Name: Wieloelektrodowe zapisy nabłonka lemieszowo-nosowego (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-03-01T16:25:00.000+00:00
Duration: 8 min 27 s
Description: Naucz się metody wieloelektrodowych zapisów aktywności nabłonka lemieszowo-nosowego myszy. Technika ta pozwala badać odpowiedzi neuronów czuciowych na bodźce ciekłe z precyzją zapewnianą przez robotyczny system dozowania.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Chcielibyśmy podziękować członkom Holy Lab. Praca ta była wspierana przez National Institute for Deafness and Communication Disorders (grant R01 DC005964 dla T.E.H.) oraz NSF IGERT 0548890 (H.A.A).
Doświadczenia na zwierzętach przeprowadzono zgodnie z ustawami Stanów Zjednoczonych o dobrostanie zwierząt (Animal Welfare Acts) oraz wytycznymi Narodowych Instytutów Zdrowia (National Institutes of Health) i zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Korzystania ze Zwierząt Uniwersytetu Waszyngtońskiego (Washington University Animal Care and Use Committee).

Część 1. Aparatura do rejestracji elektrycznej
<ol>
 <li>Używamy płaskiej macierzy wieloelektrodowej (ALA Scientific Instruments) z płaskimi elektrodami z azotku tytanu o rozmiarze 10 μm, izolowanymi azotkiem krzemu. 60 elektrod rozmieszczono w dwóch polach, z których każde stanowi siatkę 5x6 z odstępem od środka do środka wynoszącym 30 μm. (Możliwe są również inne konfiguracje; elektrody o powierzchni rejestrującej o średnicy 10 μm są lepsze od większych elektrod pod kątem izolowania aktywności pojedynczych neuronów).</li>
 <li>Sygnały elektryczne są wzmacniane (wzmocnienie 1000x) za pomocą wzmacniacza MEA 1060 (ALA Scientific Instruments). Sygnały są rejestrowane z częstotliwością 10 kHz przy użyciu karty akwizycji danych (National Instruments) oraz dedykowanego oprogramowania do akwizycji danych (można również zakupić oprogramowanie komercyjne).</li>
 <li>Tkanka jest dociskana do MEA za pomocą nylonowej siatki (53 μm), która jest przymocowana do specjalnej wkładki ściśle dopasowanej do pierścienia rurki hodowlanej MEA.</li>
</ol>
Część 2. Instrumentacja do dozowania cieczy
<ol>
 <li>Tkanka wymaga ciągłej superfuzji, którą zapewniamy poprzez podawanie roztworu Ringera (115 mM NaCl, 5 mM KCl, 2 mM CaCl₂, 2 mM MgCl₂, 25 mM NaHCO₃, 10 mM HEPES oraz 10 mM D-(+)-glukozy) za pomocą pompy HPLC. Bodźce są podawane poprzez wtryskiwanie do zaworu HPLC i przełączanie między przepływem bezpośrednim a pętlą. Zarówno pompa HPLC, jak i pompa strzykawkowa robota do iniekcji są zasilane roztworem Ringera.</li>
 <li>Roztwór Ringera jest przechowywany w podgrzewanej kąpieli wodnej (ISOTEMP 105) w temperaturze 42° C przez cały czas trwania eksperymentu i jest stale napowietrzany mieszanką 95% O2 / 5% CO2. Osobna kolba z roztworem Ringera bez glukozy jest przygotowywana do zasilania pompy strzykawkowej. Roztwór Ringera jest dostarczany do tkanki za pomocą pompy 307 HPLC (Gilson) z prędkością 3 mL/min. W typowym eksperymencie trwającym 5-6 godzin wystarcza 1 L każdego z roztworów Ringera.</li>
 <li>Przez cały czas trwania eksperymentu tkanka jest poddawana ciągłej superfuzji roztworem Ringera o temperaturze 37°C. Sonda grzewcza jest umieszczona bezpośrednio nad tkanką.</li>
 <li>Bodźce są podawane za pomocą ramienia robotycznego Gilson 215 Liquid Handler. Bodźce są przechowywane w szklanych fiolkach z gumowymi korkami, a ramię robotyczne, sterowane oprogramowaniem Gilson, podaje bodźce do linii perfuzyjnej przy zachowaniu stałego przepływu i ciśnienia.</li>
 <li>Stan zaworu HPLC (pętla załączona/odłączona) jest reprezentowany przez napięcie elektryczne, które jest rejestrowane przez komputer akwizycyjny jako dodatkowy kanał w celu zapewnienia synchronizacji z aktywnością neuronalną.</li>
</ol>
Część 3. Przygotowanie MEA i urządzenia do podawania bodźców
<ol>
 <li>Przed przystąpieniem do sekcji napełnić dołek MEA roztworem BSA w dH2O na co najmniej 5 minut w temperaturze pokojowej.</li>
 <li>Przepłukać MEA napowietrzonym, ciepłym roztworem Ringera, a następnie umieścić MEA na lodzie.</li>
 <li>Przygotować system dozowania cieczy oraz pompę HPLC zgodnie z instrukcjami producenta.</li>
</ol>
Część 4. Disekcja VNO
<ol>
 <li>Przed przystąpieniem do sekcji napełnić 2 szalki Petriego o wymiarach 60x15 mm napowietrzonym roztworem Ringera i umieścić je na lodzie. Napełnić również 2 szalki Petriego o tym samym rozmiarze, powlekane Sylgardem, roztworem Ringera i umieścić je na lodzie. Schłodzić dodatkowe 50mL uprzednio podgrzanego i napowietrzonego roztworu Ringera do wykorzystania podczas sekcji. </li>
 <li>Myszy uśmierca się poprzez uduszenie CO2, a następnie zwichnięcie stawów szyjnych.</li>
