Name: Ogniskowy model niedokrwienia mózgu za pomocą szwu wewnątrznaczyniowego niedrożności środkowej tętnicy mózgowej u szczura (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-02-05T17:15:00.000+00:00
Duration: 13 min 50 s
Description: Poznaj metodę ogniskowego niedokrwienia mózgu u szczura poprzez endowaskularną okluzję środkowej tętnicy mózgowej. Technika ta umożliwia badanie udaru mózgu oraz mechanizmów uszkodzeń niedokrwiennych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy Beth Rauch oraz University of Wisconsin Small Animal Imaging Facility za wykonanie obrazowania rezonansem magnetycznym. Finansowanie niniejszej pracy zapewnił Department of Neurological Surgery na University of Wisconsin-Madison.

Szczurzy model MCAO
Przygotowania przedoperacyjne
Podczas wszystkich chirurgicznych procedur przeżyciowych należy stosować technikę aseptyczną. Powierzchnię roboczą należy zdezynfekować komercyjnym środkiem dezynfekującym, a sterylizować w autoklawie zestawy chirurgiczne zawierające instrumenty, draperie, gazę, tampony, nici chirurgiczne oraz ostrza skalpela. Należy stosować maskę chirurgiczną, czepka oraz sterylne rękawiczki. W przypadku wykonywania wielu operacji na szczurach podczas jednej sesji, do ponownej sterylizacji instrumentów chirurgicznych pomiędzy zabiegami stosuje się sterylizator kuleczkowy Germinator. Przed operacją należy rozgrzać homeotermiczny koc z płaszczem wodnym i umieścić go pod chłonną podkładką, aby zapobiec hipotermii szczura podczas zabiegu.
<ol>
	<li>Umieść szczura nadciśnieniowego (lub inny wybrany szczep szczura) w komorze indukcyjnej i wprowadź w stan znieczulenia przy użyciu 5% izofluranu (aparatura do znieczulania powinna być ustawiona na 1,0 L/min O2 oraz 1,0 L/min N2O). Obniż stężenie izofluranu do 1-2%, aby podtrzymać znieczulenie.</li>
	<li>Nałóż maść sztucznych łez do obu oczu.</li>
	<li>Wygol gardło i lewy obszar szyi poza planowanym miejscem nacięcia, używając trymera (Oster A5 z ostrzem nr 10).</li>
	<li>Nanieś Betadynę na gazik i zdezynfekuj skórę, zaczynając od centrum obszaru chirurgicznego i poruszając się spiralnie na zewnątrz. Przemyj sterylnym gazikiem nasączonym 70% etanolem, przesuwając go w podobny sposób. Powtórz oba kroki łącznie trzy razy.</li>
	<li>Wstrzyknij podskórnie 0,2 mL 0,5% bupiwakainy wzdłuż planowanego miejsca nacięcia.</li>
	<li>Umieść szczura w sterylnym rękawie tekstylnym lub przykryj sterylną ściereczką chirurgiczną.</li>
</ol>
Przejściowa okluzja MCA
<ol start="7">
 <li>Pod mikroskopem operacyjnym wykonuje się nacięcie w linii środkowej strony brzusznej i przeprowadza preparację powięzi powierzchownej.</li>
 <li>Pod powięzią powierzchowną znajduje się tkanka gruczołowa po lewej stronie oraz trzy mięśnie tworzące trójkąt: mięsień mostkowo-tarczycowy, który znajduje się w linii środkowej nad tchawicą; mięsień dwbrzuszkowy (łatwo rozpoznawalny dzięki błyszczącym, białym częściom ścięgnistym) oraz mięsień mostkowo-obojczykowo-mostkowy.</li>
 <li>W obrębie trójkąta przeprowadza się ostrożną preparację ostrą i tępą w celu zidentyfikowania tętnicy szyjnej (niektórzy mogą preferować wyłącznie preparację tępą, aby zminimalizować przypadkowe uszkodzenia tkanek). Odsłania się tętnice szyjne zewnętrzne, wewnętrzne i wspólne (ECA, ICA, CCA). Tętnica szyjna jest duża i widocznie pulsuje. Widoczny jest nerw błędny przebiegający wzdłuż bocznej strony zarówno tętnicy szyjnej wspólnej, jak i wewnętrznej; zostaje on ostro odseparowany od tych naczyń.</li>
 <li>Następnie ostro preparuje się dwie gałęzie ECA: pierwsza biegnie przyśrodkowo, a druga bocznie. Obie gałęzie zostają koagulowane i przecięte, co ułatwia mobilizację większych naczyń.</li>
 <li>Tętnicę ECA preparuje się dalej w kierunku rostralnym. Może napotkać się kość hyoidalną, co ograniczy zakres preparacji rostralnej. Tętnicę szyjną zewnętrzną podwiązuje się tak dystalnie, jak to możliwe, za pomocą szwu jedwabnego 6-0.</li>
 <li>Kolejny szew jedwabny 6-0 umieszcza się luźno wokół ECA w pobliżu rozwidlenia z ICA. Należy upewnić się, że naczynie nie jest zamknięte, ponieważ w późniejszym kroku przez to miejsce zostanie przerowadzony szew intraluminalny służący do okluzji.</li>
 <li>Mikrochirurgiczne klipsy zostają umieszczone na tętnicach szyjnych wspólnych i wewnętrznych w pobliżu rozwidlenia.</li>
 <li>W tętnicy szyjnej zewnętrznej, pomiędzy dwoma podwiązaniami z jedwabiu, wykonuje się wstępną częściową arteriotomię.</li>
 <li>Do światła ECA, w kierunku CCA, gdzie znajduje się klips mikrochirurgiczny, wprowadza się odcinek nici nylonowej monofilamentowej 4-0 o długości 2,2-3,0 cm, z zagięciem 2,0 cm od zaokrąglonego końca pokrytego silikonem. Szwy te są dostępne w sprzedaży (Doccol Corp., Redlands, CA, USA). Odcina się pozostałą część ECA (w miejscu częściowej arteriotomii), aby uwolnić kikut i ustawić go poniżej rozwidlenia ECA i ICA; ułatwi to przesunięcie szwu intraluminalnego do ICA.</li>
 <li>Zaciska się szew jedwabny wokół kikuta ECA, aby zabezpieczyć intraluminalny szew nylonowy i zapobiec krwawieniu, a następnie usuwa się klips naczyniowy z ICA. Przed zdjęciem należy powoli otworzyć klips, aby sprawdzić, czy nie występuje krwawienie.</li>
