Name: Sekcja narządów dorosłego danio pręgowanego (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-03-04T16:45:00.000+00:00
Duration: 10 min 18 s
Description: Poznaj techniki sekcji narządów dorosłego danio pręgowanego, w tym gonad, serca, wątroby i mózgu. Ta metoda umożliwia szczegółowe badanie anatomii kręgowców w biologii rozwoju.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Praca ta była wspierana przez grant NIH R01 HD050901 przyznany MCM oraz stypendium podoktorskie American Cancer Society Postdoctoral Fellowship #PF-05-041-01-DDC przyznane TG.

<ol>
<li>W pierwszej kolejności należy przeprowadzić sekcję samca danio pręgowanego, a następnie samicy. Przed rozpoczęciem sekcji rybę należy znieczulić w 0,2% roztworze Tricaine, a następnie poddać eutanazji poprzez inkubację w lodowatej wodzie przez 15 minut.
</li>
<li>Należy rozpocząć od delikatnego osuszenia ryby ręcznikiem papierowym i umieszczenia jej na macie do sekcji. Zewnętrznie ryby z rodzaju danio pręgowany posiadają pojedynczą płetwę grzbietową, ogonową i odbytową oraz parzyste płetwy piersiowe i brzuszne (Rycina 1). 
 <img src="/files/ftp_upload/1717/1717fig1.jpg" alt="Schemat anatomii danio pręgowanego przedstawiający położenie płetw: grzbietowej, ogonowej, piersiowych, brzusznych, odbytowej." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 1"> Rycina 1. Dorosły samiec ryby z opisanymi płetwami. </li>
<li>Rybę należy przypiąć do maty do sekcji za pomocą szpilek przez mięsistą część ogona oraz brzuszny fragment oczodołu.</li>
<li>Należy naciąć skórę na brzuchu ryby tuż przed płetwą odbytową. Następnie należy rozciąć skórę i leżący pod nią mięsień wzdłuż brzucha, od płetwy odbytowej do operkulum (twardej pokrywy skrzeli) (Rycina 2, krok 1). <img src="/files/ftp_upload/1717/1717fig2.jpg" alt="Schemat anatomiczny danio pręgowanego; opisany przebieg układu krwionośnego; materiały dydaktyczne z biologii." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 2"> Rycina 2. Etapy usuwania skóry i mięśni ściany ciała w celu odsłonięcia organów wewnętrznych. </li>
<li>Następnie należy usunąć operkulum i płetwę piersiową, w tym obręcz piersiową (gruby, kostny obszar u nasady płetwy) (Rycina 2, krok 2). Należy rozciąć skórę i leżący pod nią mięsień, zaczynając znad odsłoniętego skrzela, kierując się ku tyłowi wzdłuż boku ryby, aż do płetwy odbytowej (Rycina 2, krok 3).</li>
<li>Należy ostrożnie usunąć skórę i leżący pod nią mięsień z boku ryby. Wiele organów wewnętrznych jest teraz widocznych (Rycina 3). 
<img src="/files/ftp_upload/1717/1717fig3.jpg" alt="Schemat anatomii danio pręgowanego, przedstawiający serce, wątrobę, jelito, jądro i pęcherz pławny do badań." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 3"> Rycina 3. Dorosły samiec ryby po usunięciu ściany ciała i mięśni, co umożliwia wizualizację organów wewnętrznych. </li>
<li>Jądra to długie, białe, parzyste organy przytwierdzone do grzbietowej ściany ciała. Należy usunąć jedno jądro i umieścić je w naczyniu z PBS. Jądro należy zbadać w świetle odbitym, aby zwizualizować kanaliki nasienne (Rycina 4), które zawierają cysty z różnymi stadiami rozwoju komórek płciowych, od spermatogoniów po spermatydy (Leal et al., 2009). <img src="/files/ftp_upload/1717/1717fig4.jpg" alt="Obraz mikroskopowy ziaren skrobi roślinnej; technika mikroskopowa; badanie struktury komórkowej." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 4"> Rycina 4. Sekcja jądra. Białe, okrągławe struktury to kanaliki nasienne. </li>
<li>Następnie należy usunąć układ pokarmowy z jamy ciała ryby. Wątrobę można zidentyfikować po dużym rozmiarze, płatowej morfologii, brązowawym kolorze i rozległym unaczynieniu. W obrębie trzewi znajdują się pęcherzyk żółciowy (zielony, przeświecający worek wypełniony płynem) oraz śledziona, która ma intensywnie czerwony kolor.</li>
<li>Należy oddzielić jelito od pozostałych organów i je rozprostować. Przedni, środkowy i tylny region jelita definiuje wysokość fałdów nabłonkowych (Wallace et al., 2005).</li>
<li>Fragment jelita należy umieścić w PBS i obserwować fałdy nabłonkowe w świetle przechodzącym.</li>