 <li>Wykonać obustronne nacięcia od kącików pyska, prowadząc je równolegle do linii żuchwy, w kierunku tyłu głowy. Połączyć oba nacięcia z tyłu szyi i usunąć grzbietową część głowy, pozostawiając żuchwę przytwierdzoną do ciała myszy. </li>
 <li>Za pomocą precyzyjnych nożyczek przeciąć tkankę po obu stronach kości szczęki górnej, aby oddzielić tkankę od kości. </li>
 <li>Używając pęsety nr 3, oddzielić tkankę podniebienia, aby odsłonić jamę nosową. </li>
 <li>Używając małych nożyczek lub skalpela, przeciąć tkankę między dwoma górnymi siekaczami oraz po ich obu stronach, aby uwolnić torebkę narządu jamisto-nosowego od kości. </li>
 <li>Używając pęsety nr 3, chwycić torebkę narządu jamisto-nosowego za płaską kość i umieścić ją w szalce Petriego na lodzie. Wszystkie etapy aż do zanurzenia powinny zostać wykonane w czasie krótszym niż 3 minuty. </li>
 <li>Umieścić szalkę pod stereomikroskopem z oświetleniem odbitym. Usuwać torebkę kostną z każdego narządu jamisto-nosowego osobno, używając pęsety nr 3. Jedną ręką stabilizować torebkę kostną, chwytając ją za koniec ogonowy, a drugą ręką oddzielać kość od narządu jamisto-nosowego, dbając o to, aby go nie uszkodzić. </li>
 <li>Po usunięciu kości przenieść narząd jamisto-nosowy do szalki Petriego powlekanej Sylgardem. Pozostałą szalkę wykorzystać dla drugiego narządu jamisto-nosowego. Zmienić oświetlenie na prześwietlające. </li>
 <li>Używając mikronożyczek lub pęsety nr 5, oddzielić narząd jamisto-nosowy od naczynia krwionośnego, przecinając wzdłuż jego krawędzi. W tym momencie warstwa neuronów zostanie całkowicie oddzielona od naczynia krwionośnego.</li>
 <li>Ułożyć narząd jamisto-nosowy stroną wewnętrzną (dendrytyczną) do góry. Używając pęsety nr 3, przymocować narząd jamisto-nosowy do Sylgardu w narożniku tkanki. Oddzielić nabłonek neuronowy od błony podstawnej, używając małego fragmentu żyletki powlekanej teflonem zamocowanej w zacisku. Najlepiej trzymać ostrze pod małym kątem (&lt; 30° względem powierzchni szalki). </li>
 <li>Używając szklanej pipety, przenieść fragment nabłonka neuronowego z szalki na MEA. Ułożyć narząd jamisto-nosowy na polu elektrod stroną dendrytyczną do góry. Usunąć nadmiar roztworu Ringera za pomocą pipety. Umieścić siatkowy uchwyt do tkanek w otworze matrycy, aby ustabilizować narząd jamisto-nosowy, a następnie wypełnić schłodzonym roztworem Ringera. </li>
</ol>
Część 5. Rejestracja
<ol>
 <li>Umieść MEA w wzmacniaczu MEA 1060 i ustaw sondę grzejną bezpośrednio nad tkanką.</li>
 <li>Aby potwierdzić prawidłowe rozmieszczenie sondy grzejnej, przeprowadź stymulację roztworem Ringera zawierającym 50 mM potasu (zastępującym ekimolarny sód) przez 2 sekundy. Skoryguj położenie sondy tak, aby zminimalizować opóźnienie odpowiedzi neuronalnej na roztwór potasu.</li>
 <li>Przed rozpoczęciem rejestracji przepłukuj tkankę podgrzanym roztworem Ringera przez 45 minut do 1 godziny, aby umożliwić jej aklimatyzację.</li>
 <li>Sygnały elektryczne są zapisywane na dysku przy użyciu specjalistycznego oprogramowania do rejestracji.</li>
</ol>
Część 6. Analiza danych
<ol>
 <li>Analizę danych w trybie offline można przeprowadzić, korzystając z surowych zapisów elektrodowych. Przykładowo, mierzymy zmiany częstotliwości wyładowań zarejestrowanych komórek w odpowiedzi na konkretne ligandy. Powstałe zestawy danych są obszerne i mogą służyć do odpowiedzi na wiele różnych pytań; wymagana jest znajomość języka programowania lub analizy danych (C, Matlab, R, Python lub podobnego).</li>
</ol>
Część 7. Reprezentatywne wyniki
Przygotowany preparat jest zazwyczaj wystarczająco stabilny, aby prowadzić pomiary przez 6 godzin, co pozwala na uzyskanie znacznej ilości danych (6 godzin rejestracji z 60 elektrod).
<img src="/files/ftp_upload/1845/1845fig1tmb.jpg" alt="Ślady aktywności neuronalnej, wyniki elektrofizjologiczne, analiza fluktuacji napięcia." border="0" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 1"> Rysunek 1. Przedstawiono migawkę jednoczesnej aktywności w obrębie jednej połowy macierzy. Okno czasowe obejmuje 400 ms. Prosimy <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/1845/1845fig1.jpg">kliknąć tutaj</a>, aby zobaczyć powiększoną wersję rysunku 1.
<img src="/files/ftp_upload/1845/1845fig2tmb.jpg" alt="Dane elektrofizjologiczne, bodziec w postaci moczu samicy myszy, zapis napięcia w czasie, odpowiedź biologiczna." border="0" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 2"> Rycina 2. W typowym eksperymencie stymulujemy wybranymi związkami przez 10 sekund. Ten zapis jest przykładem odpowiedzi na 100-krotnie rozcieńczony mocz samicy myszy. Prosimy <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/1845/1845fig2.jpg">kliknąć tutaj</a>, aby zobaczyć powiększoną wersję ryciny 2.

