Name: Wizualizacja nerwów segmentowych larw w preparatach larwalnych Drosophila w 3stadium rozwojowym (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-09-29T17:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 18 s
Description: Poznaj metodę wizualizacji nerwów segmentowych larw Drosophila w trzecim stadium rozwojowym przy użyciu mikroskopii immunofluorescencyjnej. Technika ta umożliwia badanie transportu aksonalnego i lokalizacji białek.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

SG jest wspierany przez fundusze z State University of New York at Buffalo oraz John R. Oishei Foundation.

1. Przygotowanie odczynników
<ol>
 <li>Przygotuj 1x bufor do sekcji, wykorzystując 128 mM NaCl, 4mM CaCl2, 4mM MgCl2, 2 mM KCl, 5mM HEPES oraz 36mM sacharozy. Dostosuj pH roztworu do 7,2 i poddaj sterylizacji przez filtrację.</li>
	<li>Przygotuj utrwalacz poprzez rozcieńczenie 16% formaldehydu w 1x buforze do sekcji w stosunku 1:1.</li>
	<li>Przygotuj 1x PBT, używając 1x soli fizjologicznej z buforem fosforanowym (PBS) o pH 7,2 oraz Triton X-100 w stosunku 1:100.</li>
	<li>Przygotuj 5% albuminę surowiczą bydlęcą (BSA) z 0,01% azotkiem sodu (Na Azide) w 1x PBS.</li>
</ol>
2. Przygotowanie do sekcji
<ol>
 <li>Do sekcji wykorzystuje się foremki z Sylgardu. Przygotuj foremki, wlewając mieszaninę bazy elastomeru silikonowego Sylgard 184 i czynnika utwardzającego do szalki Petriego. Przed użyciem pozwól mieszaninie całkowicie stwardnieć i wyschnąć.</li>
	<li>Przed rozpoczęciem sekcji przygotuj czystą pęsetę nr 5, czyste nożyczki Vannasa z prostym ostrzem oraz piny.</li>
</ol>
3. Disekcja 3rd Przepoczwyki larwalne
<ol>
 <li>Zbierz wędrujące larwy trzeciego (3.) stadium konkretnego genotypu na szalkę Petriego.</li>
	<li>Przemyj larwy wodą dejonizowaną, aby usunąć resztki pokarmu.</li>
	<li>Umieść larwę na podłożu z Sylgardu stroną grzbietową do góry. Przytwierdź larwę szpilkami w części przedniej i tylnej.</li>
	<li>Nanieś kroplę 1x buforu do sekcji na przytwierdzoną larwę. Za pomocą precyzyjnych nożyczek wykonaj nacięcie w linii środkowej grzbietu w pobliżu końca tylnego. Nożyczkami rozetnij kutykulę larwy od końca tylnego aż do końca przedniego.</li>
	<li>Nanieś kroplę świeżego 1x buforu do sekcji na sekcjonowaną larwę. Za pomocą szpilki chwyć jedną krawędź boczną kutykuli w okolicy środka larwy i przytwierdź ją. Drugą szpilką przytwierdź drugą krawędź boczną kutykuli, zgodnie z rysunkiem. Po każdej stronie bocznej należy użyć dwóch szpilek. Patrz schemat poniżej.</li>
	<li>Ostrożnie usuń jelita, ciała tłuszczowe i tchawki, pozostawiając jedynie mózg z dwoma płatami optycznymi oraz zwoje brzuszne z przyczepionymi nerwami segmentowymi. Pozostałą część procedury wykonuje się na podłożu z Sylgardu.</li>
</ol>
4. Fixacja wypreparowanej larwy
<ol>
	<li>Inkubować wypreparowaną larwę w utrwalaczu przez 30 minut, wymieniając utrwalacz co 15 minut.</li>
	<li>Po utrwaleniu płukać larwę w 1x PBT przez 30 minut, wymieniając bufor co 10 minut. Należy pamiętać, aby larwa zawsze znajdowała się w buforze.</li>
</ol>
5. Barwienie przeciwciałami wypreparowanej larwy
<ol>
	<li>Przygotować przeciwciało pierwszorzędowe, rozcieńczając je do odpowiedniego stężenia w 5% BSA z azotkiem sodu w 1x PBT. Optymalne stężenia będą się różnić w zależności od rodzaju przeciwciała.</li>
	<li>Ostatnie płukanie w 1x PBT zastąpić przygotowanym roztworem przeciwciała pierwszorzędowego i inkubować w komorze wilgotnej w temperaturze 4°C przez noc. Komorę wilgotną przygotowuje się, wyścielając plastikowy pojemnik chusteczkami kim-wipes nasączonymi wodą.</li>
	<li>Następnego dnia preparat z wypreparowaną larwą płukać w 1x PBT przez 30 minut, wymieniając bufor co 10 minut.</li>