<li>Następnie należy zbadać pęcherz pławny. Pęcherz pławny składa się z komory tylnej, połączonej z przełykiem za pomocą przewodu pneumatycznego, oraz komory przedniej, połączonej z uchem wewnętrznym za pomocą aparatu Webera (Finney et al., 2006).</li>
<li>Pęcherz pławny należy usunąć i odrzucić. Rybę należy odpiąć i przypiąć ponownie stroną brzuszną do góry, aby przeprowadzić sekcję nerki, która znajduje się wzdłuż grzbietowej ściany ciała. Nerka jest przeświecającą, różową strukturą powiązaną z aortą grzbietową i komórkami pigmentowymi. Nerka dzieli się na region głowy, ciała i ogona (Rycina 5). Należy wyciąć fragment nerki i umieścić go w PBS. Następnie należy rozdzielić tkankę nerkową, aby odsłonić kanaliki nerkowe. <img src="/files/ftp_upload/1717/1717fig5.jpg" alt="Schemat anatomii płaskunka przedstawiający opisaną głowę, ciało i ogon; zastosowanie dydaktyczne w biologii." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 5"> Rycina 5. Położenie części głowowej, ciałowej i ogonowej nerki wzdłuż grzbietowej ściany ciała. </li>
<li>Należy przeprowadzić sekcję samicy. Zgodnie z wcześniejszym opisem, rybę należy poddać eutanazji w lodowatej wodzie i osuszyć przed przypięciem do maty do sekcji. Skórę z boku ryby należy usunąć w sposób zademonstrowany wcześniej. Jajnik jest strukturą dwupłatową zawieszoną w jamie ciała przez unaczynione mezowarium.</li>
<li>Należy usunąć jeden płat jajnika, umieścić go w PBS i zbadać w świetle przechodzącym. Oocyty można rozdzielić za pomocą cienkich igieł, a następnie określić ich stadium (Rycina 6, Selman et al., 1993). Oocyty w stadium I mają wielkość około 10 - 150 µm i są przeświecające. Oocyty w stadium II mają wielkość około 150 - 350 µm i charakteryzują się pojawieniem ziarnistości korowej. Oocyty w stadium III mają wielkość 350 - 750 µm i są nieprzeźroczyste z powodu gromadzenia się żółtka. Dojrzałe oocyty w stadiach IV i V są przeświecające i zazwyczaj nie występują w jajnikach samic, które niedawno odbyły tarło. 
<img src="/files/ftp_upload/1717/1717fig6.jpg" alt="Analiza morfologii kolonii, obraz mikroskopowy, pokazuje odrębne fazy wzrostu bakterii opisane jako I, II, III." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 6"> Rycina 6. Żywe oocyty w stadiach I, II i III obserwowane pod mikroskopem sekcyjnym w świetle przechodzącym. </li>
<li>Następnie należy wypreparować serce ryby. Serce znajduje się za skrzela i po stronie brzusznej. Należy zacząć od wycięcia serca wraz z całą otaczającą go tkanką i umieszczenia go w PBS. Należy ostrożnie usunąć tkankę otaczającą serce, dbając o to, aby nie uszkodzić delikatnego przedsionka.</li>
<li>Wypreparowane serce należy umieścić w roztworze Ringera, aby zaobserwować jego bicie. Należy zidentyfikować przedsionek, komorę oraz bulbus arteriosus (Rycina 7, Hu et al., 2001). <img src="/files/ftp_upload/1717/1717fig7.jpg" alt="Schemat anatomii serca ryby z opisanym przedsionkiem, komorą i bulbus arteriosus." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 7"> Rycina 7. Wypreparowane serce dorosłego osobnika. </li>
<li>Sekcję należy zakończyć usunięciem mózgu ryby. Należy zacząć od odpięcia ryby i odcięcia głowy za pomocą żyletki. Za pomocą pęsety należy usunąć jak najwięcej tkanek miękkich z brzusznej strony czaszki. Oczy należy usunąć za pomocą małych nożyczek sprężynowych. Należy rozłupać czaszkę i usunąć kość z brzusznej strony mózgu. Następnie należy umieścić głowę w naczyniu z PBS i usunąć skórę oraz kości czaszki z grzbietowej strony mózgu.</li>
<li>Należy zidentyfikować cebulki węchowe, telencefalon, habenulę, wzgórze optyczne, móżdżek i rdzeń przedłużony (Rycina 8, Wullimann et al., 1996; Schilling, 2002). <img src="/files/ftp_upload/1717/1717fig8.jpg" alt="Schemat anatomii mózgu danio pręgowanego; opisane regiony obejmują cebulkę węchową, móżdżek, rdzeń przedłużony." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 8"> Rycina 8. Wypreparowany mózg dorosłego danio pręgowanego. Widok grzbietowy, góra to strona przednia. </li>
</ol>

<ol><li>Finney, J. L., Robertson, G. N., McGee, C. A., Smith, F. M., Croll, R. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structure+and+Autonomic+Innervation+of+the+Swim+Bladder+in+the+Zebrafish+%28Danio+rerio%29%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Structure and Autonomic Innervation of the Swim Bladder in the Zebrafish (Danio rerio).</a> J Comp Neurol. 495, 587-606 (2006).</li>
<li>Hu, N., Yost, H. J., Clark, E. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+morphology+and+blood+pressure+in+the+adult+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Anat+Rec%22%5BJournal%5D)">Cardiac morphology and blood pressure in the adult zebrafish.</a> Anat Rec. 264, 1-12 (2001).</li>
<li>Leal, M. C., Cardoso, E. R., Nóbrega, R. H., Batlouni, S. R., Bogerd, J., França, L. R., Schulz, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histological+and+stereological+evaluation+of+zebrafish+%28Danio+rerio%29+spermatogenesis+with+an+emphasis+on+spermatogonial+generations%5BTitle%5D)+AND+%22Biol+Reprod%22%5BJournal%5D)">Histological and stereological evaluation of zebrafish (Danio rerio) spermatogenesis with an emphasis on spermatogonial generations.</a> Biol Reprod. 81, 177-187 (2009).</li>
<li>Schilling, T. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+morphology+of+larval+and+adult+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Zebrafish%3A+A+Practical+Approach+%28The+Practical+Approach+Series%29%22%5BJournal%5D)">The morphology of larval and adult zebrafish.</a> Zebrafish: A Practical Approach (The Practical Approach Series). Nusslein-Volhard, C., Dahm, R. , Oxford University Press. (2002).</li>
<li>Selman, K., Wallace, R., Sarka, A., Qi, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stages+of+oocyte+development+in+the+Zebrafish%2C+Brachydanio+rerio%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Morphol%22%5BJournal%5D)">Stages of oocyte development in the Zebrafish, Brachydanio rerio.</a> J. Morphol. 218, 203-224 (1993).</li>
<li>Wallace, K. N., Akhter, S., Smith, E. M., Lorent, K., Pack, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intestinal+growth+and+differentiation+in+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Mech+Dev%22%5BJournal%5D)">Intestinal growth and differentiation in zebrafish.</a> Mech Dev. 122, 157-173 (2005).</li>
<li>Wullimann, M. F., Rupp, B., Reichert, H. Neuroanatomy of the zebrafish brain : a topological atlas. , Birkhäuser Verlag. (1996).</li>
</ol>

Doświadczenia na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi i przepisami ustalonymi przez Uniwersytecki Komitet ds. Opieki i Korzystania ze Zwierząt (Institutional Animal Care and Use Committee) Uniwersytetu Pensylwanii.

