Name: Elektrofizjologia rdzenia kręgowego (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-01-18T16:00:00.000+00:00
Duration: 4 min 59 s
Description: Poznaj technikę izolacji rdzenia kręgowego myszy poprzez wentralną laminektomię i rejestrację aktywności nerwowej. Metoda ta umożliwia badania elektrofizjologiczne w neurobiologii.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Samuel L. Pfaff jest profesorem w Laboratoriach Ekspresji Genów w Instytucie Badań Biologicznych Salka oraz badaczem w Howard Hughes Medical Institute. Praca ta była finansowana przez Fundację Christophera i Dany Reeve. Joe Belcovson, Kent Schnoeker oraz Mike Sullivan z działu Multimedia Resources w Instytucie Salka pomogli w zakresie fotografii i montażu.

1. Przygotowanie sztucznego płynu mózgowo-rdzeniowego (aCSF)1. Najpierw przygotowujemy 2L 10-krotnego roztworu zapasowego aCSF bez magnezu i wapnia. Odczynniki podano w milimolach. Numery katalogowe odnoszą się do Sigma/Aldrich.
<table border="1" cellpadding="0">
<tbody>
<tr><td colspan="4">2 litry 10X aCSF (bez Mg lub Ca)</td></tr>
<tr><td>Odczynnik</td><td>mM</td><td>g/2L</td><td>Katalog</td></tr>
<tr><td>KCl</td><td>40</td><td>5.96</td><td>P-9333</td></tr>
<tr><td>NaCl</td><td>1280</td><td>149.61</td><td>S-7653</td></tr>
<tr><td>NaHCO₃3</td><td>210</td><td>35.28</td><td>S-6297</td></tr>
<tr><td>NaH2PO4</td><td>5</td><td>1.38</td><td>S-9638</td></tr>
<tr><td>Glukoza</td><td>300</td><td>108.12</td><td>D-9434</td></tr>
<tr><td colspan="4">Dopełnić wodą destylowaną do 2 l</td></tr>
</tbody>
</table>
Przygotujemy również roztwory 1M MgSO4 i CaCl2 w 50mL wody, aby umożliwić dostosowanie molarności w zależności od eksperymentu oraz zapewnić, że wapń pozostanie w roztworze.
<table border="1" cellpadding="0">
<tbody>
<tr><td colspan="4">Roztwory zapasowe wapnia i magnezu 1M</td></tr>
<tr><td>Odczynnik</td><td>M</td><td>g/50 ml</td><td>Katalog</td></tr>
<tr><td>CaCl22</td><td>1</td><td>7.35</td><td>C-5080</td></tr>
<tr><td>MgSO₄4</td><td>1</td><td>12.33</td><td>M-5921</td></tr>
</tbody>
</table>
Roztwór aCSF musi zostać napowietrzony karbogenem (95% O2/ 5% CO2) w celu obniżenia pH przed dodaniem wapnia, w przeciwnym razie wapń ulegnie wytrąceniu.
<table border="1" cellpadding="0">
<tbody>
<tr><td colspan="2">1 litr aCSF </td></tr>
<tr><td>Odczynnik</td><td>Objętość</td></tr>
<tr><td>10X aCSF</td><td>100mL</td></tr>
<tr><td>1M CaCl2</td><td>1 mL (do sekcji) 2mL (do rejestracji)</td></tr>
<tr><td>1M MgSO4</td><td>1 mL</td></tr>
<tr><td colspan="2">Dodać ~800 mL wody destylowanej, napowietrzyć karbogenem przez 2 minuty przed dodaniem wapnia</td></tr>
<tr><td colspan="2">Dopełnić wodą destylowaną do 1L.</td></tr>
</tbody>
</table>
Pompy, rurki oraz naczynia do sekcji powinny zostać wypłukane przed i po użyciu.
Sekcja
Podczas sekcji 1mM wapniowy aCSF powinien być stale napowietrzany karbogenem. Płyn aCSF można odsysać z butelki do szalki sekcyjnej i pompować z szalki sekcyjnej z powrotem do butelki lub odprowadzać do odpadów. Do przeprowadzenia sekcji używamy szalki powleczonej elastomerem (Sylgard, Dow Corning). 
Noworodka myszy szybko uśmierca się poprzez gilotynowanie ostrymi nożyczkami, a następnie wykonuje nacięcie nożyczkami przez brzuszną stronę klatki piersiowej i brzucha. Następnie przeprowadza się ewakuację narządów wewnętrznych. Oczyszczoną mysz płucze się w aCSF. Zwierzę zostaje następnie przypięte do szalki sekcyjnej za pomocą szpilek entomologicznych wbijanych przez przednie kończyny oraz u nasady ogona.