<ol><li>Dulac, C., Torelo, A. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+detection+of+pheromone+signals+in+mammals%3A+from+genes+to+behaviour%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Molecular detection of pheromone signals in mammals: from genes to behaviour.</a> Nat Rev Neurosci. 4, 551-562 (2003).</li>
<li>Holy, T. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Responses+of+Vomeronasal+neurons+to+natural+stimuli%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Responses of Vomeronasal neurons to natural stimuli.</a> Science. 289, 1569-1572 (2000).</li>
<li>Nodari, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sulfated+steroids+as+natural+ligands+of+mouse+pheromone-sensing+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Sulfated steroids as natural ligands of mouse pheromone-sensing neurons.</a> J Neurosci. 28, 6407-6418 (2008).</li>
</ol>

Rejestracje za pomocą macierzy mikroelektrod (MEA) umożliwiają monitorowanie jednoczesnej aktywności dużej populacji neuronów. Jest to przydatne narzędzie do badania właściwości systemu sensorycznego, a konkretnie organu vomeronasalnego (VNO). W przeciwieństwie do głównego systemu węchowego, VNO wykrywa bodźce w fazie ciekłej. Ponadto VNO jest tkanką heterogenną. U myszy występuje około 300 różnych typów receptorów1, prawdopodobnie o różnych profilach odpowiedzi. Rejestracje MEA w połączeniu z ramieniem roboty...