<table><tbody><tr><td colspan="4">Odczynniki:</td></tr><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;&lt;em&gt;0,2% trikainy (3-aminobenzoesan etylu)&lt;/em&gt;&lt;/strong&gt;&lt;br/&gt;200 mg proszku trikainy&lt;br/&gt;97,9 ml wody DD&lt;br/&gt;~1 ml 1 M Tris (pH 9)&lt;br/&gt;Dostosować pH do wartości 7,0</td></tr><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;&lt;em&gt;Roztwór soli fosforanowo-buforowany (PBS)&lt;/em&gt;&lt;/strong&gt;&lt;br/&gt;4,0 g NaCl&lt;br/&gt;0,1 g KCl&lt;br/&gt;100 ml 0,1 M PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt; Bufor, pH 7,3&lt;br/&gt;150 ml dH2O&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O</td></tr><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;&lt;em&gt;roztwór Ringera&amp;rsquo;roztwór s&lt;/em&gt;&lt;/strong&gt;&lt;br/&gt;6,7 g NaCl&lt;br/&gt;0,2 g KCl&lt;br/&gt;0,2 g CaCl2&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;&lt;br/&gt;1,2 g Hepes&lt;br/&gt;1 L H2O&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O &lt;br/&gt;Dostosować pH do wartości 7,2</td></tr><tr><td>Płytka sekcyjna z matą</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>70540</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki sprężynowe Vannasa</td><td>Fine Science Tools</td><td>91500-09</td><td></td></tr></tbody></table>

disekcja organów dorosłej rybki zebrafish

Dissection of Organs from the Adult Zebrafish

W ciągu ostatnich 20 lat zebrafish stał się potężnym organizmem modelowym do badania rozwoju i chorób kręgowców. Choć analiza eksperymentalna zarodka i larwy jest szeroka, a morfologia została dobrze udokumentowana, brakuje opisów anatomii dorosłych osobników zebrafish oraz badań nad rozwojem struktur i narządów u osobników dorosłych, wraz z technikami pracy z tymi zwierzętami. Narządy larwy przechodzą znaczące zmiany w ogólnej budowie, morfologii i położeniu anatomicznym podczas przejścia ze stadium larwalnego w dorosłe. Zewnętrznie przezroczysta larwa wykształca charakterystyczny dla dorosłych osobników prążkowany wzór pigmentowy oraz parzyste płetwy brzuszne, natomiast wewnętrznie narządy ulegają gwałtownemu wzrostowi i przebudowie. Dodatkowo bipotencjalny prymordium gonad rozwija się w jądra lub jajniki. Niniejszy protokół identyfikuje wiele narządów osobników dorosłych i prezentuje metody sekcji mózgu, gonad, układu pokarmowego, serca i nerek dorosłego zebrafish. Wypreparowane narządy mogą być wykorzystywane do hybrydyzacji in situ, immunohistochemii, histologii, ekstrakcji RNA, analizy białek oraz innych technik molekularnych. Protokół ten przyczyni się do rozszerzenia badań nad zebrafish o przebudowę narządów larwalnych, morfogenezę narządów specyficznych dla osobników dorosłych oraz inne analizy układów narządowych dorosłych osobników.

Niniejszy protokół opisuje procedurę identyfikacji i wycinania narządów z dorosłego danio pręgowanego.

Disekcja organów dorosłej rybki zebrafish

W ciągu ostatnich 20 lat danio prążkowany stał się potężnym organizmem modelowym w badaniach nad rozwojem i chorobami kręgowców. Chociaż eksperymentalne ...

W ciągu ostatnich 20 lat zebrafish stał się potężnym organizmem modelowym w badaniach nad rozwojem i chorobami kręgowców. Choć morfologia zarodka i larwy została dobrze udokumentowana, brakuje opisów dorosłych osobników zebrafish, ich anatomii oraz technik pracy z dorosłymi rybami. Laboratorium Mary Mullin na Uniwersytecie Pensylwanii bada rozwój gonad i rutynowo przeprowadza sekcje jajników oraz jąder u dorosłych ryb.Niniejszy protokół demonstruje technikę preparowania gonad, a także identyfikację i preparowanie innych głównych układów narządowych. W pierwszej kolejności ryba zostaje poddana anestezji i eutanazji, a następnie przypięta do maty sekcyjnej. Skórę oraz leżące pod nią mięśnie usuwa się z ryby, aby odsłonić serce, wątrobę, jelita, gonady oraz pęcherz pławny.Narządy wewnętrzne zostają usunięte z jamy ciała. W celu przeprowadzenia dalszych badań lub eksperymentów, Tripti Gupta z laboratorium Mary Mullins w dziale biologii komórkowej i rozwojowej na Uniwersytecie Pensylwanii zidentyfikuje wiele narządów dorosłego osobnika i zademonstruje sposób ich wycięcia z dorosłego danio przebruzowany. Dla przejrzystości i ułatwienia procesu sekcji, w przypadku samca danio przebruzowany wycięte zostaną jądra, układ pokarmowy oraz nerki, a następnie u samicy wycięte zostaną jajniki, serce i mózg.Aby zmniejszyć ilość pokarmu w jelitach, nie należy karmić ryb w dniu poprzedzającym sekcję. Do przeprowadzenia sekcji zostanie użyty samiec danio przebrasiałego.Najpierw należy przygotować matę sekcyjną, nożyczki i pęsetę Venice Spring, szpilki sekcyjne, naczynie z PBS oraz rybę, która została znieczulona i poddana eutanazji. Delikatnie osusz rybę papierowym ręcznikiem i ułóż ją na boku. Na macie sekcyjnej widać, że zebrafish posiada pojedynczą płetwę grzbietową i odbytową oraz parzyste płetwy brzuszne i piersiowe.Używając szpilek sekcyjnych, przymocuj rybę do maty sekcyjnej, przebijając mięsistą część ogona oraz brzuszna część oczodołu. Za pomocą nożyczek sprężynowych nacinaj skórę na brzuchu ryby tuż przed płetwą odbytową. Przetnij skórę i leżący pod nią mięsień wzdłuż brzucha, od płetwy odbytowej aż do twardej pokrywy skrzeli, nazywanej operculom.Za pomocą nożyczek i pęsety wyciąć pokrywę skrzela oraz płetwę piersiową, w tym gruby kostny obszar u podstawy płetwy, nazywany pasem piersiowym. Usunąć je, aby odsłonić skrzela. Przeciąć skórę i leżący pod nią mięsień, zaczynając od miejsca nad odsłoniętym skrzzelem, kierując się ku tyłowi wzdłuż boku ryby, a następnie w dół aż do płetwy odbytu.Ostrożnie usuń skórę i tkankę mięśniową z boku ryby, aby odsłonić organy wewnętrzne. Jądra są długimi, białymi, parzystymi organami przytwierdzonymi do grzbietowej ściany ciała. Wyjmij jedno jądro i umieść je w naczyniu z PBS w temperaturze pokojowej. Usuń tłuszcz związany z jądrem.Zbadaj jądro w świetle odbitym pod mikroskopem stereotypowym, aby zwizualizować kanaliki nasienne, które zawierają cysty z komórkami linii zarodkowej na różnych etapach rozwoju, od spermatogoniów do spermatyd. Następnie usuń z jamy ciała ryby układ pokarmowy; w obrębie trzewi znajdują się pęcherzyk żółciowy, będący zielonym półprzezroczystym workiem wypełnionym płynem, oraz śledziona o intensywnie czerwonej barwie. Wątrobę można zidentyfikować