	<li>Przygotować przeciwciało drugorzędowe, rozcieńczając je do odpowiedniego stężenia w 5% BSA z azotkiem sodu w 1x PBT, a następnie inkubować larwę w roztworze przeciwciała drugorzędowego w temperaturze 25°C przez godzinę. Komorę wilgotną owinąć folią aluminiową, aby zapobiec dostępowi światła, ponieważ przeciwciała drugorzędowe są światłoczułe.</li>
	<li>Po inkubacji larwę płukać w 1x PBT przez 30 minut, wymieniając bufor co 10 minut.</li>
</ol>
6. Montowanie i wizualizacja wypreparowanej larwy
<ol>
	<li>Przed zamocowaniem larwy na szkiełku, przygotuj szkiełko, nanosząc dwie pionowe linie lakieru do paznokci na środku, pozostawiając wystarczającą przestrzeń na położenie szkiełka nakrywkowego (patrz schemat). Pozostaw lakier do całkowitego wyschnięcia.</li>
	<li>W przestrzeni między pionowymi liniami lakieru na szkiełku umieść kroplę buforu montażowego (patrz schemat). Szkiełko jest teraz gotowe do zamocowania próbki. <img src="/files/ftp_upload/2128/2128.6.2.1.jpg" alt="Schemat przygotowania szkiełka szklanego z aplikacją lakieru do paznokci dla ustawienia eksperymentalnego." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Figure 1 step 6.2"> <img src="/files/ftp_upload/2128/2128.6.2.2.jpg" alt="Schemat metody montażu lakierem do paznokci, przygotowanie próbki do mikroskopii, uszczelnianie krawędzi buforem." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Figure 2 step 6.2"></li>
	<li>Po ostatnim płukaniu w 1x PBT ostrożnie usuń piny boczne. Należy uważać, aby nie przerwać kutykuli.</li>
	<li>Ostrożnie usuń dwa pozostałe piny, podnieś larwę pęsetą i ułóż ją poziomo na przygotowanym szkiełku. Upewnij się, że larwa nie jest odwrócona i jest zorientowana stroną brzuszzną do góry.</li>
	<li>Delikatnie nałóż na wierzch szkiełko nakrywkowe i uszczelnij krawędzie lakierem do paznokci (patrz schemat). Larwa jest teraz gotowa do wizualizacji pod mikroskopem fluorescencyjnym. <img src="/files/ftp_upload/2128/2128.6.5.jpg" alt="Ustawienie montażu larw na szkiełku; schemat; użyto lakieru do paznokci, buforu montażowego i szkiełka nakrywkowego." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Figure 1 step 6.5"></li>
</ol>
7. Reprezentatywne wyniki
<img src="/files/ftp_upload/2128/2128fig1.jpg" alt="Mikrografia z pomiarem elektronowym nanowłókien, skala 20μm, analiza powierzchni materiału, mikroskopia." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 1"> Rycina 1: Reprezentatywny obraz nerwów segmentowych larwy typu dzikiego z użyciem przeciwciał przeciwko białku pęcherzyków synaptycznych, cysteinowej białku sznurowej (CSP, Zinsmaier et al.1994 ). Zauważmy, że nerwy segmentowe są barwione gładko. Pasek=20μm
<img src="/files/ftp_upload/2128/2128fig2.jpg" alt="Struktura włókien, obraz mikroskopowy, oznakowane włókna, skala 20 µm, analiza mikroskopowa, badanie materiału." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 2"> Rycina 2: Reprezentacyjny obraz nerwów segmentowych larwy z mutacją białka motorycznego z wykorzystaniem przeciwciał przeciwko białku pęcherzyków synaptycznych – cysteine string protein (CSP). Należy zauważyć, że w nerwach segmentowych widoczne są masywne akumulacje, które silnie barwią się na CSP (strzałki).

<ol><li>Gunawardena, S., Goldstein, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Disruption+of+Axonal+Transport+and+Neuronal+Viability+by+Amyoid+Precursor+Protein+Mutations+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Disruption of Axonal Transport and Neuronal Viability by Amyoid Precursor Protein Mutations in Drosophila.</a> Neuron. 32 (2), 389-401 (2001).</li>
<li>Gunawardena, S., Her, L. S., Brusch, R. G., Laymon, R. A., Niesman, I. R., Gordesky-Gold, B., Sintasath, L., Bonini, N. M., Goldstein, L. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Disruption+of+axonal+transport+by+loss+of+huntingtin+or+expression+of+pathogenic+polyQ+proteins+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Disruption of axonal transