Name: Pseudozłamanie: model ostrego urazu tkanki obwodowej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-04-18T11:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 8 s
Description: Poznaj model pseudozłamania do badania odpowiedzi immunologicznej po urazie mięśniowo-szkieletowym u myszy. Technika umożliwia długoterminową obserwację bez konieczności złożonej osteosyntezy.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Źródło finansowania /Numer Molecular Biology of Hemorrhagic Shock GM053789

<ol><li>DeCamp, M. M., Demling, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Posttraumatic+multisystem+organ+failure%5BTitle%5D)+AND+%22JAMA%22%5BJournal%5D)">Posttraumatic multisystem organ failure.</a> JAMA. 260, 530-534 (1988).</li>
<li>Deitch, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiple+organ+failure.+Pathophysiology+and+potential+future+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Surg%22%5BJournal%5D)">Multiple organ failure. Pathophysiology and potential future therapy.</a> Ann Surg. 216, 117-134 (1992).</li>
<li>Carrico, C. J., Meakins, J. L., Marshall, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiple+organ+failure+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Surg%22%5BJournal%5D)">Multiple organ failure syndrome.</a> Arch Surg. 121, 196-208 (1986).</li>
<li>Hauser, C. J., Joshi, P., Jones, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Suppression+of+natural+killer+cell+activity+in+patients+with+fracture%2Fsoft+tissue+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Surg%22%5BJournal%5D)">Suppression of natural killer cell activity in patients with fracture/soft tissue injury.</a> Arch Surg. 132, 1326-1330 (1997).</li>
<li>Faist, E., Baue, A. E., Dittmer, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiple+organ+failure+in+polytrauma+patients%5BTitle%5D)+AND+%22J+Trauma%22%5BJournal%5D)">Multiple organ failure in polytrauma patients.</a> J Trauma. 23, 775-787 (1983).</li>
<li>Baker, C. C., Oppenheimer, L., Stephens, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epidemiology+of+trauma+deaths%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Surg%22%5BJournal%5D)">Epidemiology of trauma deaths.</a> Am J Surg. 140, 144-150 (1980).</li>
<li>Faist, E., Kupper, T. S., Bakeer, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Depression+of+cellular+immunity+after+major+injury+its+association+with+posttraumatic+complications+and+its+reversal+with+immunomodulation%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Surg%22%5BJournal%5D)">Depression of cellular immunity after major injury its association with posttraumatic complications and its reversal with immunomodulation.</a> Arch Surg. 121, 1000-1005 (1986).</li>
<li>Lenz, A., Franklin, G. A., Cheadle, W. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systemic+inflammation+after+trauma%5BTitle%5D)+AND+%22Injury%22%5BJournal%5D)">Systemic inflammation after trauma.</a> Injury. 38, 1336-1345 (2007).</li>
<li>Flohe, S., Flohe, S. B., Schade, F. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immune+response+of+severely+injured+patients--influence+of+surgical+intervention+and+therapeutic+impact%5BTitle%5D)+AND+%22Lang+Arch+Surg%22%5BJournal%5D)">Immune response of severely injured patients--influence of surgical intervention and therapeutic impact.</a> Lang Arch Surg. 392, 639-648 (2007).</li>
<li>Ayala, A., Wang, P., Ba, Z. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+alterations+in+plasma+IL-6+and+TNF+levels+after+trauma+and+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Differential alterations in plasma IL-6 and TNF levels after trauma and hemorrhage.</a> Am J Physiol. 260, R167-R171 (1991).</li>
<li>Kalicke, T., Schlegel, U., Printzen, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+a+standardized+closed+soft+tissue+trauma+on+resistance+to+local+infection.+An+experimental+study+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Ortho+Res%22%5BJournal%5D)">Influence of a standardized closed soft tissue trauma on resistance to local infection. An experimental study in rats.</a> J Ortho Res. 21, 373-378 (2003).</li>
<li>Kobbe, P., Vodovotz, Y., Kaczorowski, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+fracture+associated+soft+tissue+injury+in+the+induction+of+sytemic+inflammation+and+remote+organ+dysfunction+after+bilateral+femur+fracture%5BTitle%5D)+AND+%22J+Ortho+Trauma%22%5BJournal%5D)">The role of fracture associated soft tissue injury in the induction of sytemic inflammation and remote organ dysfunction after bilateral femur fracture.</a> J Ortho Trauma. 22, 385-390 (2008).</li>
<li>Kobbe, P., Vodovotz, Y., Kaczorwoski, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pattern+of+cytokine+release+and+evolution+of+remote+organ+dysfunction+after+bilateral+femur+fracture%5BTitle%5D)+AND+%22Shock%22%5BJournal%5D)">Pattern of cytokine release and evolution of remote organ dysfunction after bilateral femur fracture.</a> Shock. 30, 43-47 (2008).</li>
