Name: Krycie i tetrada separacji Chlamydomonas reinhardtii do analizy genetycznej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2009-08-12T19:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 4 s
Description: Poznaj metody gametogenezy, kopulacji i separacji tetrady u Chlamydomonas reinhardtii. Protokoły te umożliwiają analizę genetyczną i badanie dziedziczenia w tym modelowym organizmie.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Niniejszy protokół opiera się na technikach opracowanych w laboratorium Francisa-André Wollmana w Institut de Biologie Physico-Chimique w Paryżu, we Francji. Autorzy wyrażają wdzięczność Jacqueline Girard-Bascou, która pierwotnie zapoznała D.B.S. z technikami genetycznymi stosowanymi u Chlamydomonas. Badania nad Chlamydomonas w laboratorium autorów są wspierane przez National Science Foundation w ramach grantu MCB-0646350.

Część 1: Przygotowanie szczepów do gametogenezy
Uwaga: Wszystkie manipulacje należy przeprowadzać w temperaturze pokojowej. Wyższe lub niższe temperatury wpływają na szybkość kiełkowania zygot i mogą negatywnie oddziaływać na ich żywotność. Ważna uwaga: Niezbędne jest, aby szczepy przeznaczone do krzyżowania rozwijały się intensywnie i były wolne od zanieczyszczeń grzybami lub bakteriami. Jeśli szczepy nie były regularnie przenoszone, przed generowaniem gamet należy przeprowadzić pasaż na medium bogatym.
<ol>
<li>Szczepy do krzyżowania przenosi się na płytki TAP (100×15 mm), po 1-2 szczepy na płytkę. Komórki powinny być hodowane w formie skoncentrowanego paska o szerokości około 1 cm.</li>
<li>Inkubację na płytkach TAP należy kontynuować do momentu uzyskania grubej warstwy intensywnie rosnących komórek, w razie potrzeby wykonując przesiewy pośrednie. Szczepy, które nie były ostatnio przesiewane, mogą wymagać jednego przesiewu i łącznie 1 tygodnia hodowli, natomiast szczepy typu dzikiego będące w regularnym użyciu mogą wymagać jedynie kilku dni i żadnych przesiewów. Mutanty wrażliwe na światło mogą wymagać dodatkowego czasu.</li>
<li>Wszystkie komórki z płytek TAP przenosi się na płytki N10, które są ubogą w azot i będą indukowane do gametogenezy. Komórki należy przenieść w formie grubego bloku, podobnie jak występowały na płytce TAP. Ułatwi to późniejszą zbiórkę komórek. Po 3 dniach na N10 komórki są przygotowane do przejścia gametogenezy. Podziały komórkowe na N10 będą przebiegać powoli, jednak komórki powinny zachować ciemnozielony kolor. Wszelkie zanieczyszczone szczepy należy odrzucić, ponieważ nie uzyskamy z nich żywotnych zygot.</li>
</ol>
Część 2: Kopulacja
<ol>
<li>Każdy szczep przenosi się do kolby Erlenmeyera o pojemności 50 ml i resuspenderuje w około 2,5 ml sterylnej wody destylowanej. Można to zrobić za pomocą pętlki drutowej lub sterylnego patyczka; ważne jest, aby komórki były dobrze zawieszone i nie tworzyły grudek. Dokładną objętość wody należy dostosować tak, aby stężenie komórek, oceniane wizualnie, było zbliżone dla każdego szczepu.</li>
<li>Komórki poddaje się wytrząsaniu pod silnym światłem (1.260 μE/m2/sec) przez 2 godziny, w czasie czego komórki przekształcą się w ruchliwe gamety. Ruchliwość należy sprawdzić pod mikroskopem świetlnym. Jeśli gamety słabo pływają, zapłodnienie prawdopodobnie będzie mało wydajne. Jednak nawet szczepy o słabej ruchliwości będą się krzyżować z obniżoną częstotliwością.</li>
<li>Następnie równe objętości gamet mt+ i mt- łączy się w jednej kolbie 50 ml. Gamety pozostawia się pod silnym światłem (1.260 μE/m2/sec) bez wytrząsania.</li>
<li>Przebieg zapłodnienia można sprawdzić natychmiast pod mikroskopem świetlnym. Pary gamet tworzą się szybko i będą widoczne jako szybko poruszające się komórki połączone w obrębie wici. Jeśli zapłodnienie wydaje się przebiegać bardzo szybko, próbki do generowania zygot należy pobrać w ciągu 30 min - 1 h. W przeciwnym razie przebieg zapłodnienia można sprawdzać co godzinę, choć jest to opcjonalne. Ponieważ czas uzyskania optymalnej gęstości zygot znacznie różni się w zależności od krzyżówek, najlepiej pobierać alikwoty mieszaniny zapładniającej w różnych odstępach czasu po połączeniu gamet, np. po 1 h, 2 h, 3 h i 4 h. Robi się to poprzez przeniesienie próbek o objętości 300 µL na płytki z agarem TAP-3% Difco 60×15 mm; 3-4 kropki na płytkę. Należy uważać, aby nie wytrząsać mieszaniny zapładniającej, ponieważ może to rozbić pary zapładniające się. Stosuje się agar Difco, ponieważ zawiera on mniej zanieczyszczeń niż tańsze agary, co ułatwia obserwację zygot pod mikroskopem. Niewykorzystaną mieszaninę zapładniającą można pozostawić w kolbie na noc, a jakość reakcji zapłodnienia będzie oczywista następnego dnia. Gdy zapłodnienie jest wydajne, zygoty przylegają do ścianek lub dna kolby, a medium staje się klarowne. Nawet wytrząsanie kolby nie spowoduje oderwania zygot. Jeśli po energicznym wytrząsaniu mieszaniny nic nie przylega do szkła, oznacza to, że zapłodnienie było niewydajne lub nie nastąpiło.</li>
<li>Płytki TAP-Difco zawierające mieszaninę zapładniającą suszy się w sterylnej komorze z uchylonymi pokrywkami, aż do momentu wchłonięcia cieczy z powierzchni. Płytki zazwyczaj pozostawia się na świetle (700 nE/m2/sec) przez 18 godzin, a następnie owija folią, ponieważ dojrzewanie zygospor zachodzi wyłącznie w ciemności. Na płytkach i folii zapisuje się skrzyżowane szczepy, czas i datę zapłodnienia. Płytki przechowuje się od 5 do 7 dni; mogą być przechowywane dłużej, choć wydajność kiełkowania zygot stopniowo spada.</li>
</ol>
Część 3: Disekcja tetrad
<ol>
<li>Komórki wegetatywne należy zeskrobać z wyschniętych plam mieszaniny kopulacyjnej za pomocą tępego ostrza, np. skalpela. Ostrze można wykorzystać do odsłonięcia obszaru z zygotami, które przylegają ściśle do 3% agaru. Ten etap wykonuje się zazwyczaj po południu, aby zygoty zdążyły wykiełkować do następnego ranka, ale nie przeszły drugiego podziału wegetatywnego, który doprowadziłby do powstania 8 potomnych. Biolodzy badający Chlamydomonas szybko uczą się rozpoznawać zygoty pod mikroskopem, ponieważ są one większe od komórek wegetatywnych i posiadają grubą ścianę zygospory, która tworzy czarny kontur. Zygospory często wydają się żółte, ale mogą być również nieco zielone. Najważniejszą cechą jest to, że przylegają one do agaru, podczas gdy komórki wegetatywne łatwo przesunąć. Jednakże, jeśli płytki są zbyt suche, tak nie będzie. Ponadto, jeśli mieszanina kopulacyjna była zbyt gęsta, zygoty mogą utworzyć matę, co utrudni lub uniemożliwi transfer pojedynczych zygot. Odpowiednie zagęszczenia ustala się w kroku 2.1 i nabywa się wprawy w ich określaniu wraz z doświadczeniem.</li>
