Name: Pomiar ciśnienia krwi u myszy za pomocą zapisu ciśnienia objętościowego, metoda mankietu ogonowego (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2009-05-15T00:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 54 s
Description: Poznaj nieinwazyjną metodę pomiaru ciśnienia krwi u myszy za pomocą systemu CODA z mankietem ogonowym i technologią VPR. Umożliwia on jednoczesne badanie do ośmiu zwierząt w badaniach kardiologicznych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

<ol style="padding:5px;">
<li>Konfiguracja sprzętu<ol style="padding:5px;">
<li>Wybierz w laboratorium miejsce, w którym temperatura otoczenia wynosi 20°C lub więcej.</li>
<li>Unikaj lokalizacji w pobliżu kratek klimatyzacji i/lub źródeł hałasu.</li>
<li>Unikaj wystawiania zwierzęcia na zapachy, które mogą powodować podrażnienie i/lub stres, takie jak perfumy, wody kolońskie, chemikalia i środki czyszczące.</li>
<li>Włącz kontroler CODA.</li>
<li>Włącz platformę grzewczą i ustaw poziom 3. Jeśli temperatura w pomieszczeniu przekracza 25°C, zacznij od poziomu 1 lub 2.</li>
<li>Test diagnostyczny kontrolera<ol style="padding:5px;">
<li>Otwórz oprogramowanie CODA.</li>
<li>Wybierz urządzenie CODA, klikając na nie.</li>
<li>Kliknij „Test Selected Device”.</li>
<li>Wybierz mankiety i kanały do przetestowania, a następnie kliknij „Test”.</li>
<li>Po zakończeniu testu zamknij okno testu urządzenia.</li>
</ol></li>
</ol></li>
<li>Konfiguracja oprogramowania<ol style="padding:5px;">
<li>Zarządzanie personelem i zwierzętami<ol style="padding:5px;">
<li>Zarządzanie personelem<ol style="padding:5px;">
<li>Wybierz Tools &gt; Manage Personnel.</li>
<li>Kliknij „Researcher 1”, aby zmienić nazwę.</li>
<li>Klikaj w kolejne wiersze, aby dodać dodatkowych badaczy.</li>
<li>Kliknij kartę „Technicians Tab”, aby zmodyfikować lub dodać techników.</li>
<li>Kliknij kartę „Specimens Tab”, aby nadać zwierzęciu nazwę w celu łatwej identyfikacji i wybrać gatunek zwierzęcia: szczur lub mysz.</li>
<li>Kliknij kartę „Animals Tab”, aby zmienić gatunek zwierzęcia i czułość.</li>
</ol></li>
</ol></li>
<li>Nowy eksperyment<ol style="padding:5px;">
<li>Wybierz File &gt; New &gt; Experiment</li>
<li>Rozpoczęcie nowego eksperymentu<ol style="padding:5px;">
<li>Wprowadź nazwę eksperymentu.</li>
<li>Wybierz głównego badacza.</li>
<li>Wybierz datę rozpoczęcia i kliknij „Next”.</li>
</ol></li>
<li>Podstawowe informacje o sesji<ol style="padding:5px;">
<li>Wprowadź nazwę sesji</li>