<li>Flohe, S. B., Flohe, S., Schade, F. U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deterioration+of+the+immune+system+after+trauma%3A+signals+and+cellular+mechanisms%5BTitle%5D)+AND+%22Inn.+Immun%22%5BJournal%5D)">Deterioration of the immune system after trauma: signals and cellular mechanisms.</a> Inn. Immun. 14, 333-344 (2008).</li>
<li>Maier, B., LeFering, R., Lhenert, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+versus+late+onset+of+multiple+organ+failure+is+associated+with+differing+patterns+of+plasma+cytokine+biomarker+expression+and+outcome+after+severe+trauma%5BTitle%5D)+AND+%22Shock%22%5BJournal%5D)">Early versus late onset of multiple organ failure is associated with differing patterns of plasma cytokine biomarker expression and outcome after severe trauma.</a> Shock. 28, 668-674 (2007).</li>
<li>Mestas, J., Hughes, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Of+mice+not+men%3A+differences+between+mouse+and+human+immunology%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Of mice not men: differences between mouse and human immunology.</a> J. Immunol. 172, 2731-2738 (2004).</li>
<li>Hoth, J. J., Wells, J. D., Brownlee, N. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Toll+like+receptor+4-dependent+responses+to+lung+injury+in+a+murine+model+of+pulmonary+contusion%5BTitle%5D)+AND+%22Shock%22%5BJournal%5D)">Toll like receptor 4-dependent responses to lung injury in a murine model of pulmonary contusion.</a> Shock. 31, 376-381 (2009).</li>
<li>Matsutani, T., Samy, A. nantha, Rue, T. S., W, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transgenic+prolactin-%2F-+mice%3A+effect+of+trauma-hemorrhage+on+splenocyte+functions%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Cell+Physiol%22%5BJournal%5D)">Transgenic prolactin-/- mice: effect of trauma-hemorrhage on splenocyte functions.</a> Am J Physiol Cell Physiol. 288, 1109-1116 (2005).</li>
<li>Matsutani, T., Samy, A. nantha, Kang, T. S., S-C, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+genetic+background+influences+severity+of+immune+responses+following+trauma-hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Cytokine%22%5BJournal%5D)">Mouse genetic background influences severity of immune responses following trauma-hemorrhage.</a> Cytokine. 30, 168-117 (2005).</li>
<li>Tsukamoto, T., Pape, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+for+trauma+research%3A+What+are+the+options%5BTitle%5D)+AND+%22Shock%22%5BJournal%5D)">Animal models for trauma research: What are the options.</a> Shock. 31, 3-10 (2008).</li>
<li>DeMaria, E. J., Pellicane, J. V., Lee, R. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hemorrhagic+shock+in+endotoxin+resistant+mice+%3A+Improved+survival+unrelated+to+deficient+production+of+tumor+necrosis+factor%5BTitle%5D)+AND+%22J+Trauma%22%5BJournal%5D)">Hemorrhagic shock in endotoxin resistant mice : Improved survival unrelated to deficient production of tumor necrosis factor.</a> J Trauma. 35, 720-724 (1993).</li>
<li>Jamsa, T., Jalovaara, P., Peng, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+three-point+bending+test+and+peripheral+quantitative+computed+tomography+analysis+in+the+evaluation+of+the+strength+of+mouse+femur%5BTitle%5D)+AND+%22Bone%22%5BJournal%5D)">Comparison of three-point bending test and peripheral quantitative computed tomography analysis in the evaluation of the strength of mouse femur.</a> Bone. 23, 155-161 (1998).</li>
<li>Bounarens, F., Einhorn, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Production+of+a+standard+closed+fracture+in+laboratory+animal+bone%5BTitle%5D)+AND+%22J+Ortho+Res%22%5BJournal%5D)">Production of a standard closed fracture in laboratory animal bone.</a> J Ortho Res. 2, 97-101 (1984).</li>
<li>Holstein, J. H., Menger, M. D., Culemann, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+locking+femur+nail+for+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomech%22%5BJournal%5D)">Development of a locking femur nail for mice.</a> J Biomech. 40, 215-219 (2007).</li>
<li>Holstein, J. H., Garcia, P., Histing, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advances+in+the+establishment+of+defined+mouse+models+for+the+study+of+fracture+healing+and+bone+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Trauma%22%5BJournal%5D)">Advances in the establishment of defined mouse models for the study of fracture healing and bone regeneration.</a> J Orthop Trauma. 23, Suppl 5. S31-S38 (2009).</li>
<li>Histing, T., Garcia, P., Matthys, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+internal+locking+plate+to+study+intramembranous+bone+healing+in+a+mouse+femur+fracture+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Research%22%5BJournal%5D)">An internal locking plate to study intramembranous bone healing in a mouse femur fracture model.</a> J Orthop Research. 28, 397-402 Forthcoming.</li>
<li>Manigrasso, M. B., O'Connor, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+a+closed+femur+fracture+model+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Ortho+Trauma%22%5BJournal%5D)">Characterization of a closed femur fracture model in mice.</a> J Ortho Trauma. 18, 687-695 (2004).</li>
<li>Mark, H., Bergholm, J., Nilsson, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+external+fixation+method+and+device+to+study+fracture+healing+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Orthop+Scand%22%5BJournal%5D)">An external fixation method and device to study fracture healing in rats.</a> Acta Orthop Scand. 74, 476-487 (2003).</li>
<li>Bhandari, M., Shanghnessy, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+minimally+invasive+percutaneous+technique+of+intramedullary+nail+insertion+in+an+animal+model+of+fracture+healing%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Orthop+Trauma+Surg%22%5BJournal%5D)">A minimally invasive percutaneous technique of intramedullary nail insertion in an animal model of fracture healing.</a> Arch Orthop Trauma Surg. 121, 591-593 (2001).</li>
<li>Sonanis, S. V., Lampard, A. L., Kamat, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+technique+to+remove+a+bent+femoral+intramedullary+nail+and+broken+interlocking+screw%5BTitle%5D)+AND+%22J+Trauma%22%5BJournal%5D)">A simple technique to remove a bent femoral intramedullary nail and broken interlocking screw.</a> J Trauma. 63, 435-438 (2007).</li>
<li>Kobbe, P., Kaczorwoski, D. J., Vodovotz, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Local+exposure+of+bone+components+to+injured+soft+tissue+induces+Toll-like+receptor+4-dependent+systemic+inflammation+with+acute+lung+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Shock%22%5BJournal%5D)">Local exposure of bone components to injured soft tissue induces Toll-like receptor 4-dependent systemic inflammation with acute lung injury.</a> Shock. 30, 686-691 (2008).</li>
<li>Bumann, M., Henke, T., Gerngross, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+haemorrhagic+shock+on+fracture+healing%5BTitle%5D)+AND+%22Lang+Arch+Surg%22%5BJournal%5D)">Influence of haemorrhagic shock on fracture healing.</a> Lang Arch Surg. 388, 331-338 (2003).</li>
<li>Santry, H. P., Alam, H. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluid+resuscitation%3A+past%2C+present%2C+and+the+future%5BTitle%5D)+AND+%22Shock%22%5BJournal%5D)">Fluid resuscitation: past, present, and the future.</a> Shock. 33, 229-241 (2010).</li>
<li>Hierholzer, C., Billiar, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+mechanisms+in+the+early+phase+of+hemorrhagic+shock%5BTitle%5D)+AND+%22Lang+Arch+Surg%22%5BJournal%5D)">Molecular mechanisms in the early phase of hemorrhagic shock.</a> Lang Arch Surg. 386, 302-308 (2001).</li>
<li>Chaudry, I., Ayala, A., Ertel, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hemorrhage+and+resuscitation%3A+immunological+aspects%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Hemorrhage and resuscitation: immunological aspects.</a> Am J Physiol. 259, 63-678 (1990).</li>
<li>Kawasaki, T., Hubbard, W. J., Choudhry, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Trauma-hemorrhage+induces+depressed+splenic+dendritic+cell+functions+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunol%22%5BJournal%5D)">Trauma-hemorrhage induces depressed splenic dendritic cell functions in mice.</a> J Immunol. 177, 4514-4520 (2006).</li>
<li>Kohut, L., Darwiche, S. S., Frank, A. M., Brumfield, J. M., Billiar, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fixed+volume+or+Fixed+Pressure%3A+A+Murine+Model+of+Hemorrhgaic+Shock%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Fixed volume or Fixed Pressure: A Murine Model of Hemorrhgaic Shock.</a> J Vis Exp. , (2010).</li>
<li>Menzel, C. L., Pfeifer, R., Darwiche, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Models+of+lower+extremity+damage+in+mice%3A+time+course+of+organ+damage+and+immune+response%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Models of lower extremity damage in mice: time course of organ damage and immune response.</a> J Surg Res. 166, e149-e156 (2011).</li>
<li>Pfeifer, R., Kobbe, P., Darwiche, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+hemorrhage+in+the+induction+of+systemic+inflammation+and+remote+organ+damage%3A+Analysis+of+combined+pseudo-fracture+and+hemorrhagic+shock%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Res%22%5BJournal%5D)">Role of hemorrhage in the induction of systemic inflammation and remote organ damage: Analysis of combined pseudo-fracture and hemorrhagic shock.</a> J Orthop Res. 29, 270-274 (2011).</li>
</ol>

Doświadczenia na zwierzętach przeprowadzono zgodnie z wytycznymi i regulacjami ustalonymi przez Institutional Animal Care and Use Committee oraz Research Conduct and Compliance Office Uniwersytetu w Pittsburghu, który jest instytucją akredytowaną przez AALAS/AAALAC. Zwierzęta pochodziły z Jackson Laboratories oraz Charles Rivers Laboratories. Wszystkie zwierzęta poddano szczegółowej kontroli stanu zdrowia przez dostawców, a także wewnętrznym programom monitorowania zdrowia zwierząt Uniwersytetu w Pittsburghu. Badania te są prowadzone zgodnie z zasadami rządu USA dotyczącymi wykorzystania kręgowców. Program jest zarejestrowany w USDA i posiada list zapewnienia (letter of assurance) wystawiony przez Public Health Service Office of Laboratory Animal Welfare.

Pseudozłamanie, odtwarzalny mysi model jałowej urazy mięśniowo-szkieletowej, umożliwia ocenę potraumatycznych odpowiedzi immunologicznych. Model pseudozłamania na poziomie immunologicznym naśladuje środowisko złamania kończyny poprzez odtworzenie cech złamania kości długiej: uszkodzone mięśnie i tkanki miękkie są eksponowane na uszkodzoną kość i szpik kostny bez łamania naturalnej kości.38,39 Po urazie w modelu pseudozłamania można zaobserwować dwufazową odpowiedź immunologiczną, która składa się z wczesnej od...

<table><tbody><tr><td>Podkład chirurgiczny w kolorze niebieskim</td><td>Fisher Scientific</td><td>50-7105</td><td></td></tr><tr><td>Sterylne opatrunki polowe</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9517505</td><td></td></tr><tr><td>Podgrzewacz cyrkulacyjny 18&quot;x26&quot;</td><td>Harvard Apparatus</td><td>py872-5272</td><td></td></tr><tr><td>Sterylizator koralikowy do narzędzi</td><td>VWR international</td><td>11156-002</td><td></td></tr><tr><td>Taca ze stali nierdzewnej 8&quot; x 11&quot;</td><td>VWR international</td><td>62687-049</td><td></td></tr><tr><td>Płyty z pleksiglasu (10x15x0,5 cm) </td><td>Warsztat mechaniczny University of Pittsburgh</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rolki taśmy 1&quot;</td><td>Corporate Express</td><td>MMM26001</td><td></td></tr><tr><td>probówka stożkowa 50 ml</td><td>Dowolny dostawca</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Słoiki z prostymi ściankami i szerokim otworem (używane jako nasadka stożka nosowego)</td><td>VWR international</td><td>159000-058</td><td></td></tr><tr><td>Maszynka do strzyżenia Oster A5 z nasadką nr 40</td><td>VWR international</td><td>10749-020</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki chirurgiczne (proste) &amp;#8211; 12 cm)</td><td>Fine Science Tools</td><td>14068-12</td><td></td></tr><tr><td>Kleszczyki hemostatyczne zakrzywione - 18 cm</td><td>Harvard Apparatus</td><td>81331718</td><td></td></tr><tr><td>Pinceta (końcówka 0,8 mm, zakrzywiona, 10 cm)</td><td>Fine Science Tools</td><td>11050-10</td><td></td></tr><tr><td>Gaza 4&quot;x4&quot;</td><td>Dowolny dostawca</td><td></td><td></td></tr><tr><td>probówka do mikrowirówki 1,5 ml</td><td>Dowolny dostawca</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kubełek z lodem</td><td>Dowolny dostawca</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Moździerz i tłuczek </td><td>Fisher Scientific</td><td>12-961AA</td><td></td></tr><tr><td>strzykawka 1 cm³ z igłą 25G</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-826-88</td><td></td></tr><tr><td>igła 20G</td><td>Dowolny dostawca</td><td></td><td></td></tr><tr><td>pipetka automatyczna 1 ml</td><td>Dowolny dostawca</td><td></td><td></td></tr><tr><td>końcówki do pipety 1 ml</td><td>Dowolny dostawca</td><td></td><td></td></tr><tr><td>probówki polistyrenowe Falcon 8 ml </td><td>VWR international</td><td>60819-331</td><td></td></tr><tr><td>Worek do sterylizacji 3&quot;x8&quot;</td><td>VWR international</td><td>24008</td><td></td></tr><tr><td>Worek do sterylizacji 5&quot;x10&quot;</td><td>VWR international</td><td>24010</td><td></td></tr><tr><td>płytka z agarem MacConkey II</td><td>BD Biosciences</td><td>221172</td><td></td></tr><tr><td>Alkohol etylowy – 100% </td><td>Pharmco-AAPER</td><td></td><td>[70%]</td></tr><tr><td>Pentobarbital sodowy (roztwór Nembutol Sodium)</td><td>OVATION Pharmaceuticals</td><td></td><td>70 mg/kg</td></tr><tr><td>Aerrane (izofluran)</td><td>Baxter International Inc.</td><td></td><td>99.9%</td></tr><tr><td>Powididyna jodowa Triadine (Betadine)</td><td>Wyroby jednorazowe Triad</td><td></td><td></td></tr><tr><td>bufor fosforanowo-solny (PBS)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Chlorowodorek buprenorfiny</td><td>Bedford Laboratories</td><td></td><td>0,1 mg/kg</td></tr></tbody></table>

pseudozłamanie: model ostrego urazu tkanek obwodowych

Pseudofracture: An Acute Peripheral Tissue Trauma Model

Po urazie występuje wczesna, nadreaktywna odpowiedź zapalna, która może prowadzić do wielonarządowej niewydolności i wysokiej śmiertelności u pacjentów z urazami; odpowiedzi tej często towarzyszy opóźniona immunosupresja, która powoduje kliniczne powikłania w postaci infekcji i może również zwiększyć śmiertelność.1-9 W wielu badaniach zaczęto oceniać te zmiany w reaktywności układu odpornościowego po urazie.10-15 
Badania immunologiczne są w dużym stopniu wspierane przez szeroką gamę dostępnych myszy transgenicznych i nokautowych do modelowania in vivo; szczepy te pomagają w szczegółowych badaniach nad oceną szlaków molekularnych zaangażowanych w odpowiedzi immunologiczne.16-21
Wyzwaniem w eksperymentalnym modelowaniu urazów u myszy są badania długoterminowe, ponieważ techniki stabilizacji złamań u tych zwierząt mogą być złożone i trudne do odtworzenia.22-30
Ten model pseudozłamania, będący łatwo powtarzalnym modelem urazu, pozwala pokonać te trudności poprzez immunologiczne naśladowanie środowiska złamania kończyny, umożliwiając jednocześnie zwierzętom swobodę ruchów oraz długoterminowe przeżycie bez konieczności ciągłego i przedłużonego stosowania znieczulenia. Celem jest odtworzenie cech złamania kości długiej; uszkodzone mięśnie i tkanki miękkie są eksponowane na uszkodzoną kość i szpik kostny bez konieczności łamania natywnej kości.
Model pseudozłamania składa się z dwóch etapów: obustronnego zmiażdżenia mięśni kończyn tylnych, a następnie wstrzyknięcia roztworu kostnego do tych uszkodzonych mięśni. Roztwór kostny przygotowuje się poprzez pobranie kości długich z obu kończyn tylnych syngeneicznego dawcy o zbliżonym wieku i masie ciała. Kości te są następnie miażdżone i resuspensowane w roztworze soli fizjologicznej z buforem fosforanowym w celu otrzymania roztworu kostnego.
Obustronne złamanie kości udowej jest powszechnie stosowanym i dobrze opracowanym modelem urazu kończyn, który służył jako model porównawczy podczas opracowywania modelu pseudozłamania. spośród wielu dostępnych modeli złamań, w porównaniu do pseudozłamania wybraliśmy zamkniętą metodę złamania z urazem tkanek miękkich, ponieważ zależało nam na uzyskaniu sterylnego, a jednocześnie proporcjonalnie ciężkiego modelu urazu tkanek obwodowych. 31
Wstrząs krwotoczny jest częstym zjawiskiem w przebiegu ciężkich urazów, a globalna hipoperfuzja stanowi istotny element modelu urazowego. 32-36 Model pseudozłamania można łatwo połączyć z modelem wstrząsu krwotocznego, aby stworzyć model politraumy o wysokim stopniu ciężkości. 37

Pseudozłamanie, odtwarzalny mysi model sterylnego urazu układu mięśniowo-szkieletowego, umożliwia ocenę późnych odpowiedzi immunologicznych po urazie. Niniejszy artykuł opisuje krok po kroku wykonanie procedury tego modelu, w tym możliwość łączenia modeli eksperymentalnych w celu badania urazów wielonarządowych.

Pseudozłamanie: model ostrego urazu tkanek obwodowych

Po urazie występuje wczesna, nadreaktywna odpowiedź zapalna, która może prowadzić do wielonarządowej niewydolności oraz wysokiej śmiertelności u pacjentów po urazach; ...

W przypadku złamania kości długiej, takiej jak kość udowa lub piszczelowa, uszkodzone mięśnie i tkanki miękkie zostają wystawione na kontakt z odłamkami kości oraz szpikiem kostnym. Następnie dochodzi do silnej odpowiedzi immunologicznej, która wspomaga regenerację tkanek. Model do badania skutków takiej ekspozycji można stworzyć poprzez pobranie obu kości udowych i piszczeli.Od myszy dawcy. Kości są kruszone w celu przygotowania roztworu kostnego, który następnie jest wstrzykiwany do uszkodzonego uda myszy biorcy. Następnie monitoruje się odpowiedzi immunologiczne i ocenia uszkodzenia odległych narządów, aby zbadać długofalowe skutki urazu wywołanego złamaniem.Główną zaletą tej techniki w stosunku do istniejących metod urazów tkanek obwodowych, takich jak model obustronnego złamania kości udowej, jest to, że model ten, model pseudo-złamania, umożliwia długotrwałe przeżycie bez powikłań związanych z przedłużoną anestezją lub skomplikowanymi technikami stabilizacji złamań, a tym samym pozwala na badanie odpowiedzi immunologicznych w późnym okresie po urazie. Przed rozpoczęciem procedury należy przygotować następujące materiały: wiaderko z lodem, Betadynę, narzędzia chirurgiczne, kleszczyki hemostatyczne GRE, moździerz z tłuczkiem, pęsetę, igły 20 G, strzykawkę 1 cc, PBS, środki do anestezji oraz stożek nosowy do izofluranu. Pojedynczą, uśpioną osobę o odpowiadającym wieku i wadze.Mysz dawca z modyfikacją genetyczną powinna dostarczyć wystarczającą ilość materiału dla trzech biorców. Przytwierdź dawcę taśmą do płyty z pleksiglasu, upewniając się, że kończyny dolne są przyklejone wyłącznie w obrębie końców stóp. Ostrożnie ogol kończyny dolne.Następnie należy całkowicie pokryć je Betadine i alkoholem w celu zapewnienia sterylności, aby usunąć kości długie z kończyny dolnej. Wykonaj nacięcie chirurgiczne skóry w okolicy pachwinowej, a następnie kontynuuj nacinanie skóry wzdłuż kończyny aż do kostki; odsunie skórę i oddziel ją od powięzi podskórnej oraz mięśni, zarówno po stronie przyśrodkowej, jak i bocznej. Następnie wprowadź jedno ostrze nożyczek pod mięśnie położone przednio-bocznie w stosunku do piszczeli. Przesuwaj ostrze proksymalnie i dystalnie, aby czysto oddzielić mięśnie od leżącej pod nimi kości.Powtórz tę technikę na tylnej i przyśrodkowej stronie spodniej części piszczeli, aby oddzielić mięśnie znajdujące się pod piszczelą. Podczas przesuwania się dystalnie, w celu oddzielenia strzałki od piszczeli w proksymalnej części tych mięśni kończyny dolnej, należy użyć minimalnej dodatkowej siły po stronie tylnej. Przetnij ścięgna jak najbliżej ich przyczepów i odsunął mięśnie dystalnie, pociągając całą grupą mięśniową w dół; lekkie szarpnięcie uwolni przyczepy dystalne od stawu skokowego. Przetnij staw skokowy za pomocą nożyczek.Na tym etapie nie należy oddzielać kości piszczelowej od kości udowej; to połączenie zapewnia dodatkową dźwignię, która ułatwi oddzielenie kości udowej od stawu biodrowego. Zastosuj podobną technikę w celu uwolnienia mięśni z kości udowej. Wykonaj to od strony tylnej oraz, w razie potrzeby, zarówno od strony przyśrodkowej, jak i bocznej.Przetnij dystalne przyczepy tych grup mięśniowych, aby uwolnić je ze stawu kolanowego. Rozszerz nacięcie skóry w razie potrzeby, aby uzyskać odpowiednią ekspozycję, prowadząc je pod mięśniami. Aby wypreparować koniec kości udowej ze stawu biodrowego, wyjmij kość udową wraz z przytwierdzoną kością piszczelową z myszy dawcy i umieść je na sterylnej gazie.Rozdziel obie kości w stawie kolanowym, chwytając każdą z nich osobno i delikatnie skręcając lub obracjąc obie kości w przeciwnych kierunkach wzdłuż ich osi podłużnych. Aby usunąć pozostałe przyczepy ścięgniste z kości długich, owiń długość kości kawałkiem gazy o wymiarach 4x4. Mocno chwyć i kilkukrotnie przetrzyj całą długość kości, aby usunąć pozostałe tkanki z ich powierzchni.Umieść zebrane kości w sterylnej probówce mikrocentryfugowej o pojemności 1.5 ml na lodzie. Przenieś kości donora do dokładnie zdezynfekowanej komory z laminarnym przepływem powietrza. W celu przygotowania roztworu kostnego.Okap należy przygotować, wyposażając go w sterylną podkładkę, sterylną moździerz i tłuczek, sterylną pęsetę, sterylną probówkę o