Name: Nagrania patch clamp z neuronów siatkówki myszy w dostosowanym do ciemności preparacie plasterków (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-09-12T19:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 38 s
Description: Naucz się techniki patch clamp w ciemno przystosowanych plasterkach siatkówki myszy. Metoda umożliwia rejestrację odpowiedzi elektrofizjologicznych neuronów siatkówki na bodźce świetlne LED.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Praca ta była wspierana przez grant NIH EY17606 (APS).

1. Przygotowanie elektrod
<ol>
<li>Przygotować elektrody pomiarową i odniesienia, zanurzając obie w 1M NaCl i przyłożając między nie napięcie 15V przy użyciu fali sinusoidalnej o częstotliwości 1 Hz przez ok. 20 s.</li>
<li>Wykonać elektrody pomiarowe za pomocą wyciągacza mikropipet (Sutter Instruments P-97). W przypadku pipet do techniki patch-clamp należy użyć szkła borokrzemianowego o średnicy zewnętrznej 1,2 mm i średnicy wewnętrznej 0,69 mm (Sutter Instruments, Cat#B120-69-10). Zmierzyć rezystancję szeregową przez końcówkę elektrody. Na podstawie wielkości komórek docelowych wybrać średnicę końcówki pipety; dla ciał komórek o średnicy ok. 20 μm zastosować ok. 5 MΩ, a dla ciał komórek o średnicy ok. 5 μm zastosować ok. 12 MΩ.</li>
<li>Przygotować elektrody uziemiające/odniesienia. Za pomocą strzykawki wypełnić krótki odcinek rurki polietylenowej (Intramedic, PE205) roztworem 1 mM NaCl zawierającym 3,5% Agaru (Sigma; Cat# A7002) w 1M NaCl. Umieścić ten mostek agarowy nad elektrodą odniesienia Ag/AgCl.</li>
</ol>
2. Przygotowywanie roztworów
<ol>
<li>Zewnętrzny roztwór kąpieli, pożywka Amesa zawierająca wodorowęglany (1 L): 1 butelka Ames' Medium (Sigma; Cat# A1420), 1,9 g NaHCO3, 7 mL Penicillin-Streptomycin (Sigma; Cat# P0781) w celu zapobiegania wzrostowi bakterii. Dostosować osmolalność do ~ 280 mOsm.</li>
<li>Roztwór do krojenia, pożywka Amesa zawierająca bufor pH HEPES (1 L): 1 butelka Ames' Medium, 0,887 g NaCl, 2,38 g HEPES, 7 mL Penicillin-Streptomycin. Dostosować pH do ~ 7,4 przy użyciu 1M NaOH i/lub 1M HCl. Dostosować osmolalność do ~ 280 mOsm.</li>
<li>Wewnętrzny roztwór do pipety z aspartanem potasu (K-Asp) (w mM): 125 K-Aspartate, 10 KCl, 10 HEPES, 5 NMG-HEDTA, 0,5 CaCl2, 1 ATP-Mg, 0,2 GTP-Mg; pH dostosowane do ~ 7,3 za pomocą NMG-OH, a osmolalność dostosowana do ~ 280 mOsm.</li>
<li>Agarowe podłoże stabilizujące agarozę o niskiej temperaturze żelowania zawierającą siatkówkę (5% wagowo), 7,5 g Agar (Sigma; Cat# A7002) rozpuszczone w 150 mL dH2O.</li>
</ol>