<li>Przygotowuje się szklane igły do zbierania zygot i rozdzielania potomnych tetrad. Przygotowuje się je poprzez wyciąganie 3 mm szklanych prętów w niewielkim płomieniu w celu utworzenia długiej, cienkiej nici, którą można odłamać. Końcówki tych zwężających się końców wygładza się lub wygina w haczyki poprzez krótkie podgrzanie w niskim płomieniu (np. alkoholowym lub z zapalonej zapałki). Należy przygotować 3 lub więcej szklanych igieł, ponieważ dość łatwo pękają, szczególnie w przypadku niedoświadczonych użytkowników.</li>
<li>Zygoty zbiera się z 3% płytki TAP-Difco za pomocą szklanej igły w małą kupkę. Wycina się za pomocą tępego skalpela kwadrat agaru (do 0,5 cm2) zawierający zygoty. Następnie blok agaru kładzie się stroną skierowaną w dół na 15 mm płytce 1,5% TAP-Difco i przesuwa wzdłuż poziomej linii około 1,5 cm od górnej krawędzi płytki, aby rozmieścić zygoty. Na tylnej stronie płytek wycina się górną linię poziomą oraz siatkę o odstępach poziomych około 1,5 cm i pionowych około 0,5 cm. Siatka posłuży następnego dnia jako prowadnica do rozdzielania potomnych tetrad (siatkę można wyciąć również w dniu sekcji). Na koniec pojedyncze zygoty przenosi się do punktów przecięcia górnej linii poziomej z każdą linią pionową, rozmieszczając około 20-30 zygot na płytce. Chociaż sekcję przeprowadza się tylko dla około 12 z nich, nie każda zygota kiełkuje, a niektóre podzielą się dwukrotnie przed pęknięciem, dlatego potrzebne są dodatkowe zygoty.</li>
<li>Po rozmieszczeniu zygot, komórki wegetatywne, które zostały przypadkowo przeniesione z 3% płytki agarowej, zabija się, wystawiając odwróconą płytkę na 30 sekund nad szklane naczynie zawierające cienką (1-2 mm) warstwę chloroformu. Odległość między płytką a chloroformem powinna wynosić około 5 cm. Jeśli użyje się zbyt dużo chloroformu lub jeśli odległość będzie zbyt mała bądź zbyt duża, istnieje ryzyko zabicia zygot lub niezdobycia skuteczności w zabiciu komórek wegetatywnych. Zabieg z użyciem chloroformu musi zostać wykonany natychmiast po rozmieszczeniu zygospor na płytce do kiełkowania, aby zapewnić selektywność.</li>
<li>Kiełkowanie trwa od 16 do 20 godzin dla większości szczepów, ale czas ten różni się w zależności od genotypu i wieku zygot. Do kiełkowania płytki umieszcza się w słabym świetle (239 nE/m2/sec) lub w średnim świetle przyciemnionym poprzez przykrycie płytki chusteczką.</li>
<li>Wykiełkowane zygoty można zidentyfikować pod mikroskopem jako spuchnięte lub czasami pęknięte komórki z komórkami potomnymi wewnątrz. Jeśli zygospora nie pękła, delikatne dotknięcie szklaną igłą spowoduje przerwanie ściany, o ile nastąpiło kiełkowanie. Komórki potomne są delikatnie przeciągane do punktów siatki poniżej zygoty. Najłatwiej zrobić to, przechwyciwszy komórkę w niewielkiej ilości ciekłego medium uwolnionego z agaru pod naciskiem szklanej igły i przeciągając tę „kałużę” za igłą. Formą „zapewnienia”, że przeprowadzono sekcję zygoty, a nie dwa razy podzielonej komórki wegetatywnej, jest fakt, że oprócz czterech komórek potomnych pozostanie „skóra” ściany zygospory.</li>
<li>Rozdzielone potomstwo hoduje się w odpowiednich warunkach, aż do momentu, gdy widoczne kolonie będzie można pobrać do dalszych analiz. Płytki należy codziennie monitorować pod kątem kontaminacji.</li>
</ol>
Uwaga: Generowanie diploidów wegetatywnych nie jest tutaj omawiane, ale w zasadzie polega na wysianiu mieszaniny kopulacyjnej na podłożu, które nie będzie wspierać wzrostu żadnego ze szczepów rodzicielskich, ale będzie wspierać wzrost diploida (np. dwa różne markery aukstotroficzne). Płytki przechowuje się w świetle, aby uniknąć powstawania zygot.

<ol><li>Harris, E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Chlamydomonas+Sourcebook%3A+Introduction+to+Chlamydomonas+and+Its+Laboratory+Use%5BTitle%5D)+AND+%22Conf+Proc+IEEE+Eng+Med+Biol+Soc%22%5BJournal%5D)">The Chlamydomonas Sourcebook: Introduction to Chlamydomonas and Its Laboratory Use.</a> Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 2nd Edition, Academic Press. San Diego, CA. Volume 1 119-273 (2005).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Analiza genetyczna u Chlamydomonas jest prosta, jednak wymaga ona zastosowania szczególnych technik w celu generowania gamet i rozdzielania potomstwa tetrad. W przypadku zdrowych szczepów techniki te są łatwe do opanowania. Przy niektórych szczepach mutantów staje się to bardziej sztuką i czytelnicy powinni zapoznać się z tomem 1 niedawno opublikowanego Chlamydomonas Sourcebook w celu uzyskania informacji historycznych i praktycznych wskazówek. Dodatkowo należy zaznaczyć, że istnieje wiele wariantów pod...

<table><tbody><tr><td>CC-125</td><td>Szczep typu zapłodnienia &lt;em&gt;plus&lt;/em&gt;</td><td>Chlamydomonas Stock Center</td><td></td><td></td></tr><tr><td>CC-124</td><td>Szczep typu zapłodnienia &lt;em&gt;minus&lt;/em&gt;</td><td>Chlamydomonas Stock Center</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tris-Acetate-Phosphate (TAP) </td><td>Pożywka wzrostowa</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>N10</td><td>Pożywka wzrostowa</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Agar Difco</td><td>Odczynnik</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stalowe ostrza Fisherbrand</td><td>Narzędzia</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-916-5B</td><td></td></tr><tr><td>Rączki do skalpela BD</td><td>Narzędzia</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-914-5</td><td></td></tr><tr><td>Metalowe skalpele Fisherbrand</td><td>Narzędzia</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-920A</td><td></td></tr></tbody></table>

kojenie i separacja tetrad chlamydomonas reinhardtii do analizy genetycznej

Mating and Tetrad Separation of Chlamydomonas reinhardtii for Genetic Analysis

Jednokomórkowa zielona glonaChlamydomonas reinhardtiiEmpty source. No content to translate.Chlamydomonas) stał się popularnym organizmem w badaniach nad różnymi obszarami biologii komórki i genetyki ze względu na prosty cykl życiowy, łatwość hodowli i manipulacji w analizach genetycznych, zasoby genomiczne oraz możliwość transformacji jądra i obu organelli. Krzyżowanie szczepów jest powszechną praktyką podczas stosowania podejść genetycznych wChlamydomonas, aby stworzyć wegetatywne diploidy do analizy dominacji, po sekcji tetrad w celu ustalenia dziedziczenia jądrowego w stosunku do organellarnego, do testowania allelizmu, analizy epistazy lub generowania populacji na potrzeby klonowania opartego na mapowaniu. Dodatkowo krzyżówki genetyczne są rutynowo wykorzystywane do łączenia genotypów organellarnych z konkretnymi genotypami jądrowymi. W niniejszej pracy prezentujemy standardowe metody gametogenezy, zapłodnienia, kiełkowania zygot i separacji tetrad. Niniejszy protokół składa się z łatwej do śledzenia serii kroków, które udostępnią podejścia genetyczne naukowcom mniej zaznajomionym zChlamydomonasWyjaśniono kluczowe parametry oraz potencjalne problemy. Na koniec przedstawiono źródła dalszych informacji oraz alternatywne metody.