<li>Ustaw „Acclimation Cycles” na 5. Jeśli nie chcesz uwzględniać cykli aklimatyzacji, ustaw wartość na zero. Aby wspomóc aklimatyzację zwierzęcia do uchwytu i mankietów, dodaj dodatkowe cykle do eksperymentu i przeprowadź go przez 5 kolejnych dni.</li>
<li>Ustaw „Number of Sets” na 1.</li>
<li>W przypadku wielu serii ustaw „Time Between Sets” na 30 sekund</li>
<li>Ustaw „Cycles per Set” na 20 cykli.</li>
<li>Ustaw „Time Between Cycles” na 5 sekund i kliknij „Next”.</li>
</ol></li>
</ol></li>
<li>Wybór osobnika<ol style="padding:5px;">
<li style="list-style-type:none;">&nbsp;<ol style="padding:5px;">
<li>Wybierz osobnika z puli i przypisz go do pierwszego dostępnego kanału, a następnie kliknij „Next”. </li>
</ol></li>
<li>Parametry sesji<ol style="padding:5px;">
<li>Ustaw „Maximum Occlusion Pressure” na 250mmHg.</li>
<li>Ustaw „Deflation Time” na 20 sekund dla myszy i 15 sekund dla szczurów.</li>
<li>Ustaw „Minimum Volume” na 15ul.</li>
<li>Ustaw „Display Style” na One Channel per Graph.</li>
<li>Dodaj dodatkowych badaczy i techników, a następnie kliknij „Next”.</li>
</ol></li>
<li>Skrypt sesji<ol style="padding:5px;">
<li>Przejrzyj skrypt sesji i kliknij „Next”.</li>
<li>Nie wybieraj Finish, dopóki nie ukończysz sekcji Przygotowanie zwierzęcia.</li>
</ol></li>
</ol></li>
</ol></li>
<li>Przygotowanie zwierzęcia<ol style="padding:5px;">
<li>Ustawienie zwierzęcia<ol style="padding:5px;">
<li>Uchwyt dla zwierzęcia<ol style="padding:5px;">
<li>Aby przeszkolić zwierzę i poprawić jego aklimatyzację, dodaj dodatkowe cykle do eksperymentu i przeprowadzaj go przez pięć kolejnych dni. Można również wspomóc aklimatyzację, umieszczając zwierzę w uchwycie na 15 minut przez 3 kolejne dni przed właściwym badaniem.</li>
<li>Umieść każde zwierzę w uchwycie, chwytając je za ogon i delikatnie wkładając do tylnej części uchwytu, która jest skierowana w stronę otwartego końca stożka nosowego. Uwaga: zwróć uwagę na wielkość zwierzęcia w stosunku do wielkości wybranego uchwytu. Zwierzę powinno móc swobodnie wejść do uchwytu.</li>
<li>Ostrożnie zabezpiecz tylną klapę uchwytu, obracając czerwoną nakrętkę śruby na klapie. Należy zachować ostrożność, aby nie przytrzasnąć ogona ani żadnych innych części ciała podczas zamykania klapy.</li>
<li>Przesuń stożek nosowy w stronę tylnej klapy, ograniczając ruchy zwierzęcia. Stożek nosowy powinien znajdować się w pozycji uniemożliwiającej zwierzęciu odwrócenie się wewnątrz uchwytu.</li>
<li>Umieść uchwyt na platformie grzewczej w wyznaczonej pozycji. Jeśli badasz tę samą grupę zwierząt w określonym czasie, pamiętaj o rotacji pozycji uchwytu na platformie grzewczej, aby poprawić spójność i dokładność pomiarów BP. Pozostaw zwierzę w uchwycie na co najmniej 5 minut w celu aklimatyzacji.</li>