po dużym rozmiarze, płatowej morfologii, brązawym kolorze i rozbudowanej unaczynieniu.Oddziel jelito od pozostałych organów i rozciągnij je. Przednią, środkową i tylną część jelita definiuje wysokość fałdów nabłonkowych, przy czym fałdy w części przedniej są najwyższe. Umieść fragment jelita w PBS i obserwuj fałdy nabłonkowe pod mikroskopem w świetle przechodzącym.Teraz należy zbadać pęcherz pławny. Pęcherz pławny składa się z komory tylnej, połączonej z przełykiem za pomocą przewodu pneumatycznego, oraz komory przedniej, połączonej z uchem wewnętrznym poprzez aparat Ariusa. Należy usunąć i odrzucić pęcherz pławny, wyjąć szpilki mocujące rybę i ułożyć ją stroną brzuszną do góry, aby przeprowadzić sekcję nerki.Nerka jest półprzezroczystą, różową strukturą zlokalizowaną wzdłuż grzbietowej ściany ciała, powiązaną z aortą grzbietową i komórkami pigmentowymi. Nerka jest podzielona na regiony: głowowy, korpus oraz ogonowy. Zatem mamy tutaj głowę, korpus oraz ogon nerki.To jest aorta, a to są komórki pigmentowe. Wypreparuj fragment nerki i umieść go w PBS pod mikroskopem. Rozdziel tkankę nerkową za pomocą igieł, aby odsłonić kanaliki nerkowe.Do sekcji samicy ryby będą potrzebne te same narzędzia co poprzednio, a dodatkowo cienkie igły, żyletka oraz naczynie z roztworem Ringera. W przypadku sekcji serca, osusz uśpioną rybę i przypnij ją do maty sekcyjnej. Podobnie jak wcześniej, zastosuj te same techniki, aby usunąć skórę z boku samicy ryby.Jajnik jest strukturą dwukluczkową, zawieszoną w jamie ciała przez unaczynione mezowarium. Usuń jeden płat jajnika i umieść go w PBS. Obejrzyj jajnik pod mikroskopem przy użyciu światła padającego.Komórki można rozdzielić za pomocą cienkich igieł, a następnie przypisać do odpowiednich stadiów na podstawie ich wielkości i wyglądu. Następnie należy wypreparować serce z organizmu ryby. Serce znajduje się tylnie i brzusznie względem skrzela.Zacznij od wycięcia serca wraz z całą otaczającą go tkanką i umieszczenia go w PBS pod mikroskopem. Ostrożnie oddziel tkankę otaczającą serce, uważając, aby nie uszkodzić delikatnego przedsionka. Umieść wypreparowane serce w roztworze Ringera i ustaw pod mikroskopem.Aby zaobserwować bicie serca, należy zidentyfikować przedsionek, komorę oraz bulbus arteriosis. Aby uzyskać dostęp do mózgu, odepnij rybę i odetnij głowę za pomocą żyletki. Pęsetą usuń jak najwięcej tkanek miękkich z brzusznej strony czaszki.Zidentyfikuj skrzyżowanie wzrokowe, a następnie usuń gałki oczne za pomocą małych nożyczek sprężynowych. Używając pęsety, rozłam i otwórz czaszkę, a następnie usuń kość z brzusznej strony mózgu. Przetnij nerwy czaszkowe nożyczkami sprężynowymi.W razie potrzeby przenieś głowę do naczynia z PBS. Odwróć głowę i pod mikroskopem usuń skórę oraz kości czaszki z grzbietowej strony mózgu, a następnie zidentyfikuj opuszki węchowe. Wskaż Cephalon, ULA optic tum, móżdżek i magula.Oto opisywane struktury: cebulki węchowe, turkusowy cephalon, ula, guzki optyczne, móżdżek i rdzeń przedłużony, serce, układ pokarmowy, gonady, pęcherz pławny, nerka oraz mózg. Organy te zostały wypreparowane z dorosłych rybek zebra. Można je teraz wykorzystać do hybrydyzacji in situ, immunohistochemii, histologii, ekstrakcji RNA lub innych technik molekularnych.