Kopulacja i separacja tetrad są niezbędne do analizy genetycznej Chlamydomonas reinhardtii. W niniejszym materiale prezentujemy standardowe metody gametogenezy, kopulacji, kiełkowania zygot oraz sekcji tetrad. Niniejszy protokół składa się z serii łatwych do wykonania kroków, które ułatwią zastosowanie metod genetycznych naukowcom mniej zaznajomionym z Chlamydomonas.

Kojenie i separacja tetrad Chlamydomonas reinhardtii do analizy genetycznej

Jednokomórkowa zielona alga *Chlamydomonas reinhardtii* (*Chlamydomonas*) stała się popularnym organizmem w badaniach nad różnymi obszarami biologii komórki i...

Chlamydomonas to jednokomórkowa zielona glona, która w idealnych warunkach wzrostu dzieli się bezpłciowo. Gdy warunki się pogarszają, organizm wchodzi w cykl rozmnażania płciowego. Gametogenezę można indukować poprzez przeniesienie szczepów z pożywki TAP do pożywki pozbawionej azotu; następnie 10 komórek z pożywki zostaje zawieszonych i wytrząsanych pod wpływem silnego światła w celu wygenerowania modalnych gamet MT plus i MT minus, które są następnie łączone w jednej kolbie w celu zapłodnienia. Próbki nanosi się na płytkę z pożywką TAP i wystawia na światło, a następnie owija w folię na cztery godziny w celu dojrzewania zygot.Po pięciu do siedmiu dniach zeskrobuje się komórki wegetatywne, odsłaniając zygoty, które są ściśle przylegające do świdra. Przenosi się je na płytki TAP DCO w celu kiełkowania. Następnie, przy słabym oświetleniu, rozdziela się tetradu i hoduje je w odpowiednich warunkach.Aż do pojawienia się widocznych klonów, mogą one być izolowane do dalszych analiz. Witam, nazywam się David Stern, jestem prezesem Boy Thompson Institute for Plant Research. Dzisiaj zaprezentujemy procedury krzyżowania oraz tetradyseckcji dla modelowej zielonej algi Chlamydomonas reinhardtii.Wiele laboratoriów wykorzystuje te techniki do tworzenia diploid wegetatywnych w celu analizy dominacji lub po sekcji cech, aby ustalić dziedziczenie jądrowe w stosunku do organellowego. Służą one również do testowania alleli, analizy epistazy lub generowania populacji do klonowania opartego na mapowaniu. Dodatkowo krzyżowania genetyczne są rutynowo stosowane w celu połączenia genotypów organelli z konkretnymi genotypami jądrowymi.Chciałbym przedstawić państwu mojego współpracownika postdoktorskiego, Jana, który szczegółowo omówi przebieg procedur. Zacznijmy zatem. Aby rozpocząć eksperyment, przenieś szczepy MT plus i MT minus na płytki z pożywką tris-acetat-fosforanową (TAP). Hoduj komórki w formie skoncentrowanego paska o szerokości 1 cm.W przypadku starszych łodyg może być konieczny transfer pośredni. Gdy pojawi się gruba warstwa komórek wzrostowych, przenieś komórki w postaci grubego płata na płytki N 10. Płytki te są ubogie w azot.Aby indukować gametogenezę, inkubuj komórki przez trzy dni. Po trzech dniach sprawdź, czy komórki nadal są