 <li>Kontynuuje się wprowadzanie szwu nylonowego ze światła ECA do ICA, a następnie do tętnicy środkowej mózgu (MCA). Odcinek ten ma zazwyczaj 18-20 mm, co jest powodem wykonania zagięcia w szwie przed wprowadzeniem. Po wprowadzeniu zmiennej długości szwu nylonowego może pojawić się opór. Jeśli nastąpi to, gdy znaczna część nici wciąż znajduje się poza naczyniem, wskazuje to na prawdopodobne wejście szwu do tętnicy skrzydłopodniebiennej (patrz uwaga poniżej). Należy cofnąć szew i lekko go wygiąć, aby kontynuować przejście wzdłuż ICA, która biegnie bardziej przyśrodkowo. Dodatkowo można przeprowadzić preparację odejścia PPA, aby lepiej zwizualizować drogę filamentu intraluminalnego. Wprowadzanie szwu nylonowego kontynuuje się do momentu poczucia oporu w pozycji zagięcia 2 cm lub za nią. W tym punkcie szew intraluminalny zablokował ujście MCA. Okluzję MCA można potwierdzić, monitorując spadek regionalnego przepływu krwi mózgowej za pomocą laserowego flowmetru Dopplera (źródło sprzętu podano w tabeli z materiałami). Należy również zauważyć, że ujście tętnicy skrzydłopodniebiennej z ICA można bezpośrednio podwiązać, jeśli jest to preferowane, aby uniknąć przypadkowej intubacji tego naczynia szwem intraluminalnym.</li>
 <li>Uruchamia się stoper i zapisuje czas rozpoczęcia okluzji.</li>
 <li>Usuwa się mikroklips z CCA.</li>
 <li>Nacięcie (skórę, panniculus carnosus, warstwy tkanki podskórnej) zamyka się szybko szwem jedwabnym 3-0 (prosty szew ciągły ułatwi ponowne otwarcie w celu reperfuzji), a szczura ostrożnie umieszcza się w klatce regeneracyjnej. Należy sprawdzić, czy dno klatki wokół nosa i pyszczka jest wolne od ściółki, oraz monitorować wybudzanie z narkozy.</li>
</ol>
Przywrócenie przepływu krwi w MCA (reperfuzja)
<ol start="21">
 <li>Krótko przed zakończeniem okresu okluzji ponownie podaj szczurowi środek znieczulający, zdezynfekuj miejsce nacięcia Betadyną i 70% etanolem (3 cykle, jak wcześniej) i otwórz nacięcie, usuwając szwy zamykające.</li>
 <li>Umieść mikroklips na CCA, jak wcześniej.</li>
 <li>Wycofaj część szwu okluzyjnego z ICA, aż koniec szwu stanie się widoczny przez ICA. NIE usuwaj całkowicie szwu z ICA/ECA!</li>
 <li>Umieść mikroklips na ICA powyżej końca szwu wewnątrz światła naczynia.</li>
 <li>Całkowicie usuń szew okluzyjny i ściśle podwiąż kikut ECA. Zapisz czas zakończenia okluzji (początek reperfuzji).</li>
 <li>Usuń mikroklips z ICA.</li>
 <li>Usuń mikroklips z CCA.</li>
 <li>Zwilż obszar kilkoma kroplami jałowej soli fizjologicznej i zamknij warstwy nacięcia (skórę właściwą, mięsień skórny, tkankę podskórną) szwem jedwabnym 3-0, stosując szwy pojedyncze przerywane.</li>
 <li>Podaj do jamy otrzewnowej 0,05 mg/kg buprenorfiny (lub innego odpowiedniego przeciwbólowego środka pooperacyjnego zgodnie z wytycznymi Twojej instytucji).</li>
 <li>Wstrzyknij doprzewniecznie 5cc podgrzanej soli fizjologicznej. Zapewni to nawodnienie w fazie rekonwalescencji.</li>
 <li>Monitoruj wybudzanie się szczura z narkozy.</li>
 <li>Po wybudzeniu szczura sprawdź behawioralne oznaki zawału, trzymając szczura za ogon i obserwując, czy zwierzę może obracać się na obie strony. Oczekuje się zwijania tylko w jedną stronę. Do zapisu początkowej funkcji behawioralnej po zawale można użyć prostych skal punktowych (patrz: Dyskusja).</li>
 <li>Dodatkowe dawki buprenorfiny (w tej samej dawce co powyżej) należy podawać co 6 do 8 godzin przez 24 godziny w celu uśmierzenia bólu. Przedłuż analgezję, jeśli zwierzę wykazuje oznaki dyskomfortu.</li>
</ol>
Reprezentatywne wyniki
<img src="/files/ftp_upload/1978/1978fig1.jpg" alt="Schemat koła Willisa, opisanie tętnic mózgowych, tablica anatomiczna, drogi przepływu krwi." data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 1"> Rycina 1. Zamknięcie tętnicy środkowej mózgu za pomocą szwu wewnątrznaczyniowego. Przedstawiono uproszczony schemat układu krwionośnego czaszki szczura, na którym widoczny jest pokryty silikonem szew wewnątrznaczyniowy zamykający ujście MCA. Gałęzie OA i ST lewej ECA zostały podwiązane, a węzeł szewny wokół kikutu ECA utrzymuje szew wewnątrznaczyniowy na miejscu. ACA, tętnica przednia mózgu; BA, tętnica podstawna; CCA, tętnica szyjna wspólna; ECA, tętnica szyjna zewnętrzna; ICA, tętnica szyjna wewnętrzna; MCA, tętnica środkowa mózgu; OA, tętnica potyliczna; PCA, tętnica tylna mózgu; PComA, tętnica łącząca tylna; PPA, tętnica skrzydłowopodniebna; ST, tętnica tarczowa górna. Rycina zaadaptowana z Sasaki et al.4 oraz Lee3.
<img src="/files/ftp_upload/1978/1978fig2.jpg" alt="Skanowanie MRI mózgu; schemat przekrojów osiowych; badanie neuronaukowe; różnice anatomiczne; analiza medyczna." data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 2"> Rycina 2. Reprezentatywne obrazy rezonansu magnetycznego przekrojów czołowych mózgu szczura 24 godziny po 1-godzinnym przejściowym MCAO. Obrzęk mózgu towarzyszący niedokrwieniu ogniskowemu jest widoczny na obrazach MRI ważonych w czasie T2. Strefa zawału wykazuje hiperintensywność (jest jasna) na obrazach T2. Podobne wzorce zawału można zaobserwować przy zastosowaniu bardziej zaawansowanych technik MRI, takich jak obrazowanie dyfuzyjne i mapowanie pozornego współczynnika dyfuzji5.
<img src="/files/ftp_upload/1978/1978fig3.jpg" alt="Wyniki eksperymentu z sekcjonowaniem mózgu, barwione przekroje poprzeczne, badanie histologiczne, analiza anatomiczna." data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 3"> Rysunek 3. Reprezentatywne przekroje czołowe mózgu szczura barwione TTC 24 godziny po 1-godzinnej przejściowej MCAO. Barwienie TTC ujawnia białe (niezabarwione) obszary zawału kory mózgowej i prążkowia u tego samego szczura, który został przedstawiony na Rysunku 2. Należy zauważyć, że ogólny wzorzec ogniskowych zmian niedokrwiennych jest podobny do tego widocznego na obrazach MRI ważonych T2, choć ostateczny obszar zawału określony histologicznie może być nieco mniejszy niż zmiana w obrazowaniu T2.