Kolumnę kręgową usuwa się poprzez wykonanie brzusznej laminektomii. Kolumnę kręgową unieruchamia się małym pęsetem, a jedno ostrze małych nożyczek wprowadza się bezpośrednio grzbietowo w stosunku do kostnej kolumny kręgowej. Łuk kręgowy przecina się najpierw z jednej, a następnie z drugiej strony, delikatnie unosząc kostną kolumnę kręgową. Procedurę tę powtarza się na całej długości kolumny kręgowej.
Rdzeń kręgowy usuwa się, wykonując nacięcia po obu jego stronach w celu przecięcia korzeni nerwów rdzeniowych oraz opon otaczających rdzeń. Wykonujemy cięcia po lewej i prawej stronie, a następnie przecinamy opony przyczepione do grzbietowej strony rdzenia kręgowego, aby go uwolnić. Wyizolowany rdzeń zostaje następnie przypięty do naczynia w pobliżu wlotu aCSF, aby zapewnić odpowiednie natlenienie w przypadku sekcji kolejnych zwierząt.
Wyizolowany rdzeń kręgowy przenosi się następnie do naczynia rejestracyjnego za pomocą małej łyżeczki lub szpatułki. Przygotowany materiał perfunduje się utlenionym aCSF z 2mM wapnia. Rdzeń kręgowy jest przypięty do naczynia powleczonego elastomerem, a za pomocą mikromanipulatorów przesuwa się zewnątrzkomórkowe elektrody ssące całego korzenia w pobliże korzeni. Gdy końcówka elektrody znajduje się blisko wolnego końca korzenia, stosuje się delikatne ssanie, aby wciągnąć korzeń do elektrody ssącej. Proces ten można powtórzyć w celu jednoczesnej rejestracji z kilku korzeni.
<img src="/files/ftp_upload/1660/1660fig1.jpg" alt="Schemat koncepcji symetrii, przedstawiający symetrię radialną i dwuboczną u organizmów biologicznych." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 1"> Rycina 1. Dekapitacja i ewisceracja. A. Szybko przeprowadź dekapitację myszy za pomocą ostrych nożyczek. W zależności od poziomu cięcia można uzyskać większy lub mniejszy udział pnia mózgu. B. Wprowadź jedno ostrze nożyczek do otworu w jamie klatki piersiowej powstałego w wyniku dekapitacji. Otwórz brzuchną stronę klatki piersiowej i jamy brzusznej aż do nasady ogona. Usuń wnętrzności i wypłucz je w aCSF. 
<img src="/files/ftp_upload/1660/1660fig2.jpg" alt="Schematy anatomiczne kolumny kręgosłupa i rdzenia kręgowego; oznaczone korzenie brzuszne, zwoje rdzeniowe grzbietowe i blaszki." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 2"> Rycina 2. Usunięcie kolumny kręgosłupa. A. Wprowadź lewe ostrze nożyczek w przestrzeń między kolumną kręgosłupa a rdzeniem kręgowym po prawej stronie rdzenia i przetnij kości znajdujące się brzusznie względem rdzenia. Następnie wprowadź prawe ostrze nożyczek w przestrzeń między kolumną kręgosłupa a rdzeniem kręgowym po lewej stronie rdzenia i przetnij. B. Powtarzaj ten proces, przykładając delikatną trakcję do kolumny kręgosłupa. Należy uważać, aby nie przebić rdzenia kręgowego, trzymając nożyczki pod niskim kątem. 
<img src="/files/ftp_upload/1660/1660fig3.jpg" alt="Schemat zwojów korzeni grzbietowych rdzenia kręgowego, ilustrujący korzenie brzuszne i położenie żeber." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 3"> Rysunek 3. Usunięcie rdzenia kręgowego. A. Wprowadź lewe ostrze nożyczek w przestrzeń między rdzeniem kręgowym a kośćmi po prawej stronie rdzenia i przetnij korzenie spinalne oraz oponę twardą znajdujące się bocznie od rdzenia. Następnie wprowadź prawe ostrze nożyczek w przestrzeń między rdzeniem kręgowym a kośćmi po lewej stronie rdzenia i przetnij korzenie spinalne oraz oponę twardą znajdujące się bocznie od rdzenia. B. Na koniec delikatnie unieś rostralną część rdzenia i przetnij opony łączące grzbietową część rdzenia z blaszkami łuków kręgów. Ponownie należy zachować ostrożność, aby nie przebić rdzenia kręgowego, trzymając nożyczki pod niskim kątem. Nie należy przecinać korzeni zbyt blisko rdzenia kręgowego.