rejestracje z macierzy wieloelektrodowej nabłonka narządu jacobsona

Multielectrode Array Recordings of the Vomeronasal Epithelium

Zrozumienie obwodów neuronalnych wymaga metod umożliwiających jednoczesną rejestrację aktywności wielu neuronów. Dlain vitrobadania, jedną z obecnie dostępnych technologii jest rejestracja za pomocą płaskich macierzy wieloelektrodowych (MEA). W niniejszym materiale dokumentujemy zastosowanie MEA do badania narządu Jacobsona (VNO) myszy, który odgrywa kluczową rolę w wykrywaniu feromonów i sygnałów społecznych za pomocą zróżnicowanej populacji neuronów sensorycznych wykazujących ekspresję setek typów receptorów. Dzięki połączeniu rejestracji MEA z robotycznym systemem dozowania cieczy do podawania bodźców chemicznych możliwe jest zapisanie odpowiedzi sensorycznych dużej i zróżnicowanej populacji neuronów. Przygotowanie to pozwala na usunięcie nienaruszonego neuroepithelium VNO z myszy i stymulację zestawem substancji chemicznych lub potencjalnych ligandów przy jednoczesnym monitorowaniu aktywności elektrycznej neuronów przez kilka godzin. W związku z tym technika ta stanowi przydatną metodę oceny aktywności ligandów, a także badania właściwości neuronów receptorowych. Przedstawiamy techniki niezbędne do przygotowania nabłonka vomeronasalnego, rejestracji MEA oraz stymulacji chemicznej.

Rejestracje za pomocą macierzy mikroelektrod (MEA) stanowią metodę badania aktywności elektrycznej dużych populacji neuronów. W niniejszym materiale przedstawiamy szczegóły przygotowania MEA do rejestracji sygnałów z nabłonka womeronasalnego myszy przy jednoczesnej stymulacji tkanki.

Rejestracje z macierzy wieloelektrodowej nabłonka narządu Jacobsona

Zrozumienie obwodów neuronalnych wymaga zastosowania metod umożliwiających jednoczesną rejestrację aktywności wielu neuronów. W badaniach in vitro jedną z obecnie dostępnych technologii jest ...