3. Dzień eksperymentu
<ol>
<li>Odmrozić z zamrażarki ~ 1,5 mL wewnętrznego roztworu K-Asp oraz wybrany fluorofor. Rozcieńczyć fluorofor do odpowiedniego stężenia, które należy wyznaczyć empirycznie.</li>
<li>Wlać do światłoszczelnego pojemnika do przechowywania pożywkę Amesa zawierającą NaHCO3 (~ 200 mL）, a następnie umieścić ją w łaźni wodnej (30-32°C) i nasycić mieszaniną gazów 5% CO2/95% O2.</li>
<li>Napełnić butelkę ~ 110 mL pożywki Amesa zawierającej HEPES, umieścić na lodzie i nasycić 100% O2.</li>
<li>Pozostałą pożywkę Amesa zawierającą NaHCO3 umieścić w podgrzewanym zbiorniku na górze klatki Faradaya i nasycić mieszaniną gazów 5% CO2/95% O2. Do zatrzymania gazu w przestrzeni nad roztworem można użyć Parafilmu.</li>
<li>Przygotować agarozę o niskiej temperaturze żelowania (3%), dodając 0,75 g (Sigma; Cat#A0701) do 25 mL pożywki Amesa z HEPES, a następnie podgrzać roztwór do ~ 115°C, aby stopić agarozę. Mieszać do momentu, aż roztwór stanie się klarowny i pozbawiony pęcherzyków powietrza, a następnie przechowywać w łaźni wodnej (~ 42°C).</li>
<li>Napełnić pipetę rejestrującą wewnętrznym roztworem K-Asp i sprawdzić oporność końcówki.</li>
</ol>
4. Rozpoczęcie eksperymentu
<ol>
<li>	Uśmierć mysz i szybko usuń oczy za pomocą zakrzywionych nożyczek. Wszystkie procedury należy przeprowadzać w goglach podczerwonych, aby zapobiec blaknięciu pigmentu wzrokowego.</li>
<li>	Umieść oczy na kawałku papieru filtracyjnego, aby zapobiec ich toczeniu się, a następnie, trzymając oko pęsetą, wykonaj nacięcie w rogówce za pomocą cienkiego, obustronnego ostrza.</li>
<li>	Natychmiast po przebiciu gałki ocznej przenieś oko do naczynia wypełnionego pożywką Ameśs.</li>
<li>	Wykorzystując nacięcie w rogówce jako punkt wejścia, za pomocą małych nożyczek wytnij pozostałe części rogówki, po czym usuń soczewkę i ciało szkliste. Należy uważać, aby siatkówka pozostała przytwierdzona do oka; tak przygotowaną gałkę oczną przechowuj w ciemności w temperaturze 32° C w pożywce Ameśs równoważonej z 5% CO2/95% O2.</li>
</ol>
5. Krojenie
<ol>
<li>Przetnij połowicznie jedną z czarek ocznych i oddziel siatkówkę od nabłonka pigmentowego siatkówki. Usuń brzegi siatkówki, aby tkanka mogła równo przylegać.</li>
<li>Za pomocą małej szklanej pipety Pasteura z lateksową gruszką napełnij 35 mm szalkę Petriego roztopionym agarem, a następnie przeciągnij pęsetą przez agar, aby sprawdzić jego konsystencję.</li>
<li>Gdy agar zacznie twardnieć:
<ol class="lalpha">
<li>Przenieś siatkówkę na powierzchnię agaru.</li>
<li>Użyj skręconego kawałka chusteczki Kimwipe, aby wchłonąć nadmiar roztworu wokół siatkówki.</li>
<li>Nanieś 2-3 krople agaru bezpośrednio na siatkówkę i szybko umieść nad nią plastikowy cylinder, aby stworzyć wokół niej ściankę. Następnie wlewaj dodatkowy roztopiony agar po ściankach plastikowego cylindra, centrując siatkówkę wewnątrz agaru.</li>
<li>Przenieś szalkę Petriego do kąpieli w lodowatej wodzie w celu schłodzenia.</li></ol></li>
<li>Po około 45 sekundach wyjmij tkankę z kąpieli w lodowatej wodzie i za pomocą tłoka wypchnij blok agaru z plastikowego cylindra, naciskając od strony przeciwnej do siatkówki.</li>
<li>Użyj jednostronnego ostrza do golenia, aby wyciąć mały blok agaru zawierający siatkówkę, a następnie przyklej blok superglue do ogranicznika agaru na dysku do preparatów.</li>
<li>Przenieś dysk do preparatów do tacy wibracyjnego mikrotomu i wlej do tacy lodowaty roztwór Ames HEPES, tak aby blok z siatkówką został całkowicie zanurzony.</li>
<li>Przekroje siatkówki o grubości ~ 200 μm można wycinać przy maksymalnej częstotliwości wibracji ostrza i prędkości posuwu ustawionej tak, aby przecięcie siatkówki w każdym przekroju trwało od 4 do 5 sekund.</li>
<li>Użyj ostrza skalpela nr 11, aby pojedynczo usuwać każdy użyteczny przekrój.</li>
<li>Dobre przekroje zawierające siatkówkę umieszcza się w komorach rejestracyjnych i dociąża kotwicami do przekrojów z nylonowymi nićmi przebiegającymi nad nimi. Nitki nylonowe dociskają agar otaczający siatkówkę, pozostawiając siatkówkę odsłoniętą do rejestracji.</li>
<li>Przenieś komorę rejestracyjną na stolik mikroskopu pionowego, zasłoń zasłonę i włącz podczerwone źródło światła, aby obejrzeć przekrój za pomocą kamery czułej na podczerwień.</li>
</ol>
6. Rejestracja
<ol>
<li>Po zidentyfikowaniu odpowiedniego skrawka siatkówki (z nienaruszonymi fotoreceptorami i właściwym kątem cięcia) należy rozpocząć perfuzję siatkówki z prędkością powyżej 5 mL/min podgrzanym do 35–37°C podłożem Amesa, równoważonym z 5% CO2/95% O2.</li>
<li>W wyniku procesu krojenia mogą być widoczne uszkodzenia powierzchniowe. Tę cienką warstwę komórek można zazwyczaj usunąć za pomocą pipety z uciętą końcówką, delikatnie odsysając martwe ciała komórek. Pozwoli to zazwyczaj na odsłonięcie żywych komórek znajdujących się poniżej. Należy zidentyfikować zdrowe ciało komórki znajdujące się w interesującej nas warstwie.</li>
<li>Należy napełnić mikropipetę wewnętrznym roztworem KAsp, przyłożyć dodatnie (zewnętrzne) ciśnienie przez końcówkę pipety, a następnie opuścić końcówkę pipety do komory rejestracyjnej i na poziom komórki za pomocą mikromanipulatora.</li>
<li>Przesunąć końcówkę pipety tak, aby spowodowała ona wgłębienie w błonie komórkowej, a następnie przyłożyć delikatne ujemne (wewnętrzne) ciśnienie w celu utworzenia uszczelnienia o wysokiej rezystancji. Tryb whole-cell można uzyskać poprzez przyłożenie ujemnego ciśnienia do elektrody w celu przebicia się do wnętrza komórki.</li>
<li>Stymulacja tkanki siatkówki za pomocą diod LED może następnie wywołać odpowiedzi na światło.</li>
<li>Należy sfotografować komórkę, z której dokonano pomiaru, wywołując fluorescencję fluoroforu zawartego w wewnętrznym roztworze pipety.</li>
</ol>