<ol><li>van Gijn, J., Dennis, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Issues+and+answers+in+stroke+care%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Issues and answers in stroke care.</a> Lancet. 352, Suppl 3. SIII23-27 (1998).</li>
<li>Macrae, I. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+models+of+focal+cerebral+ischaemia%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Clinical+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">New models of focal cerebral ischaemia.</a> British Journal of Clinical Pharmacology. 34, 302-302 (1992).</li>
<li>Lee, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Morphology+of+cerebral+arteries%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacol+Ther%22%5BJournal%5D)">Morphology of cerebral arteries.</a> Pharmacol Ther. 66, 149-173 (1995).</li>
<li>Sasaki, M., Honmou, O., Kocsis, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+rat+middle+cerebral+artery+occlusion+model+and+intravenous+cellular+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">A rat middle cerebral artery occlusion model and intravenous cellular delivery.</a> Methods Mol Biol. 549, 187-195 (2009).</li>
<li>Bråtane, B. T., Bastan, B., Fisher, M., Bouley, J., Henninger, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ischemic+lesion+volume+determination+on+diffusion+weighted+images+vs.+apparent+diffusion+coefficient+maps%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Ischemic lesion volume determination on diffusion weighted images vs. apparent diffusion coefficient maps.</a> Brain Res. 1279, 182-188 (2009).</li>
<li>Chen, S. T., Hsu, C. Y., Hogan, E. L., Maricq, H., Balentine, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+model+of+focal+ischemic+stroke+in+the+rat%3A+reproducible+extensive+cortical+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">A model of focal ischemic stroke in the rat: reproducible extensive cortical infarction.</a> Stroke. 17, 738-743 (1986).</li>
<li>Dogan, A., Başkaya, M. K., Rao, V. L., Rao, A. M., Dempsey, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intraluminal+suture+occlusion+of+the+middle+cerebral+artery+in+Spontaneously+Hypertensive+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Neurol+Res%22%5BJournal%5D)">Intraluminal suture occlusion of the middle cerebral artery in Spontaneously Hypertensive rats.</a> Neurol Res. 20, 265-270 (1998).</li>
<li>Ogata, J., Fujishima, M., Morotomi, Y., Omae, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cerebral+infarction+following+bilateral+carotid+artery+ligation+in+normotensive+and+spontaneously+hypertensive+rats%3A+a+pathological+study%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Cerebral infarction following bilateral carotid artery ligation in normotensive and spontaneously hypertensive rats: a pathological study.</a> Stroke. 7, 54-60 (1976).</li>
<li>Brint, S., Jacewicz, M., Kiessling, M., Tanabe, J., Pulsinelli, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Focal+brain+ischemia+in+the+rat%3A+methods+for+reproducible+neocortical+infarction+using+tandem+occlusion+of+the+distal+middle+cerebral+and+ipsilateral+common+carotid+arteries%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Focal brain ischemia in the rat: methods for reproducible neocortical infarction using tandem occlusion of the distal middle cerebral and ipsilateral common carotid arteries.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 8, 474-485 (1988).</li>
<li>Duverger, D., MacKenzie, E. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+quantification+of+cerebral+infarction+following+focal+ischemia+in+the+rat%3A+influence+of+strain%2C+arterial+pressure%2C+blood+glucose+concentration%2C+and+age%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">The quantification of cerebral infarction following focal ischemia in the rat: influence of strain, arterial pressure, blood glucose concentration, and age.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 8, 449-461 (1988).</li>
<li>Coyle, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Different+susceptibilities+to+cerebral+infarction+in+spontaneously+hypertensive+%28SHR%29+and+normotensive+Sprague-Dawley+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Different susceptibilities to cerebral infarction in spontaneously hypertensive (SHR) and normotensive Sprague-Dawley rats.</a> Stroke. 17, 520-525 (1986).</li>
<li>Slivka, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hypertension+and+hyperglycemia+in+experimental+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Hypertension and hyperglycemia in experimental stroke.</a> Brain Res. 562, 66-70 (1991).</li>
<li>Bouley, J., Fisher, M., Henninger, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+between+coated+vs.+uncoated+suture+middle+cerebral+artery+occlusion+in+the+rat+as+assessed+by+perfusion%2Fdiffusion+weighted+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci+Lett%22%5BJournal%5D)">Comparison between coated vs. uncoated suture middle cerebral artery occlusion in the rat as assessed by perfusion/diffusion weighted imaging.</a> Neurosci Lett. 412, 185-190 (2007).</li>
<li>Schmid-Elsaesser, R., Zausinger, S., Hungerhuber, E., Baethmann, A., Reulen, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+critical+reevaluation+of+the+intraluminal+thread+model+of+focal+cerebral+ischemia%3A+evidence+of+inadvertent+premature+reperfusion+and+subarachnoid+hemorrhage+in+rats+by+laser-Doppler+flowmetry%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">A critical reevaluation of the intraluminal thread model of focal cerebral ischemia: evidence of inadvertent premature reperfusion and subarachnoid hemorrhage in rats by laser-Doppler flowmetry.</a> Stroke. 29, 2162-2170 (1998).</li>
<li>Shimamura, N., Matchett, G., Tsubokawa, T., Ohkuma, H., Zhang, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+silicon-coated+nylon+suture+to+plain+nylon+suture+in+the+rat+middle+cerebral+artery+occlusion+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Comparison of silicon-coated nylon suture to plain nylon suture in the rat middle cerebral artery occlusion model.</a> J Neurosci Methods. 156, 161-165 (2006).</li>
<li>Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reversible+middle+cerebral+artery+occlusion+without+craniectomy+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats.</a> Stroke. 20, 84-91 (1989).</li>
<li>Shigeno, T., McCulloch, J., Graham, D. I., Mendelow, A. D., Teasdale, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pure+cortical+ischemia+versus+striatal+ischemia.+Circulatory%2C+metabolic%2C+and+neuropathologic+consequences%5BTitle%5D)+AND+%22Surgical+neurology%22%5BJournal%5D)">Pure cortical ischemia versus striatal ischemia. Circulatory, metabolic, and neuropathologic consequences.</a> Surgical neurology. 24, 47-51 (1985).</li>
<li>Bederson, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+middle+cerebral+artery+occlusion%3A+evaluation+of+the+model+and+development+of+a+neurologic+examination%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Rat middle cerebral artery occlusion: evaluation of the model and development of a neurologic examination.</a> Stroke. 17, 472-476 (1986).</li>
</ol>

Autorzy nie deklarują żadnych konfliktów interesów. Protokół ten został zatwierdzony przez Instytucjonalną Komisję Opieki i Wykorzystania Zwierząt (Institutional Animal Care and Use Committee) w School of Medicine and Public Health Uniwersytetu Wisconsin-Madison i jest zgodny z wytycznymi Narodowych Instytutów Zdrowia (National Institutes of Health) dotyczącymi wykorzystania zwierząt doświadczalnych.

Modele niedokrwienia mózgu u gryzoni można klasyfikować jako globalne lub ogniskowe oraz odwracalne lub nieodwracalne. Stosujemy model odwracalnego niedokrwienia ogniskowego, aby naśladować uszkodzenie reperfuzyjne, które może wystąpić po rekanalizacji u pacjentów z udarem mózgu. Chociaż szczury mają tę zaletę, że ich krążenie w obrębie czaszki jest podobne do ludzkiego, rozległy wewnątrzczaszkowy krążenie oboczne, wynikające z obecności koła Willisa i anastomoz oponowych, prowadzi do niespójnych objętości zawałów6. Wykorzystujemy szczep szczurów spontanicznie nadciśnieniowych (SHR), ponieważ wielkość zawału jest większa u szczurów SHR poddanych ogniskowemu niedokrwieniu mózgu w porównaniu do szczurów normotensyjnych7-10. Indukcja udaru u szczurów SHR jest również bardziej powtarzalna i może wiązać się z mniejszą śmiertelnością niż w przypadku innych powszechnie stosowanych szczepów11. Ponadto podczas operacji należy monitorować parametry fizjologiczne, ponieważ ich wahania mogą zwiększać zmienność objętości zawałów; parametry te obejmują ciśnienie krwi, poziomy tętniczego O2 i CO2, hipotermię oraz hiperglikemię, które mogą pogorszyć uszkodzenie niedokrwienne2,12. Szczególną uwagę należy zwrócić na hipotermię, ponieważ może ona zmniejszyć stopień niedokrwiennego uszkodzenia neuronów, dlatego podczas operacji niezbędne jest umieszczenie szczura na termoregulatorcyjnej podkładce grzewczej.
W niniejszej procedurze stosujemy komercyjnie przygotowane szwy powlekane silikonem w celu zwiększenia spójności wielkości obszaru zawału13-15. Tradycyjnie szwy wewnątrzluminalne używane do zamykania tętnicy środkowej mózgu (MCA) przygotowywano poprzez zaokrąglanie końcówki szwu nylonowego 3-0 nad płomieniem lub za pomocą pistoletu z klejem na gorąco, aby pokryć końcówkę szwu małą kropelką kleju16. Procedury te prowadzą do powstania szwów o zróżnicowanych średnicach końcówek, co może wymagać kilku prób okluzji przed znalezieniem szwu odpowiadającego średnicy naczynia u danej szczura. Dodatkowe modyfikacje metody MCAO opisane w tym filmie obejmują okluzję bardziej dystalną, z oszczędzeniem gałęzi soczewkowoprzystkowych w celu uzyskania czystego zawału korowego17, oraz jednoczesną okluzję MCA i ipsylateralnej tętnicy szyjnej wspólnej w celu zmniejszenia przepływu krwi pobocznej6,9.
Skutki funkcjonalne udaru można ocenić za pomocą różnorodnych testów behawioralnych, w których deficyty w konkretnych zadaniach odzwierciedlone są w prostej skali punktowej. Na przykład Bederson et al.18 opracowali skalę neurologiczną oceniającą szczury pod kątem stopnia zgięcia przednich kończyn w pozycji z uniesionym ciałem, asymetrycznego oporu wobec pchnięcia bocznego oraz zachowań krążenia w otwartej przestrzeni. Szczury, które po uniesieniu opierały obie przednie kończyny o podłoże i nie wykazywały innych deficytów, oceniano jako „Normalne (0)”, natomiast szczury wykazujące jedynie zgięcie przeciwstawnej przedniej kończyny klasyfikowano jako „Umiarkowane deficyty (1)”. Szczury w stopniu „Ciężki 2” wykazywały zmniejszony opór po stronie przeciwstawnej wobec siły bocznej, a szczury w stopniu „Ciężki 3” dodatkowo przejawiały zachowania krążenia. Deficyty behawioralne z niższych stopni były zawsze obserwowane w kolejnych wyższych stopniach (np. zwierzęta w stopniach 2 i 3 również wykazywały zgięcie przedniej kończyny), a wyniki te pozwalały przewidzieć różnice w wielkości obszaru zawału18. Zatem taki prosty system punktacji umożliwia szybką, spójną i półilościową ocenę deficytów funkcjonalnych powstałych w wyniku udaru.
Pomiar zakresu zawału mózgu jest powszechnie przeprowadzany za pomocą barwienia histologicznego uszkodzeń tkanki przy użyciu TTC, fioletu krezylu (barwienie Nissla) lub hematoksyliny i eozyny. Techniki obrazowania metodą rezonansu magnetycznego, w tym MRI z obrazowaniem dyfuzyjnym w celu wizualizacji zawału wczesnych etapach po zamknięciu naczynia, pozwalają na określenie objętości zawału u każdego szczura bez konieczności pobierania tkanek. Jest to szczególnie wartościowe w badaniach mających na celu określenie skuteczności leczenia neuroprotekcyjnego po udarze; obrazowanie szczura po MCAO, ale przed podaniem leczenia, daje badaczowi pewność, że wszystkie zwierzęta doświadczalne i kontrolne przeszły na początku podobne udary, co redukuje zakłócający wpływ zmienności w indukowaniu udaru.