<li>Nie dotykaj ani nie manipuluj zwierzęciem, gdy znajduje się ono w uchwycie.&nbsp; Zwiększony kontakt może zdenerwować zwierzę.</li>
<li>Nigdy nie pozostawiaj zwierząt w uchwytach bez nadzoru.</li>
</ol></li>
<li>Zakładanie mankietów<ol style="padding:5px;">
<li>Przewlecz ogon przez „Occlusion Cuff”. Umieść ten mankiet jak najbliżej podstawy ogona, nie stosując siły.</li>
<li>Zabezpiecz „Occlusion Cuff Tubing” w zagłębieniu w górnej tylnej części uchwytu.</li>
<li>Przewlecz ogon przez „VPR Cuff”, umieszczając go w odległości 2mm od „Occlusion Cuff”.</li>
<li>Zabezpiecz „VPR Cuff Tubing” w zagłębieniu w górnej tylnej części uchwytu.</li>
<li>Podłącz mankiety do kontrolera CODA.</li>
</ol></li>
<li>Temperatura zwierzęcia<ol style="padding:5px;">
<li>Pozostaw zwierzę na co najmniej 5 minut w celu termoregulacji.</li>
<li>Często mierz temperaturę zwierzęcia za pomocą termometru na podczerwień. Temperatura zwierzęcia powinna wynosić od 32 do 35°C.</li>
</ol></li>
</ol></li>
</ol></li>
<li>Eksperyment<ol style="padding:5px;">
<li>Rozpoczęcie eksperymentu<ol style="padding:5px;">
<li>Kliknij „Finish”, a eksperyment rozpocznie się natychmiast.</li>
</ol></li>
<li>Zakończenie eksperymentu<ol style="padding:5px;">
<li>Zwierzę<ol style="padding:5px;">
<li>Natychmiast usuń zwierzę z mankietów i uchwytu.</li>
<li>Wróć zwierzę do klatki po wyświetleniu raportu „Simple Session Summary Report”.</li>
</ol></li>
<li>Zbieranie danych<ol style="padding:5px;">
<li>Po zakończeniu ostatniego cyklu zaakceptowane cykle zostaną automatycznie wyświetlone w formacie arkusza kalkulacyjnego w aplikacji CODA; kliknij przycisk „Export to Excel”.</li>
<li>Wybierz folder, w którym ma zostać zapisany plik, nazwij go i kliknij „Save”.</li>
<li>Otwórz aplikację Excel i kliknij „Open”.</li>
<li>Wybierz wszystkie typy plików, aby wyświetlić „zapisany plik .csv”, a następnie kliknij plik.</li>
</ol></li>
<li>Przetwarzanie danych<ol style="padding:5px;">
<li>Istnieje kilka sposobów przetwarzania danych w pliku Excel. Powszechną praktyką jest wyznaczenie średniej i odchylenia standardowego.</li>
<li>Usuń pomiary, jeśli odchylenie standardowe jest większe niż 30.</li>
<li>Dodatkowo można przeglądać odrzucone cykle, a całą bazę danych łatwo wyeksportować do programu Excel. Dodatkowe informacje znajdują się w instrukcji obsługi.</li>
</ol></li>
</ol></li>
</ol></li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