Planarne wieloelektrodowe macierze są wykorzystywane do rejestracji sygnałów z nosowego narządu UL. VNO jest usuwany z myszy w taki sposób, aby neuroepithelium pozostało nienaruszone. W pierwszej kolejności z myszy usuwa się torebkę VNO.Następnie neuroepitel zostaje odizolowany od torebki kostnej, naczyń krwionośnych i błony podstawnej. Tkanka jest umieszczana na MEA stroną z wypustkami dendrytycznymi do góry. Po zakończeniu tej konfiguracji wykorzystujemy ramię robotyczne do podawania bodźców w postaci cieczy do tkanki.Witajcie, jestem Hannah Arnon z laboratorium Tima Wholly w Katedrze Anatomii i Neurobiologii w Washington University School of Medicine. Jestem Cheyenne Fu, również z laboratorium Holy. Dzisiaj zaprezentujemy procedurę rejestracji aktywności organu węchowego V za pomocą macierzy wieloelektrodowej.W naszym laboratorium stosujemy tę procedurę do badania właściwości sensorycznych neuronów receptorowych w dodatkowym układzie węchowym. Zacznijmy zatem. Rejestracje elektryczne uzyskuje się za pomocą płaskiego wieloelektrodowego układu matrycowego (MEA) z płaskimi elektrodami z azotku tytanu o średnicy 10 µm, izolowanymi azotkiem krzemu.60 elektrod ułożonych jest w dwóch polach, z których każde stanowi siatkę o wymiarach pięć na sześć z rozstawem od środka do środka wynoszącym 30 micrometers. Sygnały elektryczne są wzmacniane za pomocą wzmacniacza MEA 10 60. Wymagane jest 1000-krotne wzmocnienie sygnałów przy częstotliwości 10 kilohertz.Przy użyciu karty akwizycji danych oraz specjalistycznego oprogramowania do akwizycji danych, tkanka jest dociskana do MEA za pomocą nylonowej siatki zamocowanej do dedykowanej wkładki, która ściśle dopasowuje się do wnętrza hodowli. Aby zdjąć MEA, skoro widzieliśmy już pomiary, sprawdźmy teraz, jak przeprowadzić sekcję VNO. Przed przystąpieniem do sekcji należy wypełnić dołek MEA albuminą surowicy bydlęcej lub BSA, a następnie przepłukać MEA ciepłym, napowietrzonym roztworem Ringera i umieścić go na lodzie.Aby przygotować się do sekcji, napełnij dwie płytki Petriego o wymiarach 60 by 15 milimetrów napowietrzonym roztworem Ringera i umieść je na lodzie. Napełnij również dwie płytki Petriego o tej samej wielkości, pokryte sill guardem, roztworem Ringera i umieść je na lodzie. Schłodź dodatkowe 50 mililitrów napowietrzonego roztworu Ringera do wykorzystania podczas sekcji.Rozpocznij od uśpionej myszy, wykonując obustronne nacięcia od kącika pyska, biegnące równolegle do linii żuchwy w stronę potylicy. Połącz oba cięcia wzdłuż karku i za pomocą precyzyjnych nożyczek usuń grzbietową część głowy, pozostawiając żuchwę przytwierdzoną do myszy. Przetnij tkankę po obu stronach kości szczęki górnej, aby oddzielić tkanki od kości.Następnie, używając pęsety nr 3, należy oddzielić tkankę podniebienia, odsłaniając jamę nosową; za pomocą małych nożyczek lub skalpela wykonuje się nacięcia pomiędzy górnymi dwoma przednimi zębami oraz po obu ich stronach, aby za pomocą pęsety nr 3 uwolnić delikatną torebkę nosową z kości. Należy chwycić delikatną torebkę nosową za kość płaską i umieścić ją w szalce Petriego na lodzie. Wszystkie poprzednie kroki, aż do zanurzenia VNO w schłodzonym roztworze Ringera, powinny zostać wykonane w czasie krótszym niż trzy minuty.Aby zapobiec obumarciu tkanki, umieść szalkę pod stereomikroskopem z oświetleniem odbitym. Używając pęsety nr 3, usuwaj torebkę kostną z każdego VNO po kolei. Jedną ręką stabilizuj torebkę kostną, chwytając ją za koniec kodłowy, a drugą ręką oddzielaj kość od VNO, uważając, aby nie uszkodzić VNO.Po usunięciu kości przenieś VNO do pokrytej agarosem szalki Petriego. Pozostałą szalkę wykorzystaj dla drugiego VNO. Zmień oświetlenie na światło przechodzące, używając mikronożyczek.Używając pęsety numer pięć, oddzielcie VNO od naczynia krwionośnego, przecinając tkankę wzdłuż krawędzi VNO. W tym momencie błona nerwowa powinna być całkowicie oddzielona od naczynia krwionośnego.Umieść VNO stroną wewnętrzną do góry, używając pęsety numer trzy. Przymocuj VO do osłony S w narożniku tkanki, używając małego fragmentu żyletki z powłoką teflonową utrzymywanej za pomocą zacisku. Oddziel nabłonek neuronowy od błony podstawnej, trzymając ostrze pod płytkim kątem, mniejszym niż 30 stopni względem powierzchni naczynia.Najlepiej sprawdza się użycie pipety szklanej. Przenieś fragment nabłonka neuronalnego z naczynia na MEA, umieszczając VNO na polu elektrod stroną dendrytyczną do góry.Usuń nadmiar roztworu Ringera za pomocą pipety, a następnie umieść siatkowy uchwyt do tkanek w studience matrycy, aby ustabilizować vno. Wypełnij studienkę schłodzonym roztworem Ringera po zakończeniu sekcji. Zobaczmy, jak przeprowadzić pomiar. Aby rozpocząć sesję rejestracji, umieść MEA w wzmacniaczu MEA 10 60 i ustaw sondę grzejną bezpośrednio nad tkanką, aby potwierdzić prawidłowe działanie grzejnika.Po umieszczeniu sondy stymuluj roztworem Ringera zawierającym 50 mM potasu przez dwie sekundy. Skoryguj pozycjonowanie tak, aby zminimalizować opóźnienie odpowiedzi neuronalnej na roztwór potasu. Tkanka wymaga ciągłej superfuzji, którą uzyskuje się poprzez podawanie roztworu Ringera za pomocą pompy HPLC.Przed rozpoczęciem rejestracji należy przeprowadzić superfuzję tkanki podgrzanym roztworem Ringera przez od 45 minut do jednej godziny, aby umożliwić tkance aklimatyzację. Bodźce są podawane za pomocą ramienia robotycznego Gilson two 15 liquid handler. Są one dostarczane poprzez wtryskiwanie do zaworu HPLC i przełączanie między przepływem bezpośrednim a pętlą. Pod kontrolą oprogramowania Gilson ramię robotyczne podaje bodźce do linii perfuzji, podczas gdy utrzymywany jest stały przepływ i ciśnienie.Stan zaworu HPLC jest reprezentowany przez napięcie elektryczne, które jest rejestrowane przez komputer akwizycyjny jako dodatkowy kanał. Aby zapewnić synchronizację z aktywnością neuronalną, sygnały elektryczne są zapisywane na dysku przy użyciu specjalistycznego oprogramowania do rejestracji. Teraz przedstawimy reprezentatywne wyniki rejestracji z macierzy mikroelektrod VNO.Procedura ta generuje duże ilości danych ze względu na znaczną liczbę elektrod, a preparat pozostaje zazwyczaj stabilny przez około sześć godzin. Oto przykład 400 milisekund danych z jednej połowy MEA. Procedura ta jest użyteczna przy pomiarze odpowiedzi neuronów sensorycznych na ligandy; tutaj przedstawiono odpowiedź na 100-krotnie rozcieńczony mocz samicy myszy zarejestrowaną z pojedynczej elektrody.Mocz był podawany przez 10 sekund, co zaznaczono czarnym paskiem. Zwróć uwagę na wzrost częstotliwości wyładowań po prezentacji bodźca. Przedstawiliśmy właśnie sposób wykonywania rejestracji z wielokanałowej macierzy elektrod w VNO myszy podczas przeprowadzania tej procedury.Ważne jest, aby pamiętać o cierpliwości. To już wszystko. Dziękujemy za obejrzenie materiału i życzymy powodzenia w przeprowadzaniu eksperymentów.