7. Reprezentatywne wyniki
<img src="/files/ftp_upload/2107/2107fig1.jpg" alt="Wykres potencjału błonowego w funkcji czasu, przedstawiający dane dotyczące aktywności elektrycznej w elektrofizjologii neuronów." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1. Przedstawiono tutaj potencjały wywołane światłem w zaadaptowanym do ciemności neuronie siatkówki w odpowiedzi na błyski światła o rosnącym natężeniu.
<img src="/files/ftp_upload/2107/2107fig2.jpg" alt="Mikroskopia neuronów siatkówki, komórki bipolarne czopkowe i pręcikowe, obrazowanie fluorescencyjne, badanie wzroku." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2. Obraz fluorescencyjny z przekroju siatkówki, w którym komórki zostały wypełnione fluorophorem, Lucifer Yellow. Wywołana fluorescencja pokazuje morfologię komórek, z których wykonano rejestracje patch-clamp.

<ol><li>Weblin, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transmission+along+and+between+rods+in+the+tiger+salamander+retina%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Transmission along and between rods in the tiger salamander retina.</a> J Physiol. 280, 449-470 (1978).</li>
<li>Wu, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synaptic+connections+among+retina+neurons+in+living+slices%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Synaptic connections among retina neurons in living slices.</a> J Neurosci Methods. 20, 139-149 (1987).</li>
<li>Rieke, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temporal+contrast+adaptation+in+salamander+bipolar+cell%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Temporal contrast adaptation in salamander bipolar cell.</a> J Neurosci. 21, 9445-9454 (2001).</li>
<li>Armstrong-Gold, C., &amp, R. ieke, F, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bandpass+filtering+at+the+rod+to+second-order+cell+synapse+in+salamander+%28Ambystoma+tigrinum%29+retina%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Bandpass filtering at the rod to second-order cell synapse in salamander (Ambystoma tigrinum) retina.</a> J Neurosci. 23, 3796-3806 (2003).</li>
<li>Masland, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+fundamental+plan+of+the+retina%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">The fundamental plan of the retina.</a> Nat Neurosci. 4, 877-886 (2001).</li>
<li>Wassle, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Parallel+processing+in+the+mammalian+retina%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Parallel processing in the mammalian retina.</a> Nat Rev Neurosci. 5, 747-757 (2004).</li>
</ol>

Nie zadeklarowano żadnych konfliktów interesów.

Rejestracje z przekrojów siatkówek kręgowców są przeprowadzane od dziesięcioleci1,2 i okazały się bardzo skuteczne w pogłębianiu zrozumienia sposobu, w jaki obwody siatkówkowe kodują padające światło. Przewagą cięcia za pomocą wibrotomu w porównaniu z cięciem bezpośrednim za pomocą żyletki jest fakt, że przekroje siatkówki ulegają mniejszym uszkodzeniom powierzchniowym. Dzięki zastosowaniu pipety ssącej można łatwo usunąć te uszkodzenia i skierować badanie na zdrowe komórki znajdujące się tuż pod powierzchnią,...

<table><tbody><tr><td>Wytwornica mikroelektrod (puller)</td><td>Sutter Instrument Co.</td><td>P-97</td><td></td></tr><tr><td>Szkło borokrzemowe</td><td>Sutter Instrument Co.</td><td>B120-69-10</td><td></td></tr><tr><td>Przewody polietylenowe</td><td>Intramedic</td><td>PE205</td><td></td></tr><tr><td>Agar</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A7002</td><td></td></tr><tr><td>Agaroza o niskiej temperaturze żelowania</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A0701</td><td></td></tr><tr><td>Pożywka Amesa&amp;rsquo;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A1420</td><td></td></tr><tr><td>Penicylina-Streptomycyna</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P0781</td><td></td></tr></tbody></table>

rejestracja metodą patch-clamp z neuronów siatkówki myszy w preparacie skrawka adaptowanego do ciemności

Patch Clamp Recordings from Mouse Retinal Neurons in a Dark-adapted Slice Preparation

Doświadczenie wzrokowe rozpoczyna się w momencie, gdy pigment wzrokowy w fotoreceptorach siatkówki pochłania fotony energii świetlnej, co inicjuje kaskadę zdarzeń wewnątrzkomórkowych prowadzących do zamknięcia kanałów sterowanych cyklicznymi nukleotydami w błonie komórkowej. Wynikająca z tego zmiana potencjału błonowego prowadzi z kolei do zmniejszenia ilości uwalnianego neuroprzekaźnika zarówno z zakończeń synaptycznych pręcików, jak i czopków. Aby zmierzyć, w jaki sposób wywołana światłem zmiana potencjału błonowego fotoreceptorów wpływa na aktywność w dalszych obszarach siatkówki, naukowcy od dziesięcioleci wykonują rejestracje elektrofizjologiczne z preparatów skrawków siatkówki1,2. W przeszłości skrawki te wycinano ręcznie żyletką z tkanki siatkówki przymocowanej do papieru filtrującego; w ostatnich latach opracowano inną metodę krojenia, w której tkanka siatkówki zostaje zatopiona w agarze o niskiej temperaturze żelowania, a następnie pocięta w chłodnym roztworze za pomocą wibrotomu3,4. Metoda ta pozwala na uzyskanie skrawków siatkówki z mniejszymi uszkodzeniami powierzchniowymi i bardzo silnymi odpowiedziami wywołanymi światłem. W niniejszej pracy dokumentujemy, w jaki sposób procedurę tę można przeprowadzić w świetle podczerwonym, aby uniknąć blaknięcia pigmentu wzrokowego.