ciemnozielone i odrzuć wszelkie zanieczyszczone szczepy. Ponieważ nie wytworzą one żywotnych zygot, pozostałe szczepy są teraz gotowe do przejścia procesu gametogenezy.Po wywołaniu gametogenezy należy rozpocząć proces kojarzenia, przygotowując dwie kolby o pojemności 50 mililitrów. Każda z nich powinna zawierać 2,5 mililitra sterylnej wody destylowanej. Używając pętli z drutu, przenieś każdy szczep do oddzielnej kolby i zawieś w wodzie.Upewnij się, że nie ma grudek. Oceń stężenie komórek wizualnie. Dodaj wodę, aby uzyskać równe stężenia komórek.Następnie agituj komórki przez dwie godziny pod silnym oświetleniem, aby doszło do powstania gamet modalnych. Sprawdź ruchliwość pod mikroskopem świetlnym. Pamiętaj, że nawet słabo modalne szczepy będą się rozmnażać.W kolejnej kolbie o pojemności 50 ml połączyć równe objętości szczepów empty plus i empty minus, aby umożliwić kojenie. Pozostawić próbki pod silnym światłem, nie wytrząsając ich; następnie niezwłocznie sprawdzić przebieg kojenia pod mikroskopem świetlnym.Należy szukać szybko poruszających się par gamet. Połączonych w obrębie flagell, uważając, aby nie wzburzyć mieszaniny i nie rozdzielić par kopulujących. Należy pobierać próbkę o objętości 300 µL co godzinę przez kolejne cztery godziny i nanosić ją na płytkę z pożywką TAP.Nieużywaną mieszaninę do krzyżowania pozostaw w kolbie do następnego dnia. Pozostaw płytki z agarem TAP w sterylnej komorze z lekko uchylonymi pokrywkami, aż powierzchnia całkowicie wyschnie. Następnie pozostaw płytki w świetle na 18 godzin.Owiń płytki folią, ponieważ dojrzewanie zarodników CIGA zachodzi tylko w ciemności, i przechowuj płytki przez tydzień. Na koniec wymieszaj kolbę zawierającą pozostałą mieszankę do zapłodnienia. Jeśli pożywka wydaje się przejrzysta, oznacza to, że zygoty pozostały przyczepione do ścianek kolby, co świadczy o efektywnym zapłodnieniu.Jeśli wytrząsanie spowoduje odczepienie, zapłodnienie zygot było nieefektywne lub nie powiodło się w kolejnym tygodniu, zarodniki zago utworzą się na płytkach i tetradny będą gotowe do sekcji. Po pięciu dniach zapłodnione zygoty utworzą zarodniki zago. Wówczas można rozpocząć sekcję tetrad, używając tępego skalpela.Zeskrob komórki wegetatywne, odsłaniając zygoty, które mocno przylegają do świdra. Obejrzy preparat pod mikroskopem, aby odróżnić zygoty od komórek wegetatywnych. Zygoty są większe, zazwyczaj żółte i mają czarny obrys.Następnie przygotuj szklane igły do manipulowania komórkami. Wyciągnij trzy milimetrowe pręty szklane w płomieniu palnika alkoholowego, aby utworzyć długą, cienką nitkę. Odłam długą nitkę.Krótko podgrzej zwężający się koniec szklanej nici, aby wygiąć go w haczyk. Następnie za pomocą szklanej igły zgromadź zygoty w niewielkiej kupce na płytce augera TAP. Wytnij skalpelem kwadrat z augera zawierający zygoty przed ich przeniesieniem.Aby przeprowadzić sekcję tetrad, zaznacz spód płytki z agarem 1,5% TAP. Narysuj poziomą linię 1,5 centymetra od górnej krawędzi płytki. Dodatkowo narysuj siatkę z odstępami około 1,5 centymetra w poziomie i 0,5 centymetra w pionie.Następnie należy położyć blok z zygotami stroną roboczą do dołu na górnej poziomej linii narysowanej na szalce z agarem 1,5% TAP. Przesunąć blok wzdłuż górnej poziomej linii, aby rozdzielić zygoty. Na koniec przenieść poszczególne zygoty na przecięcia górnych linii poziomych z każdą z linii pionowych, tak aby na szalce znalazło się około 20 do 30 zygot.Bezpośrednio po rozdzieleniu zygot odwróć płytki na 30 sekund nad szklanym naczyniem zawierającym cienką warstwę chloroformu. Upewnij się, że odległość między płytką a chloroformem wynosi 5 cm. Nie używaj zbyt dużej ilości chloroformu.Obróbka ta zniszczy wszelkie komórki wegetatywne, które zostały przeniesione przypadkowo. Płytki należy umieścić w słabym świetle na 16 godzin, aby umożliwić kiełkowanie. Kolejnym krokiem będzie sekcja tetrad.Po zakończeniu inkubacji komórek należy poszukać wykieł {kovan zygotes}. Są to obrzęknięte komórki, które czasami pękły, uwalniając znajdujące się wewnątrz komórki potomne. Jeśli doszło do kiełkowania, ale zarodnik zago nie pękł, należy delikatnie dotknąć go szklaną igłą, aby przerwać ścianę komórkową.Teraz należy przystąpić do rozdzielania tetrad. Za pomocą szklanej igły dociśnij świder obok komórek potomnych. Komórki potomne zostaną przechwycone w uwolnionej cieczy.Przeciągnij komórki potomne znajdujące się w kropelce za igłą do punktów siatki poniżej zygoty. Teraz, gdy tetra jest oddzielona, poszukaj pozostałej łupiny. Po usunięciu komórek potomnych, aby upewnić się, że przeprowadzone zostało rozcięcie zygoty, a nie komórki wegetatywnej, która podzieliła się dwukrotnie, inkubuj rozcięte potomstwo aż do momentu, gdy widoczne kolonie będą można zebrać do dalszej analizy.Codziennie monitoruj płytki pod kątem kontaminacji. Przy prawidłowym wykonaniu protokołu cztery wypreparowane potomstwa z każdego zygoty przerastają w widoczne klony. Dwa z potomstw są empty plus, a dwa są empty minus; wszystkie potomstwa dziedziczą chloroplastowe DNA rodzica MT plus.Właśnie zaprezentowaliśmy standardowe metody kojarzenia w gametogenezie, kiełkowania zygot oraz sekcji tkanek dla dms małży. Podczas stosowania tych technik ważne jest upewnienie się, że komórki są zdrowe i wolne od jakichkolwiek infekcji. Dobrze wiadomo, że szczepy zaadaptowane do warunków laboratoryjnych, które nie były krzyżowane przez dłuższy czas, mogą nie wykazywać dobrej zdolności do kojarzenia, a jakość wody może również wpływać na mutagenezę am.Zwracając uwagę na te oraz inne wspomniane powyżej szczegóły techniczne, powinni Państwo odnieść sukces w badaniach nad genetyką demonów wspinaczek. To wszystko. Dziękujemy za obejrzenie materiału i życzymy powodzenia w przeprowadzaniu eksperymentów.