dissection-of-organs-from-the-adult-zebrafish

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Sekcja narządów dorosłych rybek cebra

Nerka danio pręgowanego jest siedliskiem zarówno nerkowych, jak i krwiotwórczych dorosłych komórek macierzystych i progenitorowych, co stanowi wyjątkową okazję do badania tych typów komórek oraz ich potomstwa w kręgowym organizmie modelowym. W niniejszej pracy prezentujemy szczegółową procedurę sekcji, która umożliwia badaczowi identyfikację i chirurgiczne usunięcie nerki dorosłego danio pręgowanego, co może być wykorzystane w takich zastosowaniach jak izolacja komórek, transplantacja oraz...

Sekcja nerek dorosłego danio pręgowanego

Opisano przejrzystą, zestandaryzowaną metodę sekcji i izolacji serca danio pręgowanego na wielu etapach rozwoju. Omówiono również techniki adnotacji i kwantyfikacji.

Sekcja serca w larwalnym, młodzieżowym i dorosłym zebrafish, Danio rerio

Ten film opisuje technikę izolowania jelita w celu oceny wchłaniania przez jelita związków bioaktywnych. W tej próbce wyizolujemy jelito od dorosłego danio pręgowanego, aby przeanalizować wychwyt immunostymulantów.

Sekcja jelit dorosłego danio pręgowanego: technika analizy wchłaniania związków

Ten film opisuje technikę izolowania serca od danio pręgowanego na wielu etapach rozwoju w celu zbadania rozwoju, dojrzewania i starzenia się serca.

Sekcja serca: metoda obserwacji rozwoju serca danio pręgowanego

Ten film opisuje technikę mikrodysekcji mózgu dorosłego danio pręgowanego. Metoda ta pomaga w uzyskaniu neuorosfer pochodzących z całego mózgu, które można dalej badać.

Sekcja mózgu danio pręgowanego: technika neurobiologii ryb

Procesy rozwojowe, takie jak proliferacja, wzorzec, różnicowanie i prowadzenie aksonów, mogą być łatwo modelowane w rdzeniu kręgowym drobnicy danio pręgowanego.  W tym artykule opisujemy procedurę montowania zarodków danio pręgowanego, która optymalizuje wizualizację tych zdarzeń.

Rozwarstwienie i boczne dopasowanie zarodków danio pręgowanego: analiza rozwoju rdzenia kręgowego

Wykorzystanie danio pręgowanego do badań sercowo-naczyniowych rozszerza się w kierunku badań nad dorosłymi sercami. W przypadku tych zastosowań szybka i prosta izolacja tkanek serca ma kluczowe znaczenie dla uniknięcia zmian pośmiertnych i uzyskania odpowiedniej liczby próbek. Tutaj opisujemy szybką i powtarzalną metodę preparowania serc dorosłych danio pręgowanego.

Odzyskiwanie serc dorosłych ryb danio pręgowanego do zastosowań o wysokiej przepustowości

Tutaj prezentujemy protokół izolacji tkanki gonad larw danio pręgowanego, który ułatwi badania różnicowania i utrzymania płci danio pręgowanego.

Rozwarstwienie larw tkanki gonad danio pręgowanego

Tutaj omawiamy protokół metody, który pozwoli na łatwą analizę unaczynienia siatkówki dorosłego dg(fli:EGFP) danio pręgowanego jako szybki odczyt w warunkach długotrwałych patologii naczyniowych związanych z neoangiogenezą i zmianami strukturalnymi.

Badanie cukrzycy oczami ryby: mikrodysekcja, wizualizacja i analiza naczyń naczyniowych siatkówki dorosłego tg(fli:EGFP) danio pręgowanego

Ten protokół opisuje procedurę usuwania brzusznego płata wątroby u dorosłego danio pręgowanego, aby umożliwić badanie regeneracji wątroby.

Częściowa hepatektomia u dorosłych danio pręgowanego

Obecny protokół opisuje ostrą izolację żywotnych komórek mięśni gładkich serca i naczyń krwionośnych od dorosłego, młodocianego, larwalnego i embrionalnego danio pręgowanego (Danio rerio), nadającego się do badań elektrofizjologicznych.

Izolacja komórek mięśni gładkich serca i naczyń krwionośnych od dorosłych, młodocianych, larwalnych i embrionalnych danio pręgowanego do badań elektrofizjologicznych

Poznaj techniki sekcji narządów dorosłego danio pręgowanego, w tym gonad, serca, wątroby i mózgu. Ta metoda umożliwia szczegółowe badanie anatomii kręgowców w biologii rozwoju.

Disekcja organów dorosłej rybki zebrafish

Przeglądaj więcej filmów