<ol><li>Myers, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cholinergic+input+is+required+during+embryonic+development+to+mediate+proper+assembly+of+spinal+locomotor+circuits%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Cholinergic input is required during embryonic development to mediate proper assembly of spinal locomotor circuits.</a> Neuron. 46, 37-49 (2005).</li>
<li>Goulding, M., Pfaff, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+circuits+that+generate+simple+rhythmic+behaviors+in+vertebrates%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Development of circuits that generate simple rhythmic behaviors in vertebrates.</a> Curr Opin Neurobiol. 15 (1), 14-20 (2005).</li>
<li>Gallarda, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Segregation+of+axial+motor+and+sensory+pathways+via+heterotypic+trans-axonal+signaling%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Segregation of axial motor and sensory pathways via heterotypic trans-axonal signaling.</a> Science. 320, (2008).</li>
<li>Gosgnach, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((V1+spinal+neurons+regulate+the+speed+of+vertebrate+locomotor+outputs%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">V1 spinal neurons regulate the speed of vertebrate locomotor outputs.</a> Nature. 440 (7081), 215-219 (2006).</li>
<li>Lanuza, G. M., Gosgnach, S., Pierani, A., Jessell, T. M., Goulding, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+identification+of+spinal+interneurons+that+coordinate+left-right+locomotor+activity+necessary+for+walking+movements%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Genetic identification of spinal interneurons that coordinate left-right locomotor activity necessary for walking movements.</a> Neuron. 42 (3), 375-386 (2004).</li>
<li>Jiang, Z., Carlin, K. P., Brownstone, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+in+vitro+functionally+mature+mouse+spinal+cord+preparation+for+the+study+of+spinal+motor+networks%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">An in vitro functionally mature mouse spinal cord preparation for the study of spinal motor networks.</a> Brain Res. 816 (2), 493-499 (1999).</li>
<li>Ziskind-Conhaim, L., Gao, B. X., Hinckley, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ethanol+dual+modulatory+actions+on+spontaneous+postsynaptic+currents+in+spinal+motoneurons%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Ethanol dual modulatory actions on spontaneous postsynaptic currents in spinal motoneurons.</a> J Neurophysiol. 89 (2), 806-813 (2003).</li>
<li>Tabak, J., Rinzel, J., O'Donovan, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+activity-dependent+network+depression+in+the+expression+and+self-regulation+of+spontaneous+activity+in+the+developing+spinal+cord%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">The role of activity-dependent network depression in the expression and self-regulation of spontaneous activity in the developing spinal cord.</a> J Neurosci. 21 (22), 8966-8978 (2001).</li>
<li>Chub, N., Mentis, G. Z., O'Donovan, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chloride-sensitive+MEQ+fluorescence+in+chick+embryo+motoneurons+following+manipulations+of+chloride+and+during+spontaneous+network+activity%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Chloride-sensitive MEQ fluorescence in chick embryo motoneurons following manipulations of chloride and during spontaneous network activity.</a> J Neurophysiol. 95 (1), 323-330 (2006).</li>
</ol>

OPIEKA NAD ZWIERZĘTAMI 
 
Doświadczenia na zwierzętach przeprowadzono zgodnie z wytycznymi i regulacjami ustanowionymi przez AIACUC The Salk Institute for Biological Studies.