pomiar ciśnienia tętniczego u myszy z wykorzystaniem rejestracji objętościowo-ciśnieniowej metodą mankietu ogonowego

Measuring Blood Pressure in Mice using Volume Pressure Recording, a Tail-cuff Method

System CODA do nieinwazyjnego pomiaru ciśnienia tętniczego o wysokiej przepustowości z 8 kanałami umożliwia jednoczesny pomiar ciśnienia tętniczego u maksymalnie 8 myszy lub szczurów. System mankietowy CODA wykorzystuje metodę rejestracji objętości i ciśnienia (Volume Pressure Recording, VPR) do pomiaru ciśnienia tętniczego poprzez określanie objętości krwi w ogonie. Specjalnie zaprojektowany różnicowy przetwornik ciśnienia oraz mankiet okluzyjny na ogon mierzą całkowitą objętość krwi w ogonie bez konieczności uzyskiwania sygnału tętna poszczególnych cykli. Szczególną uwagę zwrócono na długość mankietu okluzyjnego, aby uzyskać najdokładniejsze odczyty ciśnienia tętniczego. Metoda VPR pozwala na łatwe uzyskiwanie pomiarów u gryzoni o ciemnej skórze, takich jak myszy C57BL6, i jest kompatybilna z MRI. System CODA umożliwia pomiar sześciu (6) różnych parametrów ciśnienia tętniczego: skurczowego i rozkurczowego ciśnienia tętniczego, częstości akcji serca, średniego ciśnienia tętniczego, przepływu krwi w ogonie oraz objętości krwi w ogonie. Pomiary mogą być wykonywane u myszy lub szczurów w stanie czuwania lub pod wpływem znieczulenia. System CODA obejmuje kontroler, laptop, oprogramowanie, mankiety, uchwyty dla zwierząt, podgrzewacze na podczerwień oraz termometr na podczerwień. Dostępnych jest siedem różnych rozmiarów uchwytów – od myszy o masie 8 g do szczurów o masie do 900 g.