<table><tbody><tr><td>Szew nylonowy 4-0</td><td>Doccol Corporation</td><td></td><td>długość powłoki silikonowej 2-3 mm, średnica końcówki 0,39 mm</td></tr><tr><td>Szczury z samoistnym nadciśnieniem tętniczym</td><td>Charles River Laboratories</td><td></td><td>290-300 g, samce</td></tr><tr><td>Pompa termoregulacyjna i podkładki Gaymar T/Pump</td><td>Gaymar Industries</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bipolarna jednostka elektrochirurgiczna Vetroson V-10</td><td>Summit Hill Laboratories</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sterylizator szklanymi kuleczkami Germinator 500</td><td>CellPoint Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Monitor perfuzji krwi Vasamedics Bpm&lt;sup&gt;2&lt;/sup&gt;Laserflo</td><td>TSI Inc.</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

model ogniskowego niedokrwienia mózgu poprzez endowaskularną okluzję tętnicy środkowej mózgu u szczura za pomocą szwu

Focal Cerebral Ischemia Model by Endovascular Suture Occlusion of the Middle Cerebral Artery in the Rat

Udar mózgu jest główną przyczyną niepełnosprawności i trzecią najczęstszą przyczyną zgonów u dorosłych na całym świecie1. W przypadku udaru u ludzi występuje wysoce zróżnicowany stan kliniczny; jednak przy opracowywaniu modeli zwierzęcych niedokrwienia ogniskowego kluczowe jest osiągnięcie powtarzalności objętości eksperymentalnie wywołanego zawału. Szczur jest powszechnie stosowanym modelem zwierzęcym w badaniach nad udarem ze względu na stosunkowo niskie koszty utrzymania oraz podobieństwo krążenia w obrębie czaszki do krążenia u ludzi2,3. U ludzi w zespołach udarowych najczęściej zajęta jest środkowa tętnica mózgowa (MCA), dlatego w modelach zwierzęcych opisano wiele metod okluzji środkowej tętnicy mózgowej (MCAO), aby odwzorować ten zespół kliniczny. Ponieważ po ostrym udarze u ludzi często dochodzi do rekanalizacji, w wielu z tych modeli uwzględniono reperfuzję po okresie okluzji. W niniejszym filmie prezentujemy model przejściowej endowaskularnej okluzji MCAO z użyciem szwu u szczura spontanicznie nadciśnieniowego (SHR). Filament z silikonową powłoką na końcówce jest wprowadzany do światła naczynia u ujścia MCA na 60 minut, po czym następuje reperfuzja. Należy zauważyć, że optymalny czas okluzji może być inny w przypadku innych szczepów szczurów, takich jak Wistar czy Sprague-Dawley. Przedstawiono kilka behawioralnych wskaźników udaru u szczura. Niedokrwienie ogniskowe potwierdzono za pomocą obrazowania rezonansem magnetycznym w obrazach T2-zależnych oraz poprzez barwienie przekrojów mózgu chlorkiem 2,3,5-trifenylotetrazoliu (TTC) 24 godziny po MCAO.

Chirurgiczne wywołanie niedokrwiennego uszkodzenia mózgu u szczura jest powszechnie stosowanym modelem w badaniach nad udarem. W niniejszej pracy demonstrujemy indukcję ogniskowego niedokrwienia mózgu poprzez zamknięcie tętnicy środkowej mózgu. Przedstawiono również wizualizację powstałego zawału za pomocą barwienia histologicznego oraz obrazowania rezonansem magnetycznym.

Model ogniskowego niedokrwienia mózgu poprzez endowaskularną okluzję tętnicy środkowej mózgu u szczura za pomocą szwu

Udar mózgu jest główną przyczyną niepełnosprawności oraz trzecią pod względem częstotliwości przyczyną zgonów wśród dorosłych na całym świecie1. W przypadku udaru u ludzi występuje wysoce zmienna...

W niniejszym filmie zaprezentujemy metodę wywoływania zawału mózgu poprzez endowaskularną okluzję tętnicy środkowej mózgu u szczura. Jest to powszechnie stosowany model zwierzęcy w badaniach nad udarem, który wywołuje niedokrwienie w korze mózgowej oraz w strukturach podkorowych, w tym w jądrach podstawy i podwzgórzu. Model ten pozwala na wygenerowanie zarówno trwałego, jak i przejściowego niedokrwienia mózgu.W zależności od tego, czy szew wewnątrzświatłowy pozostanie na miejscu, czy zostanie usunięty po określonym czasie. Niedokrwienie mózgu powoduje powstanie rdzenia zawału, w którym dochodzi do śmierci komórek, oraz obszaru okołozawałowego zwanego penumbrą, w którym możliwa jest częściowa regeneracja komórkowa. Zanim zaczniemy, poświęćmy chwilę na opisanie kroków, które będziemy wykonywać.Tutaj widzimy uproszczony schemat układu krążenia czaszkowego szczura. W tej operacji odsłonimy lewą tętnicę szyjną w pobliżu rozwidlenia tętnicy szyjnej wspólnej (CCA) na tętnicę szyjną zewnętrzną (ECA) i tętnicę szyjną wewnętrzną (ICA). Dwie małe odgałęzienia ECA, tętnica potyliczna i tętnica tarczowa górna, zostaną podwiązane za pomocą koagulacji bipolarnej, a ECA zostanie podwiązana dystalnie względem tych dwóch odgałęzień przy użyciu jedwabnej nici chirurgicznej. Na tętnicę szyjną wspólną oraz tętnicę szyjną wewnętrzną zostaną nałożone klipsy mikronaczyniowe.Następnie przez nacięcie w ECA zostanie wprowadzony nylonowy szew monofilamentowy z końcówką pokrytą silikonem, który zostanie poprowadzony w górę do ICA. Ten wewnątrzluminalny szew zostaje lekko zawiązany za pomocą jedwabnego szwu wokół ECA przed zwolnieniem mikroklipsa z ICA. Nylonowy szew wewnątrzluminalny jest następnie przesuwany o około dwa centymetry, aż silikonowa końcówka zablokuje ujście tętnicy środkowej mózgu lub MCA.Drugi mikroklips zostaje usunięty z CCA, a czas okluzji zostaje zmierzony. Mając teraz ogólny przegląd procedury, przejdźmy do operacji. Przygotuj szczura tak, jak przy każdej procedurze chirurgicznej, zgodnie z wytycznymi dotyczącymi opieki nad zwierzętami obowiązującymi w Twojej instytucji; podajemy szczurowi znieczulenie, stosując 5% isofluranu do indukcji przy przepływie 1 l/min tlenu i 1 l/min tlenku azotu, a następnie zmniejszamy stężenie isofluranu do 1-2% w celu podtrzymania znieczulenia.Po osiągnięciu odpowiedniego poziomu znieczulenia, do obu oczu aplikujemy maść z sztucznymi łzami, a szyję golimy trymerm. Następnie obszar ten dezynfekujemy roztworem betadyny, a potem 70%etanolem. Proces ten należy powtórzyć, aby łącznie przeprowadzić trzy cykle płukania betadyną i 70%etanolem.Szczura umieszcza się w sterylnej pończochach i kładzie na kocu termoregulacyjnym, aby zapobiec hipotermii. Pomocne jest lekkie uniesienie szyi poprzez wsunięcie probówki stożkowej 15 ml pod głową szczura.Ułatwi to późniejsze odsłonięcie tętnic szyjnych. Na koniec, pod mikroskopem operacyjnym, podskórnie wzdłuż planowanego miejsca nacięcia wstrzykuje się 0,2 ml 0,5% roztworu znieczulającego w celu zapewnienia przeciwbólowego działania pooperacyjnego. Za pomocą ostrza skalpela nr 10 wykonuje się nacięcie w linii pośrodkowej.Dalsza sekcja będzie prowadzona po lewej stronie linii pośrodkowej ciała zwierzęcia. Należy rozpocząć przecinanie powięzi powierzchownej. Czynność tę wykonuje się, łącząc technikę tępego i ostrego rozcinania.Obfita tkanka gruczołowa jest widoczna bocznie, podczas gdy duży mięsień mostkowo-odbytowy znajduje się w linii środkowej. Używając aplikatorów z bawełnianym końcem, odsuń tchawicę, aby odsłonić gruczoł bocznie i mięsień mostkowo-wyrostkowy przyśrodkowo. Pod tkanką gruczołową widoczne będą mięśnie dwubrzuźcze i mostkowo-mastoidowe, które wraz z położonym w linii środkowej mięśniem mostkowo-wyrostkowym tworzą subtelny trójkąt, którego wierzchołek został zakreślony.W obrębie tego trójkąta kontynuowana będzie dyssekcja w kierunku tętnicy szyjnej wspólnej. Za pomocą mikronożyczek należy przeciąć powięź pokrywającą mięśnie. Pozwoli to na odsuniecie mięśni i odsłonięcie leżących pod nimi naczyń.Aplikatory z bawełnianym końcem mogą być wykorzystane do odsunięcia mięśni i odsłonięcia tętnicy szyjnej wspólnej, zewnętrznej oraz wewnętrznej. Kontynuuj pracę w celu odsłonięcia ECA wraz z jej odgałęzieniami. Wymaga to starannej, ostrej dyssekcji naczyń.Celem tych etapów jest uwolnienie tętnicy szyjnej zewnętrznej (ECA) i tętnicy szyjnej wewnętrznej (ICA) z przylegającej tkanki łącznej. Należy kontynuować preparację ECA w kierunku bocznym. Należy pamiętać, że na drodze może pojawić się kość gnykowy (os hyoideum), co ograniczy zakres preparacji w kierunku rostralnym.Nerw błędny, który ma biały kolor, przebiega wzdłuż bocznej strony zarówno wspólnej, jak i wewnętrznej tętnicy szyjnej; dokonaliśmy ostrygo odseparowania tętnicy wspólnej szyjnej (CCA) oraz tętnicy wewnętrznej szyjnej (ICA). Ostro odseparowano również dwie odgałęzie tętnicy zewnętrznej szyjnej (ECA). Pierwszą odgałęzienią biegnącą bocznie jest tętnica potyliczna, a drugą, biegnącą przyśrodkowo, jest górna tętnica tarczowa.Zarówno pierwszą, jak i drugą odgałęzienie tętnicy szyjnej zewnętrznej (ECA) należy przypalić, a następnie przeciąć. Przecięcie tych odgałęzień pozwala na łatwiejszą mobilizację naczyń. W dalszej części procedury, używając jedwabnej nici, należy szczelnie podwiązać ECA tak dystalnie, jak to możliwe.Luźno zawiąż kolejny szew jedwabny wokół ECA proksymalnie względem rozwidlenia tętnicy szyjnej wspólnej. Upewnij się, że wiązanie to nie zamyka światła naczynia, w przeciwieństwie do szwu endowaskularnego stosowanego do okluzji tętnicy środkowej mózgu. Przez ten odcinek ECA przejdziemy, aby