Name: Stała objętość lub stałe ciśnienie: mysi model wstrząsu krwotocznego (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-06-06T12:00:00.000+00:00
Duration: 16 min 31 s
Description: Poznaj model wstrząsu krwotocznego u myszy do badania odpowiedzi immunologicznych i funkcji narządów po urazie. Metoda umożliwia kontrolowane monitorowanie zmian fizjologicznych w czasie eksperymentu.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Źródło finansowania/Numer Molecular Biology of Hemorrhagic Shock GM053789

<ol><li>Baker, C. C., Oppenheimer, L., Stephens, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epidemiology+of+trauma+deaths%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Surg%22%5BJournal%5D)">Epidemiology of trauma deaths.</a> Am J Surg. 140, 44-50 (1980).</li>
<li>Hierholzer, C., Billiar, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+mechanisms+in+the+early+phase+of+hemorrhagic+shock%5BTitle%5D)+AND+%22Langenbeck%27s+Arch+Surg%22%5BJournal%5D)">Molecular mechanisms in the early phase of hemorrhagic shock.</a> Langenbeck's Arch Surg. 386, 302-308 (2001).</li>
<li>Dutton, R. P., Stansbury, L. G., Leone, S., Kramer, E., Hess, J. R., Scalea, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Trauma+Mortality+in+Mature+Trauma+Systems%3A+Are+We+Doing+Better%3F+An+Analysis+of+Trauma+Mortality+Patterns%5BTitle%5D)+AND+%22J+Trauma%22%5BJournal%5D)">Trauma Mortality in Mature Trauma Systems: Are We Doing Better? An Analysis of Trauma Mortality Patterns.</a> J Trauma. , Forthcoming (2010).</li>
<li>Frink, M., van Griensven, M., Kobbe, P., Brin, T., Zeckey, C., Vaske, B., Krettek, C., Hildebrand, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((IL-+6+predicts+organ+dysfunction+and+mortality+in+patients+with+multiple+injuries%5BTitle%5D)+AND+%22Scand+J+Trauma+Resusc+Emerg+Med%22%5BJournal%5D)">IL- 6 predicts organ dysfunction and mortality in patients with multiple injuries.</a> Scand J Trauma Resusc Emerg Med. 17, 49-49 (2009).</li>
<li>DeCamp, M. M., Demling, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Posttraumatic+multisystem+organ+failure%5BTitle%5D)+AND+%22JAMA%22%5BJournal%5D)">Posttraumatic multisystem organ failure.</a> JAMA. 260, 530-534 (1988).</li>
<li>Faist, E., Baue, A. E., Dittmer, H., Heberer, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiple+Organ+Failure+in+Polytrauma+Patients%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Trauma%22%5BJournal%5D)">Multiple Organ Failure in Polytrauma Patients.</a> Journal of Trauma. 23, 775-787 (1983).</li>
<li>Kalff, J. C., Hierholzer, C., Tsukada, K., Billiar, T. R., Bauer, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hemorrhagic+shock+results+in+intestinal+muscularis+intercellular+adhesion+molecule+%28ICAM-1%29+expression%2C+neutrophil+infiltration%2C+and+smooth+muscle+dysfunction%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Orthop+Trauma+Surg%22%5BJournal%5D)">Hemorrhagic shock results in intestinal muscularis intercellular adhesion molecule (ICAM-1) expression, neutrophil infiltration, and smooth muscle dysfunction.</a> Arch Orthop Trauma Surg. 119, 89-93 (1999).</li>
<li>Kobbe, P., Stoffels, B., Schmidt, J., Tsukamoto, T., Gutkin, D., Bauer, A., Pape, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((IL-10+deficiency+augments+acute+lung+but+not+liver+injury+in+hemorrhagic+shock%5BTitle%5D)+AND+%22Cytokine%22%5BJournal%5D)">IL-10 deficiency augments acute lung but not liver injury in hemorrhagic shock.</a> Cytokine. 45, 26-31 (2009).</li>
<li>Ulloa, L., Tracey, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+%27cytokine+profile%27+a+code+for+sepsis%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Mol.+Med%22%5BJournal%5D)">The 'cytokine profile' a code for sepsis.</a> Trends in Mol. Med. 11, 56-63 (2005).</li>
<li>Darwiche, S., Kobbe, P., Pfeifer, R., Kohut, L., Pape, H. C., Billiar, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pseudofracture%3A+an+acute+peripheral+tissue+trauma+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Pseudofracture: an acute peripheral tissue trauma model.</a> J Vis Exp. , (2010).</li>
<li>Tsukamoto, T., Pape, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+for+trauma+research%3A+what+are+the+options%5BTitle%5D)+AND+%22Shock%22%5BJournal%5D)">Animal models for trauma research: what are the options.</a> Shock. 31, 3-10 (2009).</li>
<li>Moochhala, S., Wu, J., Lu, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hemorrhagic+shock%3A+an+overview+of+animal+models%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Biosci%22%5BJournal%5D)">Hemorrhagic shock: an overview of animal models.</a> Front Biosci. 14, 4631-469 (2009).</li>
<li>Chaudry, I. H., Ayala, A., Ertel, W., Stephan, R. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hemorrhage+and+resuscitation%3A+immunological+aspects%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Regulatory+Integrative+Comp+Physiol%22%5BJournal%5D)">Hemorrhage and resuscitation: immunological aspects.</a> Am J Physiol Regulatory Integrative Comp Physiol. 259, 663-678 (1990).</li>
<li>Lagoa, C. E., Bartels, J., Baratt, A., Tseng, G., Clermont, G., Fink, M. P., Billiar, T. R., Vodovotz, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+initial+trauma+in+the+host%27s+response+to+injury+and+hemorrhage%3A+insights+from+a+correlation+of+mathematical+simulations+and+hepatic+transcriptomic+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Shock%22%5BJournal%5D)">The role of initial trauma in the host's response to injury and hemorrhage: insights from a correlation of mathematical simulations and hepatic transcriptomic analysis.</a> Shock. 26, 592-600 (2006).</li>
<li>Prince, J. M., Levy, R. M., Yang, R., Mollen, K. P., Fink, M. P., Vodovotz, Y., Billiar, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Toll-like+receptor-4+signaling+mediates+hepatic+injury+and+systemic+inflammation+in+hemorrhagic+shock%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Coll+Surg%22%5BJournal%5D)">Toll-like receptor-4 signaling mediates hepatic injury and systemic inflammation in hemorrhagic shock.</a> J Am Coll Surg. 202, 407-417 (2006).</li>
<li>Meng, Z. H., Dyer, K., Billiar, T. R., Tweardy, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Essential+role+for+IL-6+in+postresuscitation+inflammation+in+hemorrhagic+shock%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Cell+Physiol%22%5BJournal%5D)">Essential role for IL-6 in postresuscitation inflammation in hemorrhagic shock.</a> Am J Physiol Cell Physiol. 280, C343-C351 (2001).</li>
<li>McCloskey, C. A., Kameneva, M. V., Uryash, A., Gallo, D. J., Billiar, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+Hypoxia+activates+JNK+in+the+liver+during+hemorrhagic+shock%5BTitle%5D)+AND+%22Shock%22%5BJournal%5D)">Tissue Hypoxia activates JNK in the liver during hemorrhagic shock.</a> Shock. 22, 380-386 (2004).</li>
<li>Li, Y., Xiang, M., Yuan, Y., Xiao, G., Zhang, J., Jiang, Y., Vodovotz, Y., Billiar, T. R., Wilson, M. A., Fan, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hemorrhagic+shock+augments+lung+endothelial+cell+activation%3A+role+of+temporal+alterations+of+TLR4+and+TLR2%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Phsyiol+Regul+Integr+Comp+Physiol%22%5BJournal%5D)">Hemorrhagic shock augments lung endothelial cell activation: role of temporal alterations of TLR4 and TLR2.</a> Am J Phsyiol Regul Integr Comp Physiol. 297, 1670-1680 (2009).</li>
<li>Xu, Y. X., Ayala, A., Chaudry, I. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prolonged+immunodepression+after+trauma+and+hemorrhagic+shock%5BTitle%5D)+AND+%22J+Trauma%22%5BJournal%5D)">Prolonged immunodepression after trauma and hemorrhagic shock.</a> J Trauma. 44, 335-341 (1998).</li>
<li>Abraham, E., Chang, Y. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Haemorrhage-induced+alterations+in+function+and+cytokine+production+of+T+cells+and+T+cell+subpopulations%5BTitle%5D)+AND+%22Clin.+Exp.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Haemorrhage-induced alterations in function and cytokine production of T cells and T cell subpopulations.</a> Clin. Exp. Immunol. 90, 497-502 (1992).</li>
<li>Peitzman, A. B., Billiar, T. R., Harbrecht, B. G., Kelly, E., Udekwu, A. O., Simmons, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hemorrhagic+Shock%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Probl+Surg%22%5BJournal%5D)">Hemorrhagic Shock.</a> Curr Probl Surg. 32, 925-1002 (1995).</li>
<li>Angele, M. K., Knoferl, M. W., Schwacha, M. G., Ayala, A., Cioffi, W. G., Bland, K. I., Chaudry, I. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sex+steriods+regulate+pro-+and+anti-+inflammatory+cytokine+release+by+macrophages+after+trauma-hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Sex steriods regulate pro- and anti- inflammatory cytokine release by macrophages after trauma-hemorrhage.</a> Am. J. Physiol. 277, C35-C42 (1999).</li>
<li>Takashi, K., Hubbard, W. J., Choudhry, M. A., Schwacha, M. G., Bland, K. I., Chaudry, I. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Trauam-+Hemorrhage+induces+depressed+splenic+dendritic+cell+function+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+of+Immunology%22%5BJournal%5D)">Trauam- Hemorrhage induces depressed splenic dendritic cell function in mice.</a> J of Immunology. 177, 4514-4520 (2006).</li>
<li>Lenz, A., Franklin, G. A., Cheadle, W. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systemic+inflammation+after+trauma%5BTitle%5D)+AND+%22Injury%2C+Int.+J.+Care+Injured%22%5BJournal%5D)">Systemic inflammation after trauma.</a> Injury, Int. J. Care Injured. 38, 1336-1345 (2007).</li>
<li>Frei, R., Steinle, J., Birchler, T., Loeliger, S., Roduit, C., Steinhoff, D., Seibl, R., Buchner, K., Seger, R., Reith, W., Lauener, R. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MHC+class+II+molecules+enhance+Toll-like+receptor+mediated+innate+immune+responses%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+One%22%5BJournal%5D)">MHC class II molecules enhance Toll-like receptor mediated innate immune responses.</a> PloS One. 5, 8808-8808 (2010).</li>
<li>Matsutani, T., Anantha Samy, T. S., Kang, S. C., Bland, K. I., Chaudry, I. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+genetic+background+influences+severity+of+immune+responses+following+trauma-hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Cytokine%22%5BJournal%5D)">Mouse genetic background influences severity of immune responses following trauma-hemorrhage.</a> Cytokine. 30, 168-176 (2004).</li>
<li>Prince, J. M., Levy, R. M., Bartels, J., Baratt, A., Kane, J. M., Lagoa, C., Rubin, J., Day, J., Wei, J., Fink, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+silico+and+in+vivo+approach+to+elucidate+the+inflammatory+complexity+of+CD14-deficient+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Med%22%5BJournal%5D)">In silico and in vivo approach to elucidate the inflammatory complexity of CD14-deficient mice.</a> Mol Med. 12, 88-96 (2006).</li>
<li>Kobbe, P., Stoffels, B., Schmidt, J., Tsukamoto, T., Gutkin, D. W., Bauer, A. J., Pape, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((IL-10+deficiency+augments+acute+lung+but+not+liver+injury+in+hemorrhagic+shock%5BTitle%5D)+AND+%22Cytokine%22%5BJournal%5D)">IL-10 deficiency augments acute lung but not liver injury in hemorrhagic shock.</a> Cytokine. 45, 26-31 (2009).</li>
<li>Prince, J. M., Ming, M. J., Levy, R. M., Liu, S., Pinsky, D. J., Vodovotz, Y., Billiar, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+Growth+Response+1+mediates+the+systemic+and+hepatic+inflammatory+response+initiated+by+hemorrhagic+shock%5BTitle%5D)+AND+%22Shock%22%5BJournal%5D)">Early Growth Response 1 mediates the systemic and hepatic inflammatory response initiated by hemorrhagic shock.</a> Shock. 27, 157-164 (2007).</li>
<li>Matsutani, T., Samy, A. nantha, Kang, T. S., Bland, S. -C., Chaudry, K. I., H, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+genetic+background+influences+severity+of+immune+responses+following+trauma-hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Cytokine%22%5BJournal%5D)">Mouse genetic background influences severity of immune responses following trauma-hemorrhage.</a> Cytokine. 30, 168-176 (2005).</li>
<li>Rushing, G. D., Britt, L. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reperfusion+injury+after+hemorrhage%3A+a+collective+review%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Surg%22%5BJournal%5D)">Reperfusion injury after hemorrhage: a collective review.</a> Ann Surg. 247, 929-937 (2008).</li>
<li>Makley, A. T., Goodman, M. D., Friend, L. W., Bailey, S. R., Lentsch, A. B., Pritts, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Damage+control+resuscitation+with+fresh+blood+products+attenuates+the+systemic+inflammatory+response+following+hemorrhagic+shock%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Damage control resuscitation with fresh blood products attenuates the systemic inflammatory response following hemorrhagic shock.</a> J Surg Res. 158, 423-423 (2010).</li>
<li>Stansbury, L. G., Dutton, R. P., Stein, D. M., Bochicchio, G. V., Scalea, T. M., Hess, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Controversy+in+trauma+resuscitation%3A+do+ratios+of+plasma+to+red+blood+cells+matter%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Transfus+Med+Rev%22%5BJournal%5D)">Controversy in trauma resuscitation: do ratios of plasma to red blood cells matter?</a> Transfus Med Rev. 23, 255-265 (2009).</li>
<li>Gao, J., Zhao, W. X., Xue, F. S., Zhou, L. J., Yu, Y. H., Zhou, H. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+different+resuscitation+fluids+on+acute+lung+injury+in+a+rat+model+of+uncontrolled+hemorrhagic+shock+and+infection%5BTitle%5D)+AND+%22J+Trauma%22%5BJournal%5D)">Effects of different resuscitation fluids on acute lung injury in a rat model of uncontrolled hemorrhagic shock and infection.</a> J Trauma. 6, 1213-1219 (2009).</li>
<li>Maier, S., Holz-Holzl, C., Pajk, W., Ulmer, H., Hengl, C., Dunser, M., Haas, T., Velik-Salchner, C., Fries, D., Greiner, A., Hasibeder, W., Knotzer, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microcirculatory+parameters+after+isotonic+and+hypertonic+colloidal+fluid+resuscitation+in+acute+hemorrhagic+shock%5BTitle%5D)+AND+%22J+Trauma%22%5BJournal%5D)">Microcirculatory parameters after isotonic and hypertonic colloidal fluid resuscitation in acute hemorrhagic shock.</a> J Trauma. 66, 33-45 (2009).</li>
<li>Stahel, P. F., Smith, W. R., Moore, E. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+trends+in+resuscitation+strategy+for+the+multiply+injured+patient%5BTitle%5D)+AND+%22Injury%22%5BJournal%5D)">Current trends in resuscitation strategy for the multiply injured patient.</a> Injury. 40, 27-35 (2009).</li>
<li>Dar, D. E., Soustiel, J. F., Zaaroor, M., Em, B., L, A., Shapira, Y., Semenikhina, L., Solopov, A., Krausz, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Moderate+lactated+ringer%27s+resuscitation+yields+best+neurological+outcome+in+controlled+hemorrhagic+shock+combined+with+brain+injury+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Shock%22%5BJournal%5D)">Moderate lactated ringer's resuscitation yields best neurological outcome in controlled hemorrhagic shock combined with brain injury in rats.</a> Shock. , Forthcoming (2009).</li>
<li>Moon, P. F., Hollyfield-Gilbert, M. A., Myers, T. L., Uchida, T., Kramer, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluid+compartment+in+hemorrhaged+rats+after+hyperosmotic+crystalloid+and+hyperoncotic+crystalloid+resuscitation%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Fluid compartment in hemorrhaged rats after hyperosmotic crystalloid and hyperoncotic crystalloid resuscitation.</a> Am J Physiol. 270, F1-F8 (1996).</li>
<li>Perel, P., Roberts, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Colloids+vs+crystalloids+for+fluid+resuscitation+in+critically+ill+patients%5BTitle%5D)+AND+%22Cochrane+Database+System+Rev%22%5BJournal%5D)">Colloids vs crystalloids for fluid resuscitation in critically ill patients.</a> Cochrane Database System Rev. 4, CD000567-CD000567 (2007).</li>
</ol>

Eksperymenty na zwierzętach były nadzorowane i przeprowadzane zgodnie z wytycznymi i przepisami ustanowionymi przez Institutional Animal Care and Use Committee oraz Research Conduct and Compliance Office Uniwersytetu w Pittsburghu, który jest w pełni akredytowaną instytucją AALAS/AALAC. Zwierzęta pochodziły z laboratoriów Jackson Laboratories oraz Charles Rivers Laboratories. Wszystkie zwierzęta podlegają szczegółowej kontroli stanu zdrowia przeprowadzanej przez każdego dostawcę, a także w ramach wewnętrznych programów monitorowania zdrowia zwierząt Uniwersytetu w Pittsburghu. Badania te są prowadzone zgodnie z zasadami rządu USA dotyczącymi wykorzystania kręgowców. Program jest zarejestrowany w USDA i posiada list zapewnienia (letter of assurance) wydany przez Public Health Service Office of Laboratory Animal Welfare.

<table><tbody><tr><td> Dumonts(SS/45&amp;#x00B0; kąt, końcówka 0,2x0,12 mm, długość 13,5 cm)</td><td>Fine Science Tools</td><td>11203-25</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki chirurgiczne (proste-12 cm)</td><td>Fine Science Tools</td><td>14068-12</td><td></td></tr><tr><td>Kleszczyki hemostatyczne (zakrzywione-12,5 cm)</td><td>Fine Science Tools</td><td>13009-12</td><td></td></tr><tr><td>Mikronożyczki (nożyczki sprężynowe – proste, 8 cm)</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-00</td><td></td></tr><tr><td>Pinceta (końcówka 0,8 mm, zakrzywiona, 10 cm)</td><td>Fine Science Tools</td><td>11050-10</td><td></td></tr><tr><td>szpula nici chirurgicznych 6-0</td><td>Fine Science Tools</td><td>18020-60</td><td></td></tr><tr><td>szew 4-0 PDS II </td><td>Penn Vet</td><td>ETHZ304H</td><td></td></tr><tr><td>gaza 4x4</td><td>Dowolny dostawca</td><td></td><td></td></tr><tr><td>patyczek higieniczny</td><td>Dowolny dostawca</td><td></td><td></td></tr><tr><td>igła 30G</td><td>Dowolny dostawca</td><td></td><td></td></tr><tr><td>igła 23G</td><td>Dowolny dostawca</td><td></td><td></td></tr><tr><td>strzykawka 3 cm³</td><td>dowolny dostawca</td><td></td><td></td></tr><tr><td>strzykawka 5 cm³</td><td>Dowolny dostawca</td><td></td><td></td></tr><tr><td>strzykawka 10 ml</td><td>Dowolny dostawca</td><td></td><td></td></tr><tr><td>probówka stożkowa 50 ml</td><td>Dowolny dostawca</td><td></td><td></td></tr><tr><td>strzykawka 1 cm³ z igłą 25G</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-826-88</td><td></td></tr><tr><td>Przewód polietylenowy 10 100' (PE-10)</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-170-12P</td><td></td></tr><tr><td>Przewód polietylenowy PE-50, 100 stóp (PE-50)</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-170-12B</td><td></td></tr><tr><td>kurek trójdrożny</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9779127</td><td></td></tr><tr><td>podkład chirurgiczny niebieski</td><td>Fisher Scientific</td><td>50-7105</td><td></td></tr><tr><td>Sterylne opatrunki pola</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9517505</td><td></td></tr><tr><td>rolki taśmy 1&quot;</td><td>Corporate Express</td><td>MMM26001</td><td></td></tr><tr><td>słoiki z szerokim otworem i prostymi ściankami (używane jako zakrętka stożka nosowego)</td><td>VWR international</td><td>159000-058</td><td></td></tr><tr><td>taca ze stali nierdzewnej 8&quot; x 11&quot;</td><td>VWR international</td><td>62687-049</td><td></td></tr><tr><td>trójdrożny łącznik luer lock męsko-męski</td><td>VWR international</td><td>20068-909</td><td></td></tr><tr><td>torebka do sterylizacji 3&quot;x8&quot;</td><td>VWR international</td><td>24008</td><td></td></tr><tr><td>torebka do sterylizacji 5&quot;x10&quot;</td><td>VWR International</td><td>24010</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop Wild M650 ze statywem z wysięgnikiem</td><td>Leica Microsystems</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cyfrowa kamera Leica IC D/obraz na żywo </td><td>Leica Microsystems</td><td></td><td></td></tr><tr><td>analizator Digi-Med BPA-400 &amp;integrator systemów</td><td>Micro-Med</td><td>SYS-400</td><td></td></tr><tr><td>TXD-310 (przetwornik Digi-Med) </td><td>Micro-Med</td><td>TXD-300</td><td></td></tr><tr><td>Komputer</td><td>Dell</td><td></td><td></td></tr><tr><td> Sterylizator koralikowy do narzędzi</td><td>VWR international</td><td>18000-45</td><td></td></tr><tr><td>Maszynka Oster A5 z ostrzem nr 40</td><td>VWR international</td><td>10749-020</td><td></td></tr><tr><td>cyrkulacyjna mata grzewcza 18x26</td><td>Harvard Apparatus</td><td>py872-5272</td><td></td></tr><tr><td>termometr rektalny</td><td>Kent Scientific</td><td>RET-3</td><td></td></tr><tr><td>Pentobarbital sodowy (roztwór sodowy Nembutol) (70 mg/kg)</td><td>OVATION Pharmaceuticals</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfina HCl (0,1 mg/kg)</td><td>Bedford Laboratories</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Wlew z roztworu Ringera z mleczanem, worek 250 ml do podania dożylnego</td><td>Baxter International Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Aerrane (izofluran) (99,9%)</td><td>NLS Animal Health</td><td>105996</td><td></td></tr><tr><td>Heparyna sodowa (1000 U)</td><td>Abraxis BioScience</td><td></td><td></td></tr><tr><td>bakteriostatyczny chlorek sodu (0,9%)</td><td>Hospira Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Alkohol etylowy (70%)</td><td>Pharmco-AAPER</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Powidon-jod Triadine (Betadine)</td><td>Wyroby jednorazowe Triad</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

stała objętość czy stałe ciśnienie: mysi model wstrząsu krwotocznego

Fixed Volume or Fixed Pressure: A Murine Model of Hemorrhagic Shock

Powszechnie wiadomo, że masywna utrata krwi oraz urazy traumatyczne mogą prowadzić do kaskady niekorzystnych zdarzeń sygnalizacyjnych, które często kończą się zgonem. 1, 2, 3, 4, 5 Zdarzenia sygnalizacyjne te mogą również prowadzić do sepsy i/lub wielonarządowej niewydolności (MOD). 6, 7, 8, 9 Kluczowe jest zatem zbadanie przyczyn supresji funkcji odpornościowych oraz niekorzystnych kaskad sygnalizacyjnych, aby opracować skuteczniejsze metody pomocy pacjentom cierpiącym na urazy traumatyczne. 10 Niniejsza procedura wstrząsu krwotocznego (HS) ze stałym ciśnieniem, choć technicznie wymagająca, stanowi doskonałe narzędzie do badania tych stanów patofizjologicznych. 11, 12, 13 Postępy w ocenie systemów biologicznych, tzn. biologia systemowa, umożliwiły społeczności naukowej lepsze zrozumienie złożonych sieci fizjologicznych i wzorców komunikacji komórkowej. 14 Wstrząs krwotoczny okazał się niezbędnym narzędziem do ujawniania tych wzorców komunikacji komórkowej w odniesieniu do funkcji odpornościowych. 15, 16, 17, 18 Tę procedurę można opanować! Procedura ta może być stosowana zarówno w podejściu z stałą objętością, jak i ze stałym ciśnieniem. Adaptowaliśmy tę technikę w modelu mysim, aby usprawnić badania nad wrodzoną i nabytą funkcją odpornościową. 19, 20, 21 Ze względu na mały rozmiar, HS u myszy stawia unikalne wyzwania. Jednak dzięki wielu dostępnym szczepom myszy, gatunek ten stanowi niezrównany zasób do badania odpowiedzi biologicznych. Model HS jest istotnym modelem badania wzorców komunikacji komórkowej i odpowiedzi układów takich jak systemy mediatorów hormonalnych i zapalnych oraz sygnałów zagrożenia, tzn. nadrzędnej regulacji DAMP i PAMP, ponieważ wywołuje on odmienne odpowiedzi niż inne formy wstrząsu. 22, 23, 24, 25 Opracowanie transgenicznych szczepów myszy oraz indukcja czynników biologicznych hamujących specyficzne sygnalizacje stworzyły cenne możliwości dalszego wyjaśnienia mechanizmów regulacji w górę i w dół transdukcji sygnału po masywnej utracie krwi, tzn. w przebiegu HS i urazów traumatycznych 26, 27, 28, 29, 30. 
Istnieje wiele metod reanimacji (R) stosowanych w przypadku wstrząsu hipowolemicznego (HS) i urazów. 31, 32, 33, 34 W tym modelu, w celu zbadania mechanizmów endogennych, takich jak uszkodzenia narządów odległych i zapalenie systemowe, stosowana jest metoda reanimacji o stałej objętości z użyciem wyłącznie płynu Ringera z mleczanami (LR), w ilości odpowiadającej trzykrotności objętości utraconej krwi. 35, 36, 38 Udowodniono, że ta metoda reanimacji jest skuteczna w ocenie skutków HS i urazów 38, 39.

Model wstrząsu krwotocznego jest wiarygodnym i powtarzalnym narzędziem ułatwiającym identyfikację i zrozumienie kaskad sygnalizacyjnych związanych ze stanem zapalnym i uszkodzeniem narządów końcowych po urazach. Niniejszy artykuł zawiera szczegółowy opis krok po kroku aspektów chirurgicznych i mechanicznych związanych z procedurą eksperymentalną wstrząsu krwotocznego u myszy.

Stała objętość czy stałe ciśnienie: mysi model wstrząsu krwotocznego

Powszechnie wiadomo, że masywna utrata krwi oraz urazy traumatyczne mogą prowadzić do kaskady niekorzystnych zdarzeń sygnalizacyjnych, które często kończą się zgonem. 1, ...

W celu scharakteryzowania odpowiedzi immunologicznych na wstrząs hipowolemiczny przeprowadzany jest zabieg chirurgiczny, podczas którego naczynia krwionośne myszy są preparowane i kaniulowane. Podczas monitorowania fizjologii zwierzęcia za pomocą rejestracji cyfrowej i obserwacji fizycznej wywoływany jest wstrząs krwotoczny, aby naśladować doświadczenie urazowe po wywołanym wstrząsie. Następnie przeprowadza się reanimację myszy, usuwa kaniulę i pozostawia zwierzę do rekonwalescencji.Następnie można badać mysz w celu oceny zmian w funkcji narządów, wzorcach komunikacji komórkowej oraz ekspresji genów za pomocą szeregu technik, takich jak cytometria przepływowa, hematologia, immunoblotting, immunohistochemia lub mikrozespół genowy. Główną zaletą tej techniki w porównaniu z istniejącymi metodami jest to, że ten model wstrząsu hemoragicznego o stałej objętości lub stałym ciśnieniu daje badaczowi możliwość kontrolowania stopnia wstrząsu przy jednoczesnym ciągłym monitorowaniu i dokładnym rejestrowaniu wahań fizjologicznych. Ta konkretna metoda wstrząsu hemoragicznego zwiększa zdolność badacza do studiowania i rozumienia funkcji immunologicznych w przygotowaniu do operacji.Upewnij się, że następujący sterylny sprzęt i materiały są pod ręką. Sześć szwów zerowych, patyczki bawełniane i aplikatory z gazą, przetworniki z kurek trójdrożnych, 18-calowe odcinki rurek PE 50 oraz 5-calowe odcinki rurek PE 10. Potrzebne będą następujące narzędzia chirurgiczne: kurki trójdrożne, strzykawka 1 cc, strzykawka 10 cc, igła 23 G, igła 30,5 G, mikronożyczki, pęseta precyzyjna, pakiet chirurgiczny, pęsety, kleszczyki hemostatyczne i nożyczki chirurgiczne.Dodatkowe materiały to roztwór Ringera z mleczanem oraz gaziki nasączone alkoholem. Tablica metalowa, pole sterylne, sterylne rękawiczki, Betadine, sterylna sól fizjologiczna, sól fizjologiczna z heparyną oraz środek do znieczulenia. W dniu operacji, mając na dłoniach sterylne rękawiczki, przygotować cewnik do pomiaru ciśnienia krwi w prawej nodze zwierzęcia.Chwyć obiema rękami środek sterylnego odcinka rurki PE 10 o długości five inch i rozciągnij go o około one inch, aby ułatwić wprowadzenie cewnika. Za pomocą sterylnych nożyczek przetnij rurkę na pół, nadając skośny kształt rozciągniętemu końcowi. Następnie wprowadź igłę 30 gauge do tępego końca nierozciągniętej rurki PE 10.Za pomocą gazika nasączonego alkoholem zdezynfekuj górną część sterylnej fiolki o pojemności 10 cc zawierającej heparynowany roztwór soli fizjologicznej. Napełnij strzykawkę o pojemności 1 cc od 0,6 do 0,7 centymetra sześciennego roztworu heparyny. Do końca trzech drożnych zaworu, naprzeciwko końcówki męskiej, przymocuj igłę o rozmiarze 30 G oraz kaniulę.Wypełnić igłę 30G w kraniku oraz rurkę PE roztworem heparyny, upewniając się, że nie ma pęcherzyków powietrza. Usuwać pęcherzyki powietrza poprzez opukiwanie, a następnie wyjąć igłę 30G z kranika trójdrożnego i odessać płyn z kranika z powrotem do strzykawki 1 cc, aby usunąć wszelkie pęcherzyki uwięzione w kraniku, po czym ponownie podłączyć igłę z dołączoną rurką. W strzykawce powinno pozostać około 0,1 cm³ mieszaniny.Aby przygotować cewnik do lustrzanego obrazowania lewej nogi, należy postępować zgodnie z opisaną wcześniej procedurą, pomijając etap instalacji kurka trójdrożnego. Najpierw przemyć worek z roztworem Ringera z mleczanem alkoholem. Następnie podłączyć sterylny przetwornik do aparatury do pomiaru ciśnienia tętniczego i częstotliwości akcji serca zgodnie ze specyfikacjami producenta.Następnie przymocuj trójdrożny kurek do obu końców przetwornika i połóż go płasko na blacie laboratoryjnym. Napełnij strzykawkę o pojemności 10 cc roztworem Ringerowi z mleczanem i podłącz ją do kurka trójdrożnego. Wsuń igłę o rozmiarze 23 G do obu końców 18-calowego odcinka sterylnej rurki PE 50.Przyłącz jeden koniec rurki PE do trójdrożnego zaworu z podłączoną strzykawką 10 cc. Następnie napełnij zestaw składający się z zaworu trójdrożnego i rurki PE 50 roztworem Ringera z mleczanem. Upewnij się, że wszystkie pęcherzyki powietrza zostały usunięte, tak jak wcześniej.Następnie ponownie podłącz kurka trójdrożnego do przetwornika i napełnij go. Drugi kurek trójdrożny napełnij roztworem Ringera z mleczanami. Na koniec przymocuj metalowy kurek z dwoma złączami typu male Luer lock do igły 23 G drenu PE 50, aby móc podłączyć go do cewnika lustrzanego w prawej nodze.Instrumenty są teraz gotowe do użycia w procedurach chirurgicznych i eksperymentalnych polegających na preparowaniu i kaniulacji naczyń krwionośnych myszy w celu przygotowania do indukcji wstrząsu. Rozpocznij od umieszczenia myszy znieczulonej pentobarbitalem sodu na metalowej płytce chirurgicznej. W pozycji na plecach unieruchom zwierzę techniką luźnych pętli z taśmy, która polega na luźnym owinięciu cienkich pasków taśmy wokół każdej kończyny poniżej stawu i przyklejeniu ich do płytki. Używając maszynki do strzyżenia Oster 5 z ostrzem nr 40, ogól brzuch oraz obszary pachwinowe zwierzęcia.Następnie za pomocą gazy przemyć obszar Betadyną i alkoholem w celu jego sterylizacji. Na nos myszy nałożyć stożek nosowy z jednym centymetrem sześciennym fluoranu. Gdy częstotliwość oddechów zwierzęcia zacznie spadać, sprawdzić głębokość anestezji, wykorzystując odruch wycofania kończyny.Przez cały czas trwania procedury należy umieścić na zwierzęciu sterylny opatrunek polowy, aby pomóc w zachowaniu sterylności. Następnie należy wykonać małe nacięcie skóry o długości od czterech do pięciu milimetrów, równolegle do lewego mięśnia skośnego wewnętrznego brzucha oraz lewego mięśnia poprzecznego brzucha, uważając, aby nie uszkodzić otaczających mięśni ani nie dotknąć nerwów.Użyj pęsety Dumont, aby chwycić tkankę w miejscu połączenia brzusznego i oddzielić tkankę tłuszczową od mięśni skośnych i poprzecznych brzucha. Używając drugiej pary pęset tępych, wykonaj rozwarstwienie wzdłuż mięśni brzucha, usuwając powięź i tkankę tłuszczową. Bezpośrednio pod tą tkanką tłuszczową znajdują się żyła i tętnica udowa oraz nerw udowy; wypreparuj nerw udowy, chwytając przylegającą do niego tkankę tłuszczową, uważając, aby go nie dotknąć.Odciągnij tę tkankę bocznie od żyły i tętnicy. Nerw zatopiony w tej tkance zostanie odsłonięty podczas odciągania go bocznie. Przystaw drugą pęsetę Dumonta do tętnicy, a następnie otwórz i zamknij jej ramiona.Należy rozdzielić powięź metodą tępą. Naczynia znajdują się bardzo powierzchownie, dlatego trzeba uważać, aby nie uszkodzić leżących głębiej mięśni. Po odseparowaniu nerwu należy przymknąć pęsetę Dumont i wsunąć ją grzbietowo