W niniejszej pracy opisujemy procedurę przygotowywania adaptowanych do ciemności skrawków siatkówki mysiej do pomiarów elektrofizjologicznych.

Rejestracja metodą patch-clamp z neuronów siatkówki myszy w preparacie skrawka adaptowanego do ciemności

Nasze doświadczenie wzrokowe rozpoczyna się w momencie, gdy pigment wzrokowy w fotoreceptorach siatkówki pochłania fotony energii świetlnej i inicjuje kaskadę...

Nasze doświadczenie wzrokowe rozpoczyna się w momencie, gdy pigment wzrokowy w fotoreceptorach siatkówki pochłania fotony energii świetlnej, co ostatecznie prowadzi do zamknięcia kanałów sterowanych cyklicznymi nukleotydami w błonie komórkowej. Hamuje to uwalnianie neuroprzekaźnika glutaminianu zarówno z czopków, jak i pręcików. Uwolniony glutaminian jest wykrywany przez komórki siatkówki znajdujące się niżej w drodze sygnałowej, co pozwala na badanie sygnałów przekaźniczych.Oczy są usuwane z uśpionej myszy. S są izolowane, zatapiane w bloku agaru i cięte przy użyciu wibracyjnego mikrotomu. Następnie skrawki siatkówki są umieszczane pod mikroskopem i stymulowane oświetleniem LED.W międzyczasie wykonuje się rejestracje metodą patch clamp w celu pomiaru generowanych prądów lub potencjałów synaptycznych. Osoby rozpoczynające pracę z tą metodą zazwyczaj napotykają trudności ze względu na dodatkowe komplikacje związane z pracą w ciemności. Możliwość wizualizacji całego procesu pozwoli zatem uzyskać praktyczne wyczucie, które w inny sposób byłoby trudne do opisania.Procedurę rozpoczyna się od pokrycia warstwą chlorku srebra elektrod rejestrujących i referencyjnych, które będą wykorzystyw

patch-clamp-recordings-from-mouse-retinal-neurons-dark-adapted-slice

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Rejestracje Patch Clamp z neuronów siatkówki mysich w preparacie plastrykowym przystosowanym do ciemności

W niniejszym filmie przedstawiono proces rejestracji metodą voltage clamp w całej komórce (whole-cell) w skrawku siatkówki wodnego salamandry tygrysiej. Demonstrujemy przygotowanie skrawka oraz sposób przeprowadzania rejestracji metodą patch clamp podczas stymulacji wizualnej siatkówki.

Rejestracja w konfiguracji whole-cell pobudzeniowych prądów synaptycznych wywołanych światłem w skrawku siatkówki

Niniejszy artykuł zawiera opis sposobu wycinania i rejestrowania aktywności z izolowanego preparatu siatkówki myszy. W szczególności opisujemy, jak rejestrować odpowiedzi na światło z populacji komórek zwojowych znakowanych fluorescencyjnie, a następnie identyfikować i analizować ich morfologię.<br...

Izolowany preparat siatkówki do rejestracji odpowiedzi świetlnej genetycznie znakowanych komórek zwojowych siatkówki

W niniejszej pracy opisujemy protokół przygotowania skrawków siatkówki zatopionych w agarze, które nadają się do elektrofizjologii oraz obrazowania Ca2+. Metoda ta pozwala na badanie synaps wstążkowych w mikroobwodach siatkówki przy użyciu bezpośrednich rejestracji patch-clamp z pojedynczych przedsynaptycznych zakończeń nerwowych.

Pomiary pojemności metodą patch-clamp oraz obrazowanie Ca2+ w pojedynczych zakończeniach nerwowych w skrawkach siatkówki

Opisujemy stosunkowo prostą metodę rejestracji transretinalnego elektroretinogramu (ERG) w celu uzyskania odpowiedzi fotoreceptorowych pręcików i czopków z nienaruszonej siatkówki myszy. Podejście to wykorzystuje blokadę przekaźnictwa synaptycznego z fotoreceptorów w celu wyizolowania ich odpowiedzi na światło i zarejestrowania ich za pomocą elektrod polowych umieszczonych w poprzek wyizolowanej, rozłożonej płasko siatkówki.