mating-tetrad-separation-chlamydomonas-reinhardtii-for-genetic

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Rozmnażanie i separacja tetrad u Chlamydomonas reinhardtii w analizie genetycznej

Opisujemy metodologię przeprowadzania analizy genetycznej u Chlamydii w oparciu o mutagenezę chemiczną i sekwencjonowanie całego genomu. Ponadto opisano system wymiany DNA w zakażonych komórkach, który można wykorzystać do mapowania genetycznego. Metoda ta może mieć szerokie zastosowanie w systemach mikrobiologicznych pozbawionych systemów transformacji i narzędzi genetyki molekularnej.

Zaawansowane podejścia genetyczne w Chlamydia trachomatis

Opisane porównawcze, ilościowe podejście proteomiczne ma na celu uzyskanie wglądu w skład kompleksów wielobiałkowych w różnych warunkach i jest demonstrowane przez porównanie genetycznie różnych szczepów. Do analizy ilościowej równe objętości różnych frakcji z gradientu gęstości sacharozy miesza się i analizuje za pomocą spektrometrii mas.

Nowe podejście do analizy porównawczej kompleksów wielobiałkowych oparte na znakowaniu metabolicznym 15N i ilościowej spektrometrii mas

NAJLEPSZE: Sekwencjonowanie tetrad z obsługą kodów kreskowych

Wrażliwe na temperaturę (ts) śmiertelne mutanty są cennymi narzędziami do identyfikacji i analizy podstawowych funkcji. W tym miejscu opisujemy metody generowania i klasyfikowania letalnych mutantów ts o wysokiej przepustowości.

Wysokoprzepustowa, wspomagana robotycznie izolacja wrażliwych na temperaturę śmiertelnych mutantów u Chlamydomonas reinhardtii

Opisujemy endogenne rozszczepienie chromatyny połączone z sekwencjonowaniem wysokoprzepustowym (ChEC-seq), ortogonalną metodą immunoprecypitacji chromatyny (ChIP) do mapowania miejsc wiązania białek w całym genomie za pomocą białek fuzyjnych nukleazy mikrokokowej (MNazy).

Mapowanie całego genomu interakcji białko-DNA z sekwencją ChEC u Saccharomyces cerevisiae

Danio pręgowany był używany jako wiarygodne modele genetyczne w badaniach biomedycznych, zwłaszcza wraz z pojawieniem się technologii edycji genów. Gdy spodziewane są fenotypy larw, ekstrakcja DNA i identyfikacja genotypu może być trudna. W tym miejscu opisujemy skuteczną procedurę genotypowania larw danio pręgowanego, poprzez obcinanie ogonów, już po 72 godzinach od zapłodnienia.

Wysokoprzepustowa ekstrakcja DNA i genotypowanie larw danio pręgowanego 3dpf poprzez obcinanie płetw

Opracowaliśmy strategię oczyszczania i obrazowania dużej liczby centrioli w różnych orientacjach, które można poddać mikroskopii superrozdzielczej i uśrednianiu pojedynczych cząstek.

Izolacja i obrazowanie fluorescencyjne do rekonstrukcji pojedynczych cząstek Chlamydomonas Centrioles

Analiza wielu biomolekuł w całym systemie jest kluczowa dla uzyskania funkcjonalnego i mechanistycznego wglądu w procesy biologiczne. W niniejszym opisano obszerny protokół wysokoprzepustowej ekstrakcji lipidów, metabolitów, białek i skrobi z pojedynczej próbki pobranej z zsynchronizowanej kultury Chlamydomonas.

Multiomiczna metoda ekstrakcji do dogłębnej analizy zsynchronizowanych kultur zielonej algi Chlamydomonas reinhardtii

Reaktywacja in vitro ruchliwych komórek jest kluczowym eksperymentem w zrozumieniu mechanizmów ruchliwości komórek. Protokół opisuje reaktywację zdemembranowanych modeli komórkowych Chlamydomonas reinhardtii, organizmu modelowego do badania rzęsek/wici.

Reaktywacja zdemembranowanych modeli komórkowych u Chlamydomonas reinhardtii

Większość pływających organizmów fotoautotroficznych wykazuje wywołane foto zmiany zachowania (fotozachowanie). W niniejszym protokole zaobserwowano wspomniane fotozachowanie w organizmie modelowym Chlamydomonas reinhardtii.

Obserwacja fotozachowania u Chlamydomonas reinhardtii

Poznaj metody gametogenezy, kopulacji i separacji tetrady u Chlamydomonas reinhardtii. Protokoły te umożliwiają analizę genetyczną i badanie dziedziczenia w tym modelowym organizmie.

Kojenie i separacja tetrad Chlamydomonas reinhardtii do analizy genetycznej

Przeglądaj więcej filmów