Izolowany rdzeń kręgowy noworodka stanowi przystępną metodę badania rozwoju układu nerwowego1,2. W lędźwiowym odcinku rdzenia kręgowego noworodków gryzoni obwody generujące centralne wzorce mogą wytwarzać lokomocję fikcyjną w obecności neuroprzekaźników. Lokomocja fikcyjna ta składa się z rytmicznych wzrostów aktywności, tzw. wyładowań (bursts), które występują z częstotliwością od 0.2 do 0.5 Hz. Wyładowania te są zorganizowane w taki sposób, aby wytworzyć naprzemienną aktywność lewo-prawo wzdłuż rdzenia oraz naprzemienn...

<table><tbody><tr><td>KCl</td><td></td><td>P-9333</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td></td><td>S-7653</td><td></td></tr><tr><td>NaHCO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;</td><td></td><td>S-6297</td><td></td></tr><tr><td>NaH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td></td><td>S-9638</td><td></td></tr><tr><td>Glukoza</td><td></td><td>D-9434</td><td></td></tr><tr><td>CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;</td><td></td><td>C-5080</td><td></td></tr><tr><td>MgSO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td></td><td>M-5921</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki duże</td><td>Fine Science Tools</td><td>14070-12</td><td></td></tr><tr><td>Pinceta</td><td>Fine Science Tools</td><td>11050-10</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki precyzyjne</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-10</td><td></td></tr><tr><td>Szpile entomologiczne</td><td>Fine Science Tools</td><td>26002-10</td><td></td></tr><tr><td>Sylgard 184 (Dow-Corning)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kolba miarowa 1L</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kolba miarowa 100mL</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

elektrofizjologia rdzenia kręgowego

Spinal Cord Electrophysiology

Rdzeń kręgowy noworodka mysiego stanowi model do badania rozwoju obwodów neuronalnych oraz ruchu lokomocyjnego. Przedstawiamy metodę wypreparowania rdzenia kręgowego oraz przygotowania sztucznego płynu mózgowo-rdzeniowego do kąpieli rejestracyjnej, stosowanego w badaniach nad lokomocją. Po wypreparowaniu brzuszne korzenie nerwowe rdzenia kręgowego mogą zostać podłączone do elektrody rejestrującej w celu zapisu sygnałów elektrofizjologicznych centralnego generatora wzorców znajdującego się w odcinku lędźwiowym rdzenia.

Demonstracja izolacji rdzenia kręgowego noworodka myszy do badań elektrofizjologicznych.

Elektrofizjologia rdzenia kręgowego

Rdzeń kręgowy noworodka myszy jest modelem służącym do badania rozwoju obwodów neuronalnych i funkcji lokomocyjnych. Przedstawiamy rdzeń kręgowy...