8-kanałowy system CODA do wysokoprzepustowego nieinwazyjnego pomiaru ciśnienia tętniczego pozwala na jednoczesny pomiar ciśnienia krwi u maksymalnie 8 myszy lub szczurów. Ten system z mankietem ogonowym wykorzystuje metodę Volume Pressure Recording (VPR) do pomiaru ciśnienia krwi poprzez wyznaczanie objętości krwi w ogonie.

Pomiar ciśnienia tętniczego u myszy z wykorzystaniem rejestracji objętościowo-ciśnieniowej metodą mankietu ogonowego

System CODA 8-Channel High Throughput Non-Invasive Blood Pressure służy do jednoczesnego pomiaru ciśnienia tętniczego krwi u maksymalnie 8 myszy lub szczurów. System CODA ...

Słowo coda w języku włoskim oznacza ogon. System nieinwazyjnego pomiaru ciśnienia krwi Coda umożliwia pomiar ciśnienia tętniczego u gryzoni dzięki specjalistycznemu czujnikowi rejestrującemu ciśnienie objętościowe, który mierzy zmiany objętości krwi w ogonie zwierzęcia po umieszczeniu go na jego powierzchni. W niniejszym filmie zaprezentowano sposób konfiguracji systemu, przygotowania zwierząt oraz jednoczesnego pomiaru ciśnienia krwi u ośmiu osobników.Witajcie, nazywam się Anju Bala Krishnan i pracuję w laboratorium Alana Dougherty'ego w Centrum Badań nad Układem Sercowo-Naczyniowym na Uniwersytecie w Kentucky w Lexington. Dzisiaj zaprezentujemy procedurę pomiaru ciśnienia tętniczego u myszy z wykorzystaniem metody mankietu ogonowego z rejestracją objętościowo-ciśnieniową. Stosujemy tę procedurę w naszym laboratorium do badania układu sercowo-naczyniowego.Zacznijmy zatem. Aby skonfigurować system CODA, wybierz w laboratorium miejsce, w którym temperatura pokojowa jest stabilna i wynosi 20 °C lub więcej. Unikaj lokalizacji w pobliżu nawiewów klimatyzacji; narażenie zwierząt na głośne dźwięki lub zapachy może powodować irytację lub stres.Zapachy zwierzęce mogą obejmować wszelkie silne perfumy, których możesz używać. Włącz kontroler Coda, a następnie platformy grzewcze ustawione na trzeci poziom. Jeśli temperatura w pomieszczeniu przekracza 25 °C, zacznij od poziomu pierwszego lub drugiego.Najpierw przeprowadź test diagnostyki kontrolera, otwierając oprogramowanie Coda. Wybierz urządzenie Coda, klikając na nie. Kliknij test selected device.Wybierz mankiety i kanały do sprawdzenia, a następnie kliknij test. Po zakończeniu testu diagnostycznego sterownika zamknij okno testu urządzenia. Wybierz kod sterownika do użycia, a następnie kliknij.Użyj tych urządzeń do skonfigurowania oprogramowania. Wybierz narzędzia zarządzania personelem. Następnie kliknij badacza jeden.Aby zmienić nazwę, kliknij w kolejne wiersze, aby dodać dodatkowych badaczy. Następnie kliknij przycisk zapisu danych. Przejdź do karty techników, aby zmodyfikować listę techników lub dodać nowych.Następnie kliknij kartę okazów, aby nazwać zwierzęta w celu łatwej identyfikacji i wybrać ich typ. Następnie kliknij zapisz dane. Na koniec kliknij kartę zwierząt.Aby zmienić typ zwierzęcia i czułość, kliknij zapisz dane, a następnie zamknij. Aby rozpocząć nowy eksperyment, wybierz plik Nowy eksperyment. Wprowadź nazwę eksperymentu, wybierz głównego badacza oraz wybierz datę rozpoczęcia.Kliknij dalej. Następnym krokiem jest wprowadzenie podstawowych informacji o sesji. Zacznij od wprowadzenia nazwy sesji; ustaw liczbę cykli aklimatyzacyjnych na pięć lub, jeśli nie chcesz uwzględniać cykli aklimatyzacyjnych, ustaw ją na zero.Ustaw liczbę serii na jedną, a czas przerwy między seriami na 30 sekund w przypadku wielu serii. Ustaw liczbę cykli w serii na 20 cykli oraz czas przerwy między cyklami na pięć sekund. Następnie kliknij Dalej.Aby rozpocząć wybór próbek, wybierz próbkę z puli próbek i przypisz ją do pierwszego dostępnego kanału. Następnie kliknij „dalej”, aby ustawić parametry sesji. Ustaw maksymalne ciśnienie okluzji na 250 millimeters.Ustaw czas deflacji rtęci na 20 seconds. Dla myszy ustaw minimalną objętość na 15 µL oraz styl wyświetlania na jeden kanał na wykres. Można również dodać dodatkowych badaczy i techników.Następnie kliknij „dalej”. Przejrzyj skrypt sesji i kliknij „dalej”. Nie