założyć klipsy mikronaczyniowe zarówno na tętnicę szyjną wspólną, jak i na tętnicę szyjną wewnętrzną.Pozycja ta znajduje się w pewnej odległości od początku ECA. Następnie wykonaj częściową arteriotomię pomiędzy dwoma wiązaniami jedwabnymi na ECA. Może dojść do uwolnienia niewielkiej ilości pozostałej krwi, jednak obfite krwawienie prawdopodobnie wskazuje na nieprawidłowe założenie klipsów mikronaczyniowych.W takim przypadku należy upewnić się, że w szczękach klipsa nie zakleszczyła się żadna tkanka podścielająca, co mogłoby uniemożliwić pełne zamknięcie. Kolejnym krokiem jest wprowadzenie do ECA trzydziestocentymetrowego odcinka monofilamentowej nici nylonowej. Pomocne będzie zaznaczenie nici w odległości 2 cm od jej silikonowanej końcówki.Szycie to jest dostępne w handlu, a średnica końcówki oraz długość powłoki silikonowej mogą zostać dostosowane do określonych wymagań, w zależności od wieku i masy szczurów wykorzystywanych w badaniu. W przypadku szczurów o masie 300 g stosujemy końcówkę o średnicy 0,39 mm oraz powłokę silikonową o długości od dwóch do trzech mm na nici nylonowej 4-0. Wprowadź zamykającą nić nylonową do światła tętnicy szyjnej zewnętrznej (ECA), kierując ją w stronę tętnicy szyjnej wspólnej.Zaciśnij jedwabną szsuturę wokół kikutu ECA, aby zabezpieczyć wewnątrznaczyniową szuturę nylonową i zapobiec krwawieniu. Odetnij pozostałą część ECA, aby uwolnić kikut, a następnie ustaw kikut ECA poniżej punktu rozwidlenia tak, aby znajdował się mniej więcej w jednej linii z ICA. Ułatwi to wsunięcie szutury wewnątrznaczyniowej do tętnicy szyjnej wewnętrznej.Usuń klips mikronaczyniowy z ICA. Pamiętaj, aby otwierać klipsy powoli, by sprawdzić, czy nie występuje krwawienie przed ich całkowitym usunięciem. Kontynuuj wprowadzanie szwu nylonowego w świetle ICA, aż dotrze on do tętnicy środkowej mózgu.Długość ta wynosi zazwyczaj około dwóch centymetrów, co jest powodem naniesienia znacznika na szew przed wprowadzeniem. Po wprowadzeniu zmiennej długości szwu nylonowego może pojawić się opór; jeśli wystąpi on w momencie, gdy znaczna część szwu nylonowego wciąż znajduje się poza naczyniem, prawdopodobnie oznacza to, że szew wchodzi w tętnicę podniebienną. W takim przypadku należy wycofać szew i lekko go wygiąć, aby kontynuować prowadzenie wzdłuż ICA, która będzie przebiegać bardziej bezpośrednio.Zwróć uwagę na zmianę położenia szwu wewnątrz światła ICA na tych dwóch ujęciach porównawczych. Kontynuuj wprowadzanie szwu przez ICA, aż większość szwów zostanie wprowadzona i w tym miejscu ponownie poczujesz opór. Szew wewnątrzświatłowy zablokował ujście MCA.Uruchom stoper i zarejestruj moment zamknięcia naczynia. Odnotuj czas rozpoczęcia. Usuń drugi klips mikronaczyniowy z CCA, a następnie szybko i ostrożnie zamknij nacięcie.Umieść szczura w klatce regeneracyjnej. Krótko przed planowanym zakończeniem okresu okluzji sprawdź, czy podłoże klatki w okolicy nosa i pyska jest wolne od materiałów ścielących, następnie znieczul szczura i otwórz nacięcie, usuwając szwy zamykające. Umieść mikroklips na CCA w taki sam sposób jak wcześniej.Wycofaj szew zamykający częściowo z ICA, aż koniec szwu stanie się widoczny przez ICA. Nie usuwaj jeszcze całkowicie szwu. Następnie umieść kolejny mikroklips na ICA powyżej miejsca znajdującego się szwu wewnątrzświatłowego, całkowicie usuń szew zamykający i podwiąż kikut ECA.Zapisz czas rozpoczęcia reperfuzji. Usuń mikroklipsy z ICA i CCA, nawilżając ten obszar kilkoma kroplami sterylnej soli fizjologicznej, a następnie zamknij nacięcie szwem. W celu zapewnienia dodatniego przeciwbólowego działania pooperacyjnego wstrzykujemy buprenorfinę w dawce 0,05 mg/kg masy ciała.Podajemy również 5 ml soli fizjologicznej do jam brzusznych w celu zapewnienia nawodnienia w fazie rekonwalescencji. Po wybudzeniu szczura z narkozy testuje się behawioralne oznaki zawału, trzymając szczura za ogon i obserwując, czy jest on w stanie obrócić się na obie strony w tym teście huśtawki w pozycji uniesionej; oczekuje się, że szczur będzie zwijał się tylko w jedną stronę. Szczury wykazujące objawy udaru mogą również poruszać się po okręgu w jedną stronę podczas aktywności w otwartym polu.Przedstawiamy tutaj wyniki 60-minutowej okluzji MCA u szczurów z nadciśnieniem samoistnym. Obrazowanie rezonansem magnetycznym wykonano 24 godziny po MCAO i pokazano dwa obrazy ważone. U tego szczura rozwinął się rozległy zawał obejmujący zarówno obszary korowe, jak i podkorowe.Obszar hiperintensywny w badaniu MRI został zaznaczony na żółto, choć nie przedstawiamy tutaj wyników. Obszary zawału uwidocznione w MRI mogą zostać poddane dalszej analizie z wykorzystaniem obrazowania dyfuzyjnego oraz map pozornego współczynnika dyfuzji. Obszary zawału są również potwierdzane poprzez barwienie histologiczne świeżo wyizolowanych przekrojów mózgu chlorkiem 2,3,5-trifenyltetrazoliem lub TTC; dehydrogenaza w żywej tkance przekształca substrat w nierozpuszczalny czerwony barwnik.W ten sposób obszary zawałowe pozostają niezabarwione i wydają się białe. Należy zauważyć, że wielkość zawału może być uwarunkowana kilkoma czynnikami, w tym szczepem szczura i rozmiarem zwierzęcia. Stosujemy szczury z nadciśnieniem samoistnym, ponieważ wykazują one bardziej spójną wielkość zawałów niż inne powszechnie stosowane szczepy, takie jak szczury frogg, dolly czy wistar.Ważne jest również ustandaryzowanie docelowej masy szczura, aby ograniczyć zmienność średnicy naczyń, a tym samym poprawić skuteczność okluzji MCAA. Mamy nadzieję, że ten film okaże się pomocny w przeprowadzeniu techniki okluzji MCA we własnym laboratorium. Dziękujemy za obejrzenie i życzymy powodzenia w eksperymentach.

focal-cerebral-ischemia-model-endovascular-suture-occlusion-middle

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Model ogniskowego niedokrwienia mózgu przez endowazularne zamknięcie śródmózgowej tętnicy u szczurów

W materiale wideo demonstrujemy metodę wywołania zatoru w środkowej tętnicy mózgowej u dorosłych myszy z wykorzystaniem wewnątrzluminalnego monofilamentu. Pokazujemy również, jak oceniać zakres zawału mózgu za pomocą barwienia chlorkiem 2,3,5-trifenylotetrazolu (TTC).

Myszy model udaru niedokrwiennego wywołanego zamknięciem tętnicy środkowej mózgu

Ten film przedstawia procedurę wykonywania trwałej dystalnej niedrożności tętnicy środkowej mózgu lub MCAO z tętnicą szyjną wspólną lub podwiązaniem CCA u starszych szczurów w celu modelowania udaru niedokrwiennego. Blokuje to przepływ krwi do mózgu, prowadząc do śmierci neuronów i generowania modelu do badania mechanizmów udaru i potencjalnych metod leczenia.

Wywoływanie niedokrwienia poprzez niedrożność środkowej części mózgu i tętnicy szyjnej wspólnej w modelu szczurzym

Źródło: Larpthaveesarp, A., et. al. Przemijający model niedrożności tętnicy środkowej mózgu udaru noworodka u szczurów P10. J. Vis. Exp. (2017)Ten film pokazuje ustanowienie modelu niedrożności tętnicy środkowej mózgu u szczeniaka szczura. Tętnica szyjna wewnętrzna (ICA) jest odsłonięta, a ligatura jest zabezpieczona, aby ograniczyć napływ krwi. Okluda jest wprowadzana przez ICA, aby dotrzeć do tętnicy środkowej mózgu. Szczenię może następnie dojść do siebie przed dalszą analizą.

Generowanie niedrożności tętnicy środkowej mózgu u szczeniaka szczura w celu wywołania lokalnego niedokrwienia mózgu

Opisujemy wysoce powtarzalną metodę trwałego zamknięcia głównego naczynia krwionośnego mózgu gryzoni.  Technikę tę można osiągnąć przy bardzo niewielkim uszkodzeniu obwodowym, minimalnej utracie krwi, wysokim wskaźniku długoterminowego przeżycia i stałej objętości zawału współmiernej do populacji klinicznej ludzi.

Stała niedrożność naczynia mózgowego poprzez podwójne podwiązanie i przecięcie

Tutaj prezentujemy protokół do trwałego zamknięcia dystalnej tętnicy środkowej mózgu u starszych samic szczurów z jednoczesnym zamknięciem tętnic szyjnych w celu wygenerowania dużych zawałów korowych i utrzymujących się deficytów. Pokazujemy potwierdzenie wielkości zmiany za pomocą strukturalnego rezonansu magnetycznego po 24 godzinach i 8 tygodniach po udarze.

Wykonywanie stałej dystalnej środkowej części mózgu z niedrożnością tętnicy szyjnej wspólnej u starszych szczurów w celu zbadania niedokrwienia kory mózgowej z trwałą niepełnosprawnością

Opisujemy mysi model udaru wywołanego przez zamknięcie środkowej tętnicy mózgowej za pomocą szwu pokrytego silikonem. Protokół może być stosowany w celu wywołania trwałej okluzji lub tymczasowego niedokrwienia, a następnie reperfuzji.

Indukcja udaru niedokrwiennego i reperfuzji niedokrwiennej u myszy przy użyciu techniki niedrożności tętnicy środkowej i wizualizacji obszaru zawału

Mysi model niedokrwienia i reperfuzji mózgu został stworzony w celu zbadania patofizjologii udaru. Podwiązujemy dystalnie prawą środkową tętnicę mózgową i prawą tętnicę szyjną wspólną i przywracamy przepływ krwi po 10 lub 40 minutach niedokrwienia.

Mysi model zamknięcia dwóch naczyń niedokrwienia mózgu-reperfuzji

Ten protokół opisuje model przejściowego ogniskowego niedokrwienia mózgu u myszy poprzez śródświetlne zamknięcie środkowej tętnicy mózgowej. Dodatkowo przedstawiono przykłady oceny wyników z wykorzystaniem rezonansu magnetycznego i testów behawioralnych.

Przejściowy model niedrożności tętnicy środkowej mózgu

Obecny protokół opisuje szczurzy model okluzji/reperfuzji tętnicy środkowej mózgu, który zachowuje anatomiczną strukturę naczyń mózgowych bez powodowania uszkodzeń.

Szczurzy model niedrożności/reperfuzji tętnicy środkowej mózgu bez uszkadzania struktury anatomicznej naczyń mózgowych

Modele in vivo szczurów są niezbędnymi narzędziami do badania mechanizmów patologicznych i celów terapeutycznych dla udaru niedokrwiennego. W niniejszej pracy opisano wykonywanie barwienia immunofluorescencyjnego w wycinkach mózgu z zawałem po zamknięciu tętnicy środkowej mózgu (MCAO) u szczurów.

Ocena sygnalizacji śmierci komórki za pomocą immunofluorescencji w szczurzym modelu udaru niedokrwiennego

Celem niniejszej pracy było ustalenie reprodukowalnej metody wykonywania kraniektomii z późniejszym trwałym, selektywnym zamknięciem tętnicy mózgowej środkowej u szczurów dla zastosowania w badaniach eksperymentalnych nad deficytami ruchowymi i przestrzenną pamięcią.

Selektywne i trwałe zatorowanie środkowej tętnicy mózgowej u szczurów: eksperymentalne podejście do badania niedoborów motorycznych i przestrzennej pamięci

Poznaj metodę ogniskowego niedokrwienia mózgu u szczura poprzez endowaskularną okluzję środkowej tętnicy mózgowej. Technika ta umożliwia badanie udaru mózgu oraz mechanizmów uszkodzeń niedokrwiennych.

Model ogniskowego niedokrwienia mózgu poprzez endowaskularną okluzję tętnicy środkowej mózgu u szczura za pomocą szwu

Przeglądaj więcej filmów