Dzień dobry, nazywam się Alan Meyer i jestem asystentem badawczym w laboratorium faf w Instytucie Salka. Dzisiaj pokażę Państwu, jak przeprowadzić brzuszną laminektomię w celu wyizolowania rdzenia kręgowego myszy, a także zaprezentuję sposób przymocowania rdzenia kręgowego do elektrody. Aby zarejestrować jego aktywność neuronalną, należy przygotować dwa roztwory do rdzenia kręgowego: jeden do sekcji, a drugi do kąpieli rejestracyjnej.Jedyną różnicą między tymi dwoma roztworami będzie stężenie chlorku wapnia. W pierwszej kolejności należy przygotować roztwór 10 X-A-C-S-F. Będą do tego potrzebne odczynniki wymienione poniżej.Zacznij od dodania 100 mililitrów 10 X-A-C-S-F do kolby miarowej o pojemności jednego litra. Następnie napełnij kolbę wodą, pozostawiając wolną przestrzeń, aby roztwór nie przelał się. W przypadku nasycania gazem, zastosuj roztwory o stężeniu gazu 5%CO2 i 95%O2.Aby obniżyć pH i natlenić roztwór, należy dodać 1 mL 1 M siarczanu magnezu. Następnie do roztworu do sekcji dodaje się 1 mL 1 M roztworu chlorku wapnia, a do roztworu do rejestracji dodaje się 2 mL 1 M chlorku wapnia. W eksperymentach tych można wykorzystać myszy w wieku od E 16.5 do P 4.Rozpocznij sekcję myszy, najpierw szybko odcinając jej głowę ostrymi nożyczkami. Następnie wykonaj nacięcie wzdłuż linii pośrodkowej strony brzusznej aż do ogona. Potem, używając pęsety, usuń wnętrzności myszy i wypłucz je roztworem A CSF.Do przeprowadzenia sekcji należy użyć roztworu chlorku wapnia 1 mM A CSF. Umieść mysz w naczyniu sekcyjnym i unieruchom ją, wbijając szpilki w cztery łapy oraz u nasady ogona. Celem tego etapu będzie wyizolowanie rdzenia kręgowego poprzez cięcie wzdłuż czerwonej przerywanej linii, co pozwoli na oddzielenie kolumny kręgowej od blaszek łukowatych otaczających rdzeń kręgowy.Pozwoli to na odsłonięcie rdzenia kręgowego. Następnie, prowadząc cięcie wzdłuż linii, usuń oponu i korzenie spinalne, uwalniając rdzeń kręgowy. Zlokalizuj kolumnę rdzeniową, a następnie jedną ręką z pęsetą mocno chwyć kolumnę rdzeniową, a drugą posługuj się małymi nożyczkami.Aby usunąć rdzeń kręgowy, należy prowadzić nożyczki pod niskim kątem. Aby uniknąć przebicia rdzenia końcówkami nożyczek, przystąpimy teraz do jego wypreparowania. Przecinamy opony i korzenie spinalne, prowadząc cięcie wzdłuż czerwonej linii.Aby usunąć rdzeń kręgowy, można wykonać cięcia wzdłuż obu stron rdzenia, a następnie wzdłuż brzusznej linii środkowej. Należy prowadzić nożyczki pod niskim kątem, aby nie przebić rdzenia kręgowego. Ważne jest, aby nie odcinać korzeni zbyt blisko rdzenia kręgowego.Następnie przenieś rdzeń kręgowy do komory rejestracyjnej i podłącz elektrody do korzeni rdzeniowych. Umieść elektrodę w pobliżu korzenia. Następnie, używając ssania, delikatnie wciągnij nerw do wnętrza elektrody.Dziękujemy za oglądanie i mamy nadzieję, że ten film okaże się pomocny w Państwa przyszłych eksperymentach.

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Prezentacja sposobu wykonania i zastosowania zewnątrzkomórkowej elektrody ssącej używanej do pomiarów elektrofizjologicznych w rdzonach kręgowych noworodków gryzoni in...

Elektrofizjologia rdzenia kręgowego II: Wytwarzanie przyssawkowych elektrod zewnątrzkomórkowych

Film demonstruje funkcjonalną regenerację połączeń propriordzeniowych za pomocą testu opartego na matrycy wieloelektrodowej (MEA). Wycinki rdzenia kręgowego umieszcza się na MEA i pozostawia się do połączenia. Połączone plastry są mechanicznie oddzielane poprzez tworzenie zmiany, indukując neurony propriordzeniowe do wzrostu nad zmianą i łączenia plasterków. Aktywność elektryczna warstw jest oceniana w celu identyfikacji regeneracji połączeń funkcjonalnych.

Badanie regeneracji funkcjonalnych połączeń między wycinkami rdzenia kręgowego przy użyciu układu wieloelektrodowego

Ten film prezentuje nagrania elektrofizjologiczne z organotypowych kokultur wycinków rdzenia kręgowego, uchwycone za pomocą matrycy wieloelektrodowej lub urządzenia MEA. Nagrania te oceniają regenerację neuronów między warstwami. Zaobserwowana zsynchronizowana aktywność elektryczna potwierdza udaną regenerację neuronów.

Zapisy elektrofizjologiczne do oceny regeneracji neuronów w współhodowanych wycinkach rdzenia kręgowego

Inhibicyjne presynaptyczne GABAergiczne jest potężnym mechanizmem hamującym w rdzeniu kręgowym, ważnym dla integracji sygnałów motorycznych i czuciowych w sieciach rdzenia kręgowego. Podstawową pierwotną depolaryzację aferentną można zmierzyć poprzez rejestrację potencjałów korzenia grzbietowego (DRP). Tutaj demonstrujemy metodę rejestracji in vivo DRP u myszy.