względem naczyń.Gdy końcówka pęsety Dumont pojawi się po przeciwnej stronie żyły, rozchyl ją, aby przeprowadzić tępe rozcięcie powięzi. Trzymaj pęsetę grzbietowo w stosunku do naczynia i chwyć pierwszy szew. Następnie wycofaj szew przez otwór utworzony między naczyniami a leżącymi pod nimi mięśniami.Wykonaj łącznie 3-6 szwów wokół miejsca zespolenia żyły i tętnicy. Jeden szew powinien znajdować się najbliżej węzła wiążącego mięśnie brzuszne, jednak należy go pozostawić luźno i zacisnąć kleszczykami hemostatycznymi. Wklęsła krawędź kleszczyków powinna opierać się o jamę brzuszną zwierzęcia.Szew drugi znajduje się w położeniu najbardziej dystalnym. Należy go natychmiast zawiązać, aby podwiązać naczynia, i zacisnąć kleszczykami hemostatycznymi stroną wklęsłą do dołu; szwy dystalny i proksymalny służą do odciągania naczyń w bok w celu zapobiegania utracie krwi oraz do ich lekkiego uniesienia, aby ułatwić wprowadzenie cewnika. Szew trzeci należy umieścić pomiędzy szwami dystalnym i proksymalnym.Aby zapewnić stabilizację cewnika, zawiąż luźny węzeł, który posłuży do zabezpieczenia cewnika wewnątrz naczynia po wprowadzeniu. Po zabezpieczeniu szwów zidentyfikuj tętnicę po grubej ścianie naczynia i białym kolorze. Za pomocą mikronozycysek wykonaj małe nacięcie na górnej części tętnicy, blisko dystalnego szwu, tak aby pozostał wystarczający odcinek tętnicy dla początkowego wprowadzenia cewnika.Wprowadź jeden koniec pęsety Dumont do światła naczynia tętniczego i zaciśnij ją na ścianie naczynia, aby otworzyć otwór, jednocześnie przytrzymując ścianę tętnicy. Wsuń cewnik do światła, naciągając ścianę naczynia na cewnik. Delikatnie zawiąż środkowy szew stabilizujący, aby utrzymać cewnik na miejscu.Następnie zwolnić proksymalną kleszczyki hemostatyczne, aby poluzować proksymalny szew i ponownie otworzyć wiązanie wokół naczyń. W tym momencie ciśnienie tętnicze powinno wypchnąć krew z powrotem do cewnika. W cewniku powinna być widoczna pulsująca krew.Przytrzymaj naczynia wokół cewnika jedną ręką i za pomocą drugiej przesuń cewnik do wnętrza naczynia. Od czterech do pięciu milimetrów. Końcówka cewnika powinna spoczywać tuż pod mięśniami skośnymi wewnętrznymi brzucha i mięśniami poprzecznymi brzucha.Podłącz zwierzę do analizatora BPA 400 i przepłucz linie tętnicze. Wprowadź jedną lub dwie krople jałowej soli fizjologicznej do otworu chirurgicznego, aby utrzymać wilgotność otaczających tkanek podczas procedur indukcji wstrząsu krwotocznego i resuscytacji. Rozpocznij od umieszczenia znieczulonej myszy pod lampą oraz na krążącej podkładce grzewczej, aby pomóc w utrzymaniu temperatury od 36 do 37 °C.Następnie, używając strzykawki, pobierz około połowy objętości krwi myszy w ciągu 15 minut, aby uzyskać średnie ciśnienie tętnicze od 28 do 32 mmHg. Po 1,5 do 3 godzin przeprowadź reanimację zwierzęcia, stosując pompę strzykawkową do podania roztworu Ringer-mleczan w ilości trzykrotnie większej niż objętość utraconej krwi, ze stałą prędkością w ciągu 15 minut. Po reanimacji zwierzęcia usuń cewnik i podwiąż naczynia.Używając trzech szwów, wyciągnij cewnik tuż za proksymalny szew, a następnie całkowicie zawiąż ten szew, aby zapobiec utracie krwi. Przepływ oboczny zapobiega wystąpieniu niedokrwienia kończyn tylnych. Na koniec zaszyj oba otwory w kończynach tylnych, używając sterylnej nici PDSI 4-0.Szyję ranę. Usuwam luźną pętlę taśmy i umieszczam zwierzę w czystej klatce, która przez kilka godzin znajduje się na cyrkulacyjnej podgrzewaczce. Po rekonwalescencji.Ten schemat przedstawia ogólny przebieg procedury wstrząsu krwotocznego. Po obustronnej kaniulacji i wstępnym podłączeniu do monitora ciśnienia tętniczego, przez pięć minut rejestrowane jest ciśnienie wyjściowe. Po uzyskaniu wiarygodnego odczytu ciśnienia tętniczego następuje indukcja wstrząsu poprzez odsysanie krwi z cewnika udowego do momentu uzyskania ciśnienia tętniczego na poziomie 28 ± 2 mmHg; odsysanie krwi powinno trwać 15 minut.Po wywołaniu wstrząsu następuje dwu i półgodzinny okres wstrząsu, podczas którego stale monitoruje się ciśnienie krwi. Po okresie wstrząsu przeprowadzana jest kontrolowana reanimacja z użyciem pompy strzykawkowej, która wprowadza do organizmu zwierzęcia objętość płynu równą trzykrotności utraconej krwi. Na koniec zwierzę zostaje ponownie podłączone do monitorów ciśnienia krwi w celu przeprowadzenia kolejnej oceny wartości bazowej.Trwa to przez około pięć do 10 minut. Rysunek ten przedstawia odpowiedzi pro- i przeciwzapalne związane z wstrząsem krwotocznym. Dochodzi do burzy cytokinowej, w której cytokiny pro- i przeciwzapalne, wraz z makrofagami, limfocytami T i wieloma innymi reakcjami fizjologicznymi, oddziałują w pętli sprzężenia zwrotnego w próbie przywrócenia organizmu do stanu homeostazy i naprawy organów z niedoborem tlenu.Ta reprezentacja graficzna przedstawia funkcję wątroby u myszy typu dzikiego poddanych wstrząsowi krwotocznemu w dwóch punktach czasowych w porównaniu z myszami w grupie sham; na wykresie A przedstawiono poziom aminotransferazy alaninowej (ALT), a na wykresie B poziom aminotransferazy asparaginianowej (AST). Enzymy wątrobowe zmierzono w osoczu krwi przy użyciu analizatora chemii krwi. Te obrazy z mikroskopii fluorescencyjnej przedstawiają tkankę płuc u myszy typu dzikiego poddanych wstrząsowi krwotocznemu oraz u myszy kontrolnych.Barwienie aktyny pokazano na kolor zielony i kropkowany. Barwienie jądra komórkowego pokazano na kolor niebieski. Ekspresja iNOS jest pokazana na kolor czerwony, co można tutaj zauważyć.Myszy w stanie wstrząsu krwotocznego wykazują wyraźną infiltrację iNOS, zaznaczoną kolorem czerwonym w nabłonku oskrzela i śródbłonku naczyniowym tkanki płucnej. Barwienie to nie występuje u myszy kontrolnych, u których przeprowadzono procedurę pozorowaną. Te mikrografie przedstawiają przekroje tkanki wątroby myszy poddanych wstrząsowi krwotocznemu oraz myszy kontrolnych, które utrwalono w paraformaldehydzie i zabarwiono hematoksyliną i eozyną.Przekrój tkanki pobranej od myszy poddanych wstrząsowi krwotocznemu wykazał obecność tkanki martwiczej w wyniku niedokrwienia i niedotlenienia, czego nie zaobserwowano u myszy poddanych procedurze pozorowanej. Przy stosowaniu tej techniki bardzo ważne jest, aby zachować cierpliwość i precyzję w technice chirurgicznej oraz podczas wywoływania krwotoku. Należy również pamiętać, że model ten można łączyć z innymi modelami urazowymi, takimi jak obustronne złamanie kości udowej, pseudo złamanie oraz urazy tkanek miękkich, w celu odpowiedzi na pytania dotyczące immunologii urazów wielonarządowych.