Rejestracja transretinalnego ERG z siatkówki myszy: fotoreakcje czopków i pręcików

Ten film demonstruje technikę całokomórkowego patch-clamp do elektrofizjologicznego zapisu z płaskiej siatkówki myszy. Cienka szklana pipeta z elektrodą służy do zbliżania się do gwiazdotwórczych komórek amakrynowych (SAC) w siatkówce. Po uformowaniu uszczelki stosuje się ssanie w celu pęknięcia membrany i utworzenia konfiguracji zacisku krosowego całej komórki. Na koniec mierzy się przepływ jonów przez receptory synaptyczne SAC za pomocą konfiguracji.

Ustanawianie opaski krosowej całej komórki do zapisu elektrofizjologicznego z siatkówki myszy z płaskim mocowaniem

Ten film demonstruje rejestrację wywołanych światłem reakcji postsynaptycznych w dostosowanym do ciemności preparacie tkanki siatkówki myszy. Wycinek siatkówki umieszcza się w komorze rejestrującej, a pipeta rejestrująca służy do ustalenia ciągłości elektrycznej z komórką zwojową siatkówki. Impulsy świetlne są stosowane do generowania pobudzających potencjałów postsynaptycznych w komórkach zwojowych, które są rejestrowane przez pipetę.

Wywołane światłem reakcje postsynaptyczne w neuronach wycinków siatkówki myszy

Opisujemy przygotowanie cienkich wycinków siatkówki z wodnych salamander tygrysich (Ambystoma tigrinum) i wyjaśniamy, jak używamy tych wycinków do badania przetwarzania synaptycznego w siatkówce, uzyskując podwójne zapisy napięcia całego ogniwa z fotoreceptorów oraz komórek poziomych i dwubiegunowych drugiego rzędu.

Jednoczesne zapisy całych komórek z fotoreceptorów i neuronów drugiego rzędu w preparacie plastra siatkówki

Ten artykuł wideo ilustruje przygotowanie, procedury łatania ciał komórkowych oraz sposób implementacji dynamicznych zapisów zaciskowych z komórek zwojowych w całych siatkówkach myszy. Technika ta pozwala na zbadanie dokładnego udziału pobudzających i hamujących wejść synaptycznych oraz ich względnej wielkości i czasu na impulsy neuronalne.

Implementacja dynamicznego zacisku z przewodnictwem synaptycznym i sztucznym w komórkach zwojowych siatkówki myszy

Pokażemy, jak przygotować wycinki siatkówki z oka myszy i rejestrować reakcje świetlne w neuronach siatkówki. Cała procedura przeprowadzana jest w warunkach przystosowanych do ciemności.

Rejestrowanie wywołanych światłem odpowiedzi postsynaptycznych w neuronach w adaptowanych do ciemności, mysich preparatach siatkówki przy użyciu technik patch clamp

Ten protokół pokazuje, jak przeprowadzić zapis klamry całokomórkowej na neuronach siatkówki z preparatu do montażu płaskiego.

Zapis patch clamp komórek amakrynowych Starburst w płaskim preparacie bezkofeinowej siatkówki myszy

Opracowaliśmy poziome przygotowanie siatkówki dorosłego ssaka z płaszczyzną przekroju równoległą do powierzchni siatkówki. Pola dendrytyczne neuronów siatkówki o orientacji niepromieniowej nie zostały obcięte, co pozwoliło na badanie przetwarzania sygnału za pomocą patch-clamp i technik obrazowania.

Przygotowanie poziomych wycinków siatkówki dorosłej myszy do badań elektrofizjologicznych

Naucz się techniki patch clamp w ciemno przystosowanych plasterkach siatkówki myszy. Metoda umożliwia rejestrację odpowiedzi elektrofizjologicznych neuronów siatkówki na bodźce świetlne LED.

Rejestracja metodą patch-clamp z neuronów siatkówki myszy w preparacie skrawka adaptowanego do ciemności

Przeglądaj więcej filmów