Pomiar rdzeniowego hamowania presynaptycznego u myszy za pomocą zapisu potencjału korzenia grzbietowego in vivo

Centralny napęd oddechowy znajduje się w pniu mózgu. Spontaniczny sygnał motoryczny układu oddechowego z izolowanego rdzenia kręgowego pnia mózgu jest rejestrowany poprzez umieszczenie elektrody na czwartym korzeniu brzusznym. To eksperymentalne podejście jest cenne dla badań farmakologicznych lub oceny wyzwań oddechowych i manipulacji genetycznych dotyczących rytmicznych zachowań motorycznych.

Elektrofizjologia izolowanych preparatów rdzenia kręgowego od nowonarodzonych gryzoni umożliwia rejestrację danych wyjściowych sieci neuronowej układu oddechowego

Tutaj prezentujemy protokół, który opiera się na wycinkach rdzenia kręgowego hodowanych na układach wieloelektrodowych w celu zbadania funkcjonalnej regeneracji połączeń propriordzeniowych in vitro.

Badanie regeneracji funkcjonalnej w organotypowych kokulturach rdzenia kręgowego hodowanych na matrycach wieloelektrodowych

Pokazujemy, jak przygotować ukośne wycinki rdzenia kręgowego u młodych myszy. Preparat ten pozwala na stymulację korzeni brzusznych.

Przygotowanie skośnych wycinków rdzenia kręgowego do stymulacji korzeni brzusznych

Ten manuskrypt opisuje metody zapisów elektrofizjologicznych z neuronów rdzeniowych zarodków i larw danio pręgowanego. Preparat utrzymuje neurony in situ i często wiąże się z minimalnym rozwarstwieniem. Metody te pozwalają na badanie elektrofizjologiczne różnych neuronów rdzeniowych, od początkowego nabycia pobudliwości elektrycznej do wczesnych stadiów larwalnych.

Przygotowanie rdzenia kręgowego danio pręgowanego in situ do zapisów elektrofizjologicznych z rdzeniowych neuronów czuciowych i ruchowych

Przedstawiono połączone użycie technologii matryc mikroelektrod i stymulacji chemicznej indukowanej 4-aminopirydyną do badania aktywności nocyceptywnej na poziomie sieci w rogu grzbietowym rdzenia kręgowego.

Rejestrowanie aktywności sieci w obwodach nocyceptywnych rdzenia kręgowego za pomocą układów mikroelektrod

Ten protokół opisuje metodę wykorzystującą patch-clamp do badania elektrycznych reakcji neuronów ruchowych na stymulację rdzenia kręgowego (SCS) z wysoką rozdzielczością czasoprzestrzenną, co może pomóc badaczom poprawić ich umiejętności w rozdzielaniu rdzenia kręgowego i jednoczesnym utrzymywaniu żywotności komórek.

Przygotowanie ex vivo wycinka rdzenia kręgowego do zapisu całokomórkowego patch-clamp w neuronach ruchowych podczas stymulacji rdzenia kręgowego

Opisujemy protokół wielokanałowego zapisu zewnątrzkomórkowego kręgosłupa wraz z rejestracją funkcji serca i analizą neuronów rdzenia grzbietowego zamkniętego w sercu. Metoda ta oferuje zsynchronizowane czasowo ramy do badania mechanizmów rdzeniowych leżących u podstaw trzewnych zmian funkcjonalnych klatki piersiowej wywołanych przez akupunkturę.

Badanie profili kodowania stymulacji somatycznej na odpowiedzi neuronalne zablokowane w sercu w rogu grzbietowym rdzenia grzbietowego szczura

Poznaj technikę izolacji rdzenia kręgowego myszy poprzez wentralną laminektomię i rejestrację aktywności nerwowej. Metoda ta umożliwia badania elektrofizjologiczne w neurobiologii.

Elektrofizjologia rdzenia kręgowego

Przeglądaj więcej filmów