multielectrode-array-recordings-of-the-vomeronasal-epithelium

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Rejestracje z wieloelektrodowej tablicy nabłonka węchowego bocznego

Rejestracja elektroolfaktogramu (EOG) jest informacyjną, łatwą do przeprowadzenia i niezawodną metodą oceny funkcji węchowych na poziomie nabłonka węchowego. Niniejszy protokół opisuje konfigurację układu rejestracyjnego, przygotowanie tkanek mysich, gromadzenie danych oraz podstawową analizę danych.

Analiza odpowiedzi neuronów sensorycznych węchu myszy z wykorzystaniem zapisu elektroolfaktogramu w fazie gazowej

Niezawodna metoda badania lawin neuronalnych, czyli niezależnych od skali czasowo-przestrzennych wybuchów aktywności, które świadczą o dynamice stanu krytycznego w korze mózgu. Lawiny pojawiają się spontanicznie w rozwijających się warstwach powierzchownych hodowli kory, co umożliwia długoterminowe pomiary aktywności przy użyciu planarnych zintegrowanych matryc wieloelektrodowych (MEA) w ściśle kontrolowanych warunkach.

Rejestracja lawin neuronalnych w kulturach organotypowych za pomocą macierzy wieloelektrodowej

Narząd jamistnokaczkowy (VNO) wykrywa wewnątrzgatunkowe sygnały chemiczne, które przekazują informacje społeczne i rozrodcze. Przeprowadziliśmy eksperymenty obrazowania Ca2+ z wykorzystaniem myszy transgenicznych wykazujących ekspresję G-CaMP2 w tkance VNO. Podejście to pozwala nam analizować złożone wzorce odpowiedzi neuronów jamistnokaczkowych na liczne bodźce feromonowe.

Obrazowanie odpowiedzi neuronalnych w preparatach skrawków narządu jamistego wyrażających genetycznie kodowany czujnik wapnia

Ten film demonstruje elektrofizjologiczny zapis węchowych neuronów czuciowych (OSN) u myszy przy użyciu techniki perforowanego patch-clamp. Nabłonek węchowy, zawierający OSN z receptorami zapachowymi znakowanymi fluoroforem, jest izolowany od myszy i umieszczany w komorze rejestracyjnej. Pipeta rejestrująca jest zaciśnięta na dendrytycznym pokrętle OSN, a nystatyna w pipecie perforuje membranę, tworząc połączenie elektryczne z komórką. Na koniec za pomocą kolejnej pipety dostarcza się...

