGM i zamieszać w celu wymieszania. Ampicylina jest stosowana w celu zapobiegania kontaminacji obcymi bakteriami, a FUDR w celu zapobiegania wykluciu się jaj. Dzięki temu nie będzie konieczności przenoszenia nicieni co kilka dni w celu odseparowania ich od rosnących larw.Następnie wlej pożywkę i pozostaw płytki do wyschnięcia na blacie na dwa dni. W dniu poprzedzającym zakończenie schnięcia płytek, zaszczep płynną kulturę LB pojedynczą kolonią świeżego posiewu bakterii e coli OP 50 na agarze LB. Przygotuj co najmniej 0,5 ml kultury na każdą płytkę o średnicy 60 mm.Umieść kulturę OP 50 w inkubatorze z wytrząsaniem w temperaturze 37 °C i pozostaw bakterie do wzrostu przez noc. Następnego dnia odwirowuj bakterie OP 50 z siłą odśrodkową 3 500 g przez 10 minut. Odlej odpowiednią ilość supernatantu, aby resuspenderć bakterie do stężenia 10 x.Następnie zaszczep każdą płytkę 100 µL skoncentrowanej hodowli. Należy unikać dotykania końcówką pipety powierzchni NGM, ponieważ uszkodzenia powierzchni podłoża umożliwią nicieniom wgryzanie się; obracaj płytki, aż bakterie pokryją centralny obszar NGM, nie zbliżając się do ścianek płytki, a następnie pozostaw płytki do wyschnięcia na blacie na 24 godziny. Po wyschnięciu poddaj powierzchnię płytek dawce UV wystarczająco silnej, aby zatrzymać wzrost bakterii; używamy urządzenia strata gene UV straddle linker 2, 400.Rozpocznij od umieszczenia płytek w łączniku typu straddle bez nakrywek. Następnie naciśnij przycisk energy. Wpisz 9 9 9 9 na klawiaturze i naciśnij start.Płytki będą naświetlane promieniami UV przez około pięć minut. Płytki z bakteriami zabitymi promieniami UV można przechowywać dnem do góry w temperaturze 4°C przez maksymalnie miesiąc. W tej sekcji opisano, jak uzyskać populację nicieni o wspólnej dacie wyklucia.Zacznij od przeniesienia około 20 młodych dorosłych nicieni na nową płytkę NGM bez leków. Pozostaw płytkę w temperaturze 25 stopni Celsjusza przez około tydzień, aby nicienie mogły się rozmnożyć i w ciągu tego tygodnia skonsumować całe bakterie stanowiące pożywkę. Po pojawieniu się nowo wyklutych nicieni w stadium dower (zatrzymanie wzrostu), należy przenieść od 20 do 30 larw w stadium dower na nową płytkę NGM bez leków i inkubować je w temperaturze 25 stopni Celsjusza w obecności pożywki.Larwy dower staną się reprodukcyjnie aktywnymi osobnikami dorosłymi w ciągu dwóch dni i pozostaną aktywne przez kilka kolejnych dni. Teraz przenieś od 10 do 15 reprodukcyjnie aktywnych osobników dorosłych na świeżą płytkę NGM bez leków. Płytkę tę określa się jako płytkę do czasowego składania jaj (timed egg laying, TEL).Pozostaw płytkę TEL w temperaturze 25 °C, aby nicienie mogły złożyć jaja. Zwierzęta, które wyklują się z tych jaj, będą zwierzętami doświadczalnymi, a ich długość życia zostanie oceniona po sześciu godzinach. Sprawdź płytkę TEL pod kątem obecności jaj.Jeśli liczba jaj jest wciąż niewystarczająca, pozostaw płytkę TEL w temperaturze 25°C łącznie do 24 godzin, okresowo sprawdzając obecność jaj. Po zniesieniu odpowiedniej liczby jaj usuń osobniki dorosłe z płytki TEL.Typowy eksperyment dotyczący długości życia wymaga od 30 do 90 jaj na grupę eksperymentalną, jednak na jednej płytce TEL można uzyskać kilkaset jaj. Około 150 jaj zostanie złożonych przez 10 do 15 osobników dorosłych w stanie aktywności rozrodczej w ciągu sześciu do ośmiu godzin. Przy porównywaniu grup eksperymentalnych istotność statystyczną dla dużych różnic w długości życia można osiągnąć przy użyciu zaledwie 30 zwierząt.Należy użyć większej liczby zwierząt, aby móc rozróżnić mniejsze różnice. Teraz należy umieścić płytkę TEL bez dorosłych osobników w temperaturze 20 °C, aż jaja wyklują