wybieraj opcji „zakończ”, dopóki nie wykonasz sekcji przygotowania zwierzęcia, która jest opisana w dalszej części.Teraz można wyjąć zwierzęta i umieścić je obok systemu pomiaru ciśnienia krwi CODA. Przed umieszczeniem zwierząt w uchwytach należy zwrócić uwagę na wielkość każdego zwierzęcia w stosunku do rozmiaru wybranego uchwytu. Zwierzę powinno móc swobodnie wejść do uchwytu.Umieść każde zwierzę w uchwycie, chwytając je za ogon i delikatnie wkładając do tylnej części uchwytu, która jest skierowana w stronę otwartego końca stożka nosowego. Ostrożnie zamocuj tylną klapkę do uchwytu, przekręcając śrubę znajdującą się na klapce. Należy uważać, aby podczas mocowania tylnej klapki nie przyciąć ogona ani żadnej innej części ciała.Kolejny slajd. Stożek nosowy skierowany w stronę tylnego włazu. Ogranicza to ruchy zwierzęcia.Stożek na nos powinien znajdować się w pozycji ograniczającej możliwość obrotu zwierzęcia. Po umieszczeniu zwierzęcia w uchwycie, należy ustawić uchwyt na platformie grzewczej. W wyznaczonej pozycji należy pozostawić zwierzę na co najmniej pięć minut, aby mogło zaaklimatyzować się w uchwycie.Nie dotykać i nie manipulować zwierzęciem. Podczas przebywania w uchwycie zwiększony kontakt może podrażnić zwierzę; nigdy nie pozostawiać zwierzęcia w uchwycie bez nadzoru. Aby prawidłowo założyć mankiet do okluzji ogona, należy przełożyć ogon przez mankiet i umieścić go jak najbliżej nasady ogona, nie stosując siły.Następnie przełóż ogon przez mankiet czujnika VPR, umieszczając go w odległości dwóch milimetrów od mankietu okluzyjnego. Zabeziecz rurkę w wycięciu znajdującym się z tyłu na górze uchwytu. Mankiet okluzyjny ogona zostaje napompowany, aby zablokować przepływ krwi do ogona.Mankiet okluzyjny jest powoli spuszczany, a mankiet VPR na ogonie, zawierający specjalnie zaprojektowany czujnik, mierzy fizjologiczne właściwości powracającego przepływu krwi w momencie, gdy krew zaczyna ponownie napływać do ogona. Czujnik VPR mierzy obrzęk ogona wynikający z pulsacji tętniczych przepływu krwi. Ciśnienie skurczowe jest automatycznie mierzone przy pierwszym pojawieniu się obrzęku ogona.Ciśnienie skurczowe krwi jest automatycznie obliczane w momencie, gdy ustaje wzrost tempa obrzęku ogona. Po umieszczeniu wszystkich zwierząt w uchwytach i założeniu mankietów na ogony, należy odczekać co najmniej pięć minut na ich termoregulację. Zapisz temperaturę zwierząt.Przy użyciu termometru na podczerwień należy sprawdzić, czy temperatura zwierząt mieści się w przedziale od 32 do 35 °C. Teraz, gdy zwierzęta są gotowe, możemy rozpocząć eksperyment. Kliknij przycisk „Zakończ”, aby rozpocząć eksperyment.Czerwona linia reprezentuje wydeflowanie mankietu oklazyjnego i mankietu czujnika VPR. Niebieska linia reprezentuje zmiany objętości krwi w ogonie. Pierwszy punkt przegięcia niebieskiej linii, czyli minimalna szybkość zmian, wyznacza skurczowe ciśnienie krwi.Drugie załamanie niebieskiej linii, czyli maksymalna szybkość zmian, określa ciśnienie krwi w rozkurczu w momencie zakończenia eksperymentu. Należy niezwłocznie zdjąć mankiety i wyjąć zwierzęta z uchwytu. Wyświetlony zostanie uproszczony raport podsumowujący sesję.Dane zebrane podczas eksperymentu są zapisywane w pliku Excel. Istnieje kilka sposobów przetwarzania danych w pliku Excel. Powszechną praktyką jest obliczanie średniej i odchylenia standardowego oraz usuwanie pomiarów.Jeśli odchylenie standardowe jest większe niż 30. Ponadto można przeglądać odrzucone cykle, a całą bazę danych można łatwo wyeksportować do programu Excel. Należy zapoznać się z protokołem pisemnym oraz instrukcją obsługi.W ramach uzupełnienia informacji, zaprezentowałem właśnie sposób nieinwazyjnego pomiaru ciśnienia tętniczego u myszy z wykorzystaniem rejestracji objętościowej ciśnienia. W celu uzyskania dokładnych i spójnych pomiarów najważniejsze jest zminimalizowanie stresu zwierzęcia poprzez ścisłe przestrzeganie tej procedury. To wszystko.Dziękujemy za obejrzenie materiału i życzymy sukcesów w przeprowadzaniu eksperymentów.