fixed-volume-or-fixed-pressure-a-murine-model-of-hemorrhagic-shock

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Objętość stała lub ciśnienie stałe: Muryny model wstrząsu krwotocznego

Opisano standaryzowany mysi model krwotoku podpajęczynówkowego za pomocą wewnątrzświetlnego koła perforacji Willisa. Perforacja naczynia i krwawienie podpajęczynówkowe są monitorowane za pomocą monitorowania ciśnienia śródczaszkowego. Ponadto rejestrowane i kontrolowane są różne parametry życiowe w celu utrzymania warunków fizjologicznych.

Mysi model krwotoku podpajęczynówkowego

Niekontrolowany krwotok, ważna przyczyna śmiertelności wśród pacjentów po urazach, może być modelowany za pomocą standardowego uszkodzenia wątroby w modelu mysim. Model ten skutkuje konsekwentną utratą krwi, przeżywalnością i pozwala na testowanie środków hemostatycznych. Ten artykuł zawiera krok po kroku proces wykonywania tego cennego modelu.

Niekontrolowany wstrząs krwotoczny modelowany za pomocą uszkodzenia wątroby u myszy z monitorowaniem hemodynamicznym w czasie rzeczywistym

Celem tego artykułu jest przedstawienie metody, która pozwala na trójwymiarową rekonstrukcję drzewa naczyniowo-mózgowego u myszy po mikrotomografii komputerowej i określeniu objętości całych segmentów naczynia, które mogą być użyte do ilościowego określenia skurczu naczyń mózgowych w mysich modelach krwotoku podpajęczynówkowego.

Wolumetryczna metoda ilościowego oznaczania skurczu naczyń mózgowych w mysim modelu krwotoku podpajęczynówkowego

Tutaj prezentujemy protokół demonstrujący model wstrząsu krwotocznego u świń, który wykorzystuje okluzję aorty jako pomost do ostatecznej opieki w przypadku urazu. Model ten ma zastosowanie w testowaniu szerokiego zakresu chirurgicznych i farmakologicznych strategii terapeutycznych.

Całkowita i częściowa niedrożność aorty w leczeniu wstrząsu krwotocznego u świń

Wstrząs krwotoczny jest poważnym powikłaniem u poważnie rannych pacjentów, co prowadzi do zagrażającego życiu niedoboru tlenu. Przedstawiamy znormalizowaną metodę wywoływania wstrząsu krwotocznego poprzez pobranie krwi u świń, która jest kierowana przez hemodynamikę i mikrokrążeniowe natlenienie mózgu.

Standaryzowana indukcja wstrząsu krwotocznego prowadzona za pomocą oksymetrii mózgowej i rozszerzonego monitorowania hemodynamicznego u świń

Monitorowanie ciśnienia śródczaszkowego w modelach gryzoni nieurazowego krwotoku śródkomorowego nie jest powszechne w obecnej literaturze. W niniejszym artykule demonstrujemy technikę pomiaru ciśnienia śródczaszkowego, średniego ciśnienia tętniczego i ciśnienia perfuzji mózgowej podczas krwotoku śródkomorowego w modelu zwierzęcym szczura.

Monitorowanie ciśnienia śródczaszkowego w nieurazowym modelu gryzoni z krwotokiem dokomorowym

Ten artykuł ma na celu dostarczenie badaczom szczegółowego i przystępnego przewodnika, jak skonfigurować model wstrząsu krwotocznego u niemowląt świń.

Opis modelu wstrząsu krwotocznego o kontrolowanej objętości u niemowląt świń

Wstrząs krwotoczny zabija co roku 1,9 miliona ludzi na całym świecie. Małe zwierzęta są często wykorzystywane jako modele wstrząsu krwotocznego, ale wiążą się z problemami standaryzacji, odtwarzalności i znaczenia klinicznego, co ogranicza ich znaczenie. W artykule opisano opracowanie nowego, klinicznie istotnego modelu wstrząsu krwotocznego u szczurów.

Opracowanie klinicznie istotnego modelu wstrząsu krwotocznego u szczurów

To badanie przedstawia hybrydowy model ilościowy krwotoku ze skrzyżowania pachowego u świń, poprawiając ocenę przedszpitalnej interwencji hemostatycznej.

Nowy hybrydowy model oceny ilościowej krwotoku ze skrzyżowania pachowego u świń

Tutaj prezentujemy protokół prostego i wiarygodnego pomiaru krzywej ciśnienia i objętości płuc u myszy, pokazując, że jest ona wystarczająco czuła, aby wykryć fenotypowe zmiany miąższowe w dwóch powszechnych patologiach płuc, zwłóknieniu płuc i rozedmie płuc. Ta metryka zapewnia sposób na ilościowe określenie zmian strukturalnych płuc wraz z rozwijającą się patologią.

Pomiar krzywej ciśnienie-objętość w płucach myszy

Poznaj model wstrząsu krwotocznego u myszy do badania odpowiedzi immunologicznych i funkcji narządów po urazie. Metoda umożliwia kontrolowane monitorowanie zmian fizjologicznych w czasie eksperymentu.

Stała objętość czy stałe ciśnienie: mysi model wstrząsu krwotocznego

Przeglądaj więcej filmów