się, a nicienie rozwiną do czwartego stadium larwalnego (L4). W przypadku typu dzikiego C elegance zazwyczaj zajmuje to dwa dni, jednak w szczepach o fenotypie powolnego rozwoju proces ten może trwać dłużej.W tej sekcji opisano sposób monitorowania cyklu życiowego populacji zsynchronizowanej pod względem wieku. Najpierw przenieś larwy w stadium L4 z płytki TEL na przygotowane płytki AMP FUDR. W przypadku każdego testowanego szczepu lub warunku zazwyczaj przygotowuje się od dwóch do trzech płytek, zawierających od 25 do 30 nicieni na płytkę.Inkubować płytki AMP FUDR w temperaturze 20 °C przez 24 godziny. Następnie dokonać wizualnej oceny nicieni, pożywki oraz bakterii, a następnie przenieść nicienie na świeże płytki AMP FUDR. Jeśli nicienie zjadły większość pokarmu bakteryjnego, czynność tę należy zazwyczaj powtarzać raz lub dwa razy w tygodniu.Na wczesnym etapie eksperymentu obecność znacznej liczby larw zazwyczaj wskazuje na to, że nicienie zostały przeniesione na płytki AMP FUDR w stadium młodych dorosłych zamiast w stadium L4. Młode dorosłe osobniki mogą składać jaja, zanim FUDR zacznie działać, a sporadycznie zdarza się, że larwy unikną działania FUDR i wyrosną na dorosłe osobniki. W takiej sytuacji larwy te będą zakłócać przebieg eksperymentu; należy wówczas przenieść dorosłe nicienie na świeże płytki, a stare płytki zawierające larwy wyrzucić.Robaki należy również przenieść na świeże szalki w przypadku zaobserwowania wzrostu żywych bakterii. Zazwyczaj połączenie działania AMP i naświetlania UV zapewnia brak kontaminacji eksperymentu żywymi bakteriami, jednak sporadycznie może do niej dojść. W takim przypadku należy przenieść robaki.W przypadku zaobserwowania wzrostu grzybni na pożywce, jeśli zostanie ona wykryta odpowiednio wcześnie, grzyba można usunąć za pomocą końcówki pipety lub szpatułki. Gdy wzrost grzybni przekroczy kilka milimetrów średnicy, zazwyczaj łatwiej jest przenieść nicienie na nową płytkę.Oceniaj długość życia wszystkich nicieni co dwa do trzech dni. Używając stereomikroskopu, określ, czy każdy nicień jest żywy, czy martwy.Delikatnie stuknij w płytkę. Nicień jest żywy, jeśli porusza się w odpowiedzi na stuknięcie. Jeśli nicień nie reaguje na stuknięcie w płytkę, powiększ obszar głowy i delikatnie dotknij głowy nicienia platynową pęsetą transferową.Oznacz nicienia jako martwego. Jeśli nie reaguje on ruchem głowy, usuń martwego nicienia z płytki. Po sprawdzeniu wszystkich nicieni zapisz datę oraz liczbę osobników żywych i martwych.Robaki hodowane na podłożach stałych mogą sporadycznie opuszczać powierzchnię płytki poprzez drążenie tuneli lub wspinanie się po ściankach. Robaki, które uciekną, zostają całkowicie wykluczone z badania. Po zakończeniu prac należy zwrócić płytki do inkubatora ustawionego na 20 °C.Odczekaj kolejne dwa do trzech dni, a następnie ponownie sprawdź płytki. Kontynuuj ten schemat aż do śmierci wszystkich nicieni. Liczbę nicieni ginących każdego dnia zazwyczaj odwraca się, aby obliczyć proporcję osobników żyjących w każdym dniu; dane te nanosi się na wykres w postaci krzywej przeżywalności, uwzględniając dzień zsynchronizowanego składania jaj.Dzień zero. Typowa mediana długości życia dla N dwa. Dziki szczep C. elegans hodowany na podłożu UV kill bacteria w temperaturze 20 °C wynosi około 25 dni, licząc od stadium jaja.Właśnie pokazaliśmy, jak mierzyć długość życia i obserwować elegancję. Tę podstawową procedurę można zmodyfikować, aby przetestować różnorodne warunki środowiskowe, w tym restrykcje dietetyczne oraz interferencję RNA, co zostało omówione w tekście uzupełniającym. To wszystko.Dziękujemy za oglądanie i życzymy powodzenia w przeprowadzeniu eksperymentu.