measuring-blood-pressure-mice-using-volume-pressure-recording-tail

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Pomiar ciśnienia krwi u myszy przy użyciu rejestracji ciśnienia objętości, metoda mankietu ogonowego

Opisano metodę pomiaru ciśnienia w lewej komorze (LV) u myszy w okresie embrionalnym i neonatalnym. Ciśnienie mierzy się poprzez wprowadzenie igły połączonej z przetwornikiem wypełnionym cieczą do LV pod kontrolą ultradźwięków. Podczas realizacji protokołu eksperymentalnego należy zadbać o utrzymanie prawidłowej funkcji serca.

Pomiar ciśnienia w lewej komorze u myszy w późnym okresie embrionalnym i neonatalnym

Ten film pokazuje, jak nabyć hemodynamikę układu i wątroby u myszy. Całe monitorowanie obejmuje rejestrację parametrów życiowych, ogólnoustrojowego ciśnienia krwi, centralnego ciśnienia żylnego, szybkości przepływu w tętnicy wątrobowej wspólnej i ciśnienia w żyle wrotnej, a także szybkości przepływu wrotnego u myszy.

Monitorowanie parametrów hemodynamicznych układu układowego i wątroby u myszy

Opisujemy technikę pomiaru sztywności aorty na podstawie jej relacji ciśnienie-średnica in vivo u myszy. Średnica aorty jest rejestrowana za pomocą ultradźwięków, a ciśnienie w aortze jest mierzone inwazyjnie za pomocą półprzewodnikowego cewnika ciśnieniowego. Ciśnienie krwi zmienia się stopniowo i mierzy się uzyskaną średnicę.

Pomiar sztywności aorty wstępującej in vivo u myszy za pomocą ultradźwięków

Tutaj prezentujemy protokół prostego i wiarygodnego pomiaru krzywej ciśnienia i objętości płuc u myszy, pokazując, że jest ona wystarczająco czuła, aby wykryć fenotypowe zmiany miąższowe w dwóch powszechnych patologiach płuc, zwłóknieniu płuc i rozedmie płuc. Ta metryka zapewnia sposób na ilościowe określenie zmian strukturalnych płuc wraz z rozwijającą się patologią.

Pomiar krzywej ciśnienie-objętość w płucach myszy

Ten artykuł opisuje pomiar funkcji lewej komory myszy za pomocą analizy ciśnienia/objętości przy różnych częstościach akcji serca.

Cewnikowanie serca u myszy w celu pomiaru zależności objętości ciśnienia: badanie efektu Bowditcha

Ten rękopis opisuje szczegółowy protokół zbierania danych o ciśnieniu i objętości z myszy.

Pomiar pętli głośności ciśnienia w myszy

Celem tego protokołu jest ocena ogólnoustrojowego ciśnienia krwi u świadomych, swobodnie poruszających się myszy za pomocą wszczepialnych urządzeń radiotelemetrycznych.

Długoterminowy pomiar ciśnienia krwi u swobodnie poruszających się myszy za pomocą telemetrii

Tutaj opisujemy konfigurację do jednoczesnego rejestrowania elektrokardiografii i ciśnienia krwi w tętnicy (BP) u szczurów doświadczalnych, która może być wykonana za pomocą standardowego sprzętu w obiektach dla zwierząt i może być zastosowana do badań fizjologicznych lub farmakologicznych w celu zbadania patogennych lub terapeutycznych mechanizmów w medycynie sercowo-naczyniowej.

Jednoczesny zapis elektrokardiograficzny i inwazyjny pomiar ciśnienia krwi u szczurów

Ten protokół krok po kroku przeprowadza wielokrotne dożylne podawanie dawki bolusa i inwazyjne monitorowanie hemodynamiczne u myszy. Badacze mogą wykorzystać ten protokół do przyszłych badań przesiewowych związków terapeutycznych w kierunku nadciśnienia tętniczego płucnego.

Wielokrotne dożylne dawkowanie bolusa i inwazyjna ocena hemodynamiczna w modelu nadciśnienia tętniczego płucnej myszy wywołanego niedotlenieniem

Niniejszy przewodnik opisuje metodę modyfikacji kształtu szklanych mikropipet. W szczególności, poprzez zastosowanie ciepła i ciśnienia powietrza, poszerza się zwężenie pipety bez zwiększania otworu końcówki, co prowadzi do obniżenia oporu pipety. Jest to kluczowe dla uzyskania pomiarów o niskim poziomie szumów w małych komórkach, lecz znajduje zastosowanie w wielu innych obszarach.

Polerowanie pipet pod ciśnieniem w celu poprawy jakości rejestracji metodą patch-clamp

Poznaj nieinwazyjną metodę pomiaru ciśnienia krwi u myszy za pomocą systemu CODA z mankietem ogonowym i technologią VPR. Umożliwia on jednoczesne badanie do ośmiu zwierząt w badaniach kardiologicznych.

Pomiar ciśnienia tętniczego u myszy z wykorzystaniem rejestracji objętościowo-ciśnieniowej metodą mankietu ogonowego

Przeglądaj więcej filmów