Perforowany zapis węchowych neuronów czuciowych u myszy

Wideo z protokołem opisuje tworzenie klamry do rejestracji elektrofizjologicznej z całych komórek z neuronów czuciowych narządu lemieszowo-nosowego (VNO) u myszy. Koronalny wycinek VNO z fluorescencyjnie znakowanymi neuronami czuciowymi umieszcza się w konfiguracji rejestracyjnej. Znakowany neuron jest łatany pipetą rejestrującą w konfiguracji całej komórki w celu zapisu elektrofizjologicznego w odpowiedzi na bodźce chemiczne.

Ustanowienie klamry krosowej dla całej komórki do zapisu elektrofizjologicznego z neuronów czuciowych lemieszowo-nosowych

U pszczół miodnych ustalono jednoczesne zewnątrzkomórkowe długoterminowe zapisy z dwóch różnych neuropile mózgowych lub dwóch różnych dróg anatomicznych. Nagrania te pozwalają na badanie czasowych aspektów przetwarzania neuronalnego w różnych obszarach mózgu zarówno na poziomie pojedynczego neuronu, jak i na poziomie zespołu u zachowującego się zwierzęcia.

Jednoczesne długoterminowe zapisy na dwóch etapach przetwarzania neuronalnego u zachowujących się pszczół miodnych

Dodatkowa opuszka węchowa myszy (AOB) była trudna do zbadania w kontekście kodowania sensorycznego. Tutaj demonstrujemy sekcję, w wyniku której powstaje preparat ex vivo, w którym neurony AOB pozostają funkcjonalnie połączone ze swoimi obwodowymi wejściami, ułatwiając badania nad przetwarzaniem informacji o mysich feromonach i kairomonach.

Ex vivo Preparaty nienaruszonego narządu lemieszowo-nosowego i dodatkowej opuszki węchowej

Tutaj opisujemy, jak wykonywać zapisy wieloelektrodowe tkanki ludzkiej kory padaczkowej. Szczegółowo zademonstrowano resekcję tkanki padaczkowej, przygotowanie plastrów i zapisy wieloelektrodowe zdarzeń międzynapadowych i ictalowych.

Wieloelektrodowe zapisy pooperacyjnej tkanki korowej ludzkiego epilepsji

Analiza fizjologicznych właściwości węchowych neuronów czuciowych nadal napotyka na techniczne ograniczenia. Tutaj rejestrujemy je przez perforowany patch-clamp w nienaruszonym preparowaniu nabłonka węchowego u myszy ukierunkowanych na geny. Technika ta pozwala na scharakteryzowanie właściwości błony i odpowiedzi na określone ligandy neuronów wyrażających określone receptory węchowe.

Perforowany zapis patch-clamp węchowych węchowych neuronów czuciowych myszy w nienaruszonym neuroepithelium: analiza funkcjonalna neuronów wyrażających zidentyfikowany receptor zapachowy

Tutaj opisujemy fizjologiczne podejście, które pozwala na identyfikację i dogłębną analizę zdefiniowanej populacji neuronów czuciowych w ostrych wycinkach tkanki koronalnej mysiego narządu lemieszowo-nosowego za pomocą nagrań z całych komórek.

Dogłębna analiza fizjologiczna zdefiniowanych populacji komórek w ostrych wycinkach tkanek mysiego narządu lemieszowo-nosowego

To badanie wprowadza metodę jednoczesnego rejestrowania lokalnych potencjałów pola w mózgu, elektrokardiogramów, elektromiogramów i sygnałów oddechowych swobodnie poruszającego się szczura. Technika ta, która obniża koszty eksperymentów i upraszcza analizę danych, przyczyni się do zrozumienia interakcji między mózgiem a narządami obwodowymi.

Jednoczesne zapisy lokalnych potencjałów pola korowego, elektrokardiogram, elektromiogram i rytm oddychania swobodnie poruszającego się szczura

Naucz się metody wieloelektrodowych zapisów aktywności nabłonka lemieszowo-nosowego myszy. Technika ta pozwala badać odpowiedzi neuronów czuciowych na bodźce ciekłe z precyzją zapewnianą przez robotyczny system dozowania.

Rejestracje z macierzy wieloelektrodowej nabłonka narządu Jacobsona

Przeglądaj więcej filmów