measuring-caenorhabditis-elegans-life-span-on-solid-media

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Pomiar długości życia Caenorhabditis elegans na nośnikach stałych

W niniejszym protokole przedstawiamy metodę pomiaru długości życia Caenorhabditis elegans w 96-dołkowych płytkach mikrotitracyjnych.

Pomiar długości życia Caenorhabditis elegans w 96-dołkowych płytkach mikrotitracyjnych

Ten film opisuje tradycyjną, opartą na płytkach metodę pomiaru długości życia C. elegans. Przykładowy protokół mierzy długość życia robaków poddanych działaniu RNAi.

Analiza długości życia: pomiar długowieczności C. elegans

Test EIW (egg-in-worm) jest użyteczną metodą do ilościowego określenia zachowania podczas składania jaj. Zmiany w składaniu jaj mogą być reakcją behawioralną organizmu modelowego Caenorhabditis elegans na potencjalnie szkodliwe substancje środowiskowe, takie jak te wytwarzane przez bakterie chorobotwórcze.

Pomiar wpływu bakterii na zachowanie C. elegans za pomocą testu retencji jaj

Tutaj szczegółowo opisujemy protokoły specjalnie zaprojektowane do monitorowania wad morfogenicznych, które występują podczas wczesnych i późnych faz wydłużania się embrionalnego nicienia Caenorhabditis elegans. Ostatecznie protokoły te mają na celu identyfikację genów, które regulują te fazy i scharakteryzowanie ich zróżnicowanych wymagań wzdłuż przednio-tylnej osi zarodka.

Nowe wskaźniki charakteryzujące wydłużenie embrionalne nicieni Caenorhabditis elegans

Tutaj prezentujemy ramy do powiązania szeroko pojętych ograniczeń dietetycznych z ekspresją genów i długością życia. Opisujemy protokoły dotyczące szeroko zakrojonych ograniczeń dietetycznych i ilościowego obrazowania ekspresji genów w ramach tego paradygmatu. Następnie przedstawiamy analizy obliczeniowe, aby ujawnić podstawowe cechy przetwarzania informacji w obwodach genetycznych zaangażowanych w wykrywanie żywności.

Kwantyfikacja informacji kodowanych przez poziomy ekspresji genów podczas modulacji długości życia w warunkach szerokiego zakresu ograniczeń dietetycznych u C. elegans

Tutaj opisujemy metodę Replica Set, podejście do ilościowego pomiaru długości życia/przeżycia i zdrowia C. elegans w sposób wysoce wydajny i solidny, umożliwiając w ten sposób badanie wielu schorzeń bez poświęcania jakości danych. Protokół ten szczegółowo opisuje strategię i udostępnia narzędzie programowe do analizy danych zestawu replik.

Metoda zestawu replik: wysokoprzepustowe podejście do ilościowego pomiaru długości życia Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans służy jako doskonały system modelowy z solidnymi i tanimi metodami badania zdrowia, długości życia i odporności na stres.

Badanie tanich metod pomiaru długości życia i długości zdrowia u Caenorhabditis elegans

Prezentowany tutaj jest zoptymalizowany protokół hodowli izolowanych pojedynczych nicieni na stałych podłożach w mikrofabrykowanych urządzeniach wielodołkowych. Takie podejście pozwala na monitorowanie poszczególnych zwierząt przez całe życie pod kątem różnych fenotypów związanych ze starzeniem się i zdrowiem, w tym aktywności, wielkości i kształtu ciała, geometrii ruchu i przeżycia.

Długotrwała hodowla i monitorowanie izolowanych Caenorhabditis elegans na pożywkach stałych w urządzeniach wielodołkowych

Tutaj prezentujemy protokół hodowli izolowanych pojedynczych nicieni na stałych podłożach w celu śledzenia parametrów fizjologicznych przez całe życie i kwantyfikacji fluorescencji. Ten system hodowli obejmuje barierę kwasu palmitynowego wokół studni z pojedynczymi robakami, aby zapobiec ucieczce zwierząt, umożliwiając stosowanie interwencji awersyjnych, w tym bakterii chorobotwórczych i chemicznych czynników stresogennych.

Długotrwała hodowla poszczególnych Caenorhabditis elegans na pożywkach stałych do długotrwałego monitorowania fluorescencji i interwencji awersyjnych

Tutaj prezentujemy ogólną metodę określania żywotności embrionalnej i całkowitej liczby wyprodukowanych zarodków (czerwiu) za pomocą organizmu modelowego C. elegans.

Pomiar żywotności zarodka i wielkości lęgu u Caenorhabditis elegans

W protokole tym opisano test do ilościowego określenia szybkości karmienia Caenorhabditis elegans w oparciu o pomiar klirensu bakterii w płynnej kulturze.

Kwantyfikacja spożycia pokarmu w Caenorhabditis elegans poprzez pomiar klirensu bakteryjnego

Poznaj metodę pomiaru długości życia Caenorhabditis elegans na nośnikach stałych z wykorzystaniem bakterii zabitych UV. Technika synchronizacji wieku i regularna obserwacja pozwalają na precyzyjne badanie procesów starzenia.

Pomiar długości życia Caenorhabditis elegans na podłożach stałych

Przeglądaj więcej filmów