pojemności 8 ml, sterylną PBSA, pipetę 1 ml z odpowiednimi końcówkami, pipetę 100 µl z odpowiednimi końcówkami, strzykawki 1 ml oraz igły 20G. Używając pęsety, przenieść kości do moździerza i za pomocą tłuczka delikatnie je rozkruszyć. Odmierzyć pipetą 1 ml PBS do moździerza i kontynuować rozcieranie pozostałych fragmentów, wykonując koliste ruchy, aby zapewnić pełną resuspensję.Następnie dodaj kolejny 1 mL PBS i kontynuuj ucieranie w celu przygotowania roztworu kostnego, który powinien mieć różowy odcień. Powoli przelej roztwór z moździerza do probówki o pojemności 8 mL, upewniając się, że większe pozostałości pozostały w moździerzu. Przenieś roztwór kostny do strzykawki o pojemności 1 mL.Przy użyciu igły 20 G roztwór kostny powinien być przechowywany w lodzie. Należy nanieść pipetą 1 µL roztworu kostnego na płytkę z agarowym podłożem Mac, rozprowadzając go równomiernie po powierzchni. Płytkę należy inkubować przez 24 do 48 godzin w celu zapewnienia sterylności.Rozpocznij procedurę chirurgiczną w celu wstrzyknięcia roztworu w obszar uszkodzenia tkanek miękkich i kości, oceniając głębokość znieczulenia myszy znieczulonej pentobarbitalem poprzez ucisk palca u stopy. Umieść mysz w pozycji na plecach na płycie z pleksiglasu i unieruchom zwierzę, luźno owijając cienkimi paskami taśmy (stroną klejącą na zewnątrz) dystalne części każdej kończyny, używając trymera Oscar z ostrzem nr 40. Ogól brzuch, pachwiny oraz obszary ud zwierzęcia.Przenieś mysz na sterylne pole operacyjne. Przetrzyj obszar operacyjny Betadyną. Następnie przemyj go alkoholem w celu sterylizacji.Umieść na nosie myszy stożek zawierający kawałek gazy nasączony jednym mililitrem 99% isofluoranu. Gdy oddechy zwierzęcia zaczną zwalniać, zdejmij stożek. Jeśli w którymkolwiek momencie procedury będzie wymagana dodatkowa anestezja, można wstrzyknąć dodatkową dawkę pentobarbitalu lub podać isofluran.Następnie złóż sterylną gazę i przykryj nią mysz w taki sposób, aby odsłonić jedynie głowę oraz kończyny dolne. Ten model uszkodzenia tkanek miękkich polega na obustronnym zmiażdżeniu kończyn tylnych. Upewnij się, że mysz jest ułożona z kończynami tylnymi lekko odwiedzionymi i rotowanymi na zewnątrz.Ułatwia to dostęp do odpowiedniego mięśnia. Zgrupuj mięśnie zginacze kolana, aby wykonać uraz zmiażdżeniowy. Zaciśnij duży hemostatyk o długości 18 centimeter wokół mięśni tylnej części uda, w połowie długości kości udowej, tak aby wypukłość zakrzywienia była skierowana w stronę kości udowej. Zablokuj hemostatyk tylko jednym kliknięciem na 30 seconds.Wprowadzić igłę przez skórę na głębokość dwóch do trzech milimetrów, tak aby stożek igły ledwo dotykał kości udowej. Wstrzyknąć 0,15 ml roztworu kostnego w zmiażdżoną muskulaturę uda po każdej stronie. Wyjąć igłę i szybko przycisnąć miejsce wstrzyknięcia palcem w sterylnej rękawiczce, aby zapobiec cofaniu się roztworu kostnego z rany.Przytrzymaj ten palec w tej pozycji przez kilka sekund. Umieść mysz z powrotem w klatce i zapewnij jej pełną swobodę ruchów bezpośrednio po ustąpieniu działania znieczulenia. Odpowiednie leki przeciwbólowe muszą zostać podane w momencie budzenia się myszy.Ten ogólny schemat przedstawia dwufazową odpowiedź odpornościową po urazie w punkcie czasowym zero. Indukowany jest uraz. Następuje po nim wczesna reakcja hiperzapalna, której szczyt przypada na szóstą godzinę, a której miarą jest ocena systemowego stanu zapalnego oraz dysfunkcji narządów oddalonych.Drugim elementem pourazowej odpowiedzi immunologicznej jest opóźniona immunosupresja, mierzona dysfunkcją komórek odpornościowych, przedstawiona jako spadek około 48 godziny. Jest to reprezentatywny schemat odpowiedzi cytokin zapalnych w osoczu, która występuje wcześnie po urazie i stanowi przykład zapalenia systemowego. Stwierdzono również wzrost dysfunkcji organów oddalonych, mierzonej stopniem uszkodzenia wątroby, w podobnym przedziale czasowym.Ten reprezentatywny schemat służy jako przykład ilustrujący dysfunkcję komórek odpornościowych w późnej fazie po urazie. Podczas wykonywania tej procedury należy pamiętać o zachowaniu sterylności oraz precyzyjnej manipulacji przez cały czas trwania eksperymentu. Nie jest to model rzeczywistego złamania ani infekcji rany.

pseudofracture-an-acute-peripheral-tissue-trauma-model

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Pseudozłamanie: ostry model ostrego urazu obwodowych tkanek

Niniejszy artykuł opisuje metodę stabilizacji złamań kości długich opartą na zastosowaniu zmodyfikowanych zewnętrznych stabilizatorów Ilizarova 1-3. Po zastosowaniu stabilizatorów i wywołaniu urazu kostnego można oceniać proces gojenia, przeprowadzać osteogenezę dystrakcyjną lub tworzyć staw rzekomy bądź defekt o rozmiarze krytycznym w celu badania interwencji terapeutycznych.

Tworzenie sztywno stabilizowanych złamań do oceny kostnienia błonowego, osteogenezy dystrakcyjnej lub gojenia ubytków o rozmiarze krytycznym

Modele zwierzęce są często wykorzystywane do naśladowania poważnych uszkodzeń kości w badaniach biomedycznych. Ze względu na ich niewielkie rozmiary, ustalenie ustabilizowanych zmian kostnych u myszy wykracza poza możliwości większości grup badawczych. W tym artykule opisujemy prostą metodę ustalania i analizowania eksperymentalnych wad kości udowej u myszy.

Prosty model ubytku kości udowej o krytycznej wielkości u myszy

Ten protokół opisuje mysi model chirurgii ortopedycznej, który był używany do badania mechanizmów pooperacyjnego zapalenia nerwów i zmian w zachowaniu, a w połączeniu z parabiozą, do badania regeneracji tkanek podczas starzenia.

Mysi model chirurgii ortopedycznej do badania pooperacyjnych dysfunkcji poznawczych i regeneracji tkanek

Ten protokół opisuje minimalnie inwazyjną technikę osteosyntezy wykorzystującą śródszpikową do standaryzowanej stabilizacji złamań kości udowej, która może być wykorzystana do analizy endochrzęstnego gojenia kości u myszy.

Minimalnie inwazyjny model do analizy gojenia złamań śródchrzęstnych u myszy w standaryzowanych warunkach biomechanicznych

Model mysiego zamkniętego złamania kości udowej jest potężną platformą do badania gojenia złamań i nowatorskich strategii terapeutycznych przyspieszających regenerację kości. Celem tego protokołu chirurgicznego jest wygenerowanie jednostronnie zamkniętych złamań kości udowej u myszy za pomocą śródszpikowego pręta stalowego do stabilizacji kości udowej.

Generowanie zamkniętych złamań kości udowej u myszy: model do badania gojenia kości

Celem protokołu jest optymalizacja parametrów generowania pęknięć, aby uzyskać spójne złamania. Protokół ten uwzględnia różnice w wielkości i morfologii kości, które mogą występować między zwierzętami. Dodatkowo opisano ekonomiczny, regulowany aparat do łamania.

Projektowanie aparatury do pękania i optymalizacja protokołu dla złamań stabilizowanych metodą zamkniętą u gryzoni

Ten protokół opisuje metodę wykonywania złamań u dorosłych myszy i monitorowania procesu gojenia.

Złamanie poprzeczne kości udowej myszy ze sworzniem stabilizującym

Ten protokół opisuje procedurę chirurgiczną mającą na celu wykrycie złamania trzonu w kości udowej myszy, która jest stabilizowana drutem śródszpikowym, do badań nad gojeniem złamań.

Ustalenie modelu złamania kości udowej trzonu u myszy

Badanie innowacyjne łączy szwy i igły tytanowe do stabilnej wewnętrznej fiksacji w modelu złamania promieniowego szczura. Gojenje złamań oceniono za pomocą mikrotomografii komputerowej (mikro-CT), a neurony pierwotnego zwoja korzenia grzbietowego (DRG) zostały wyizolowane i hodowane do dalszych badań.

Opracowanie nowego modelu wewnętrznego fiksacji dla złamań promieniowych szczurów: ocena gojenia złamań i izolacja gangliów korzenia grzbietowego

W niniejszym filmie opisano sposób pomiaru CO2 u pacjentów intubowanych oraz oddychających spontanicznie. Główne wskazania kliniczne odnoszą się do sytuacji nagłych: (1) weryfikacja prawidłowego ułożenia rurki endotrachealnej; (2) uzyskanie normokapnii u pacjentów po urazach; (3) monitorowanie wentylacji w przypadku sedacji proceduralnej.

Pomiar wydychanego CO2 u pacjentów intubowanych lub oddychających spontanicznie w oddziale ratunkowym

Poznaj model pseudozłamania do badania odpowiedzi immunologicznej po urazie mięśniowo-szkieletowym u myszy. Technika umożliwia długoterminową obserwację bez konieczności złożonej osteosyntezy.

Pseudozłamanie: model ostrego urazu tkanek obwodowych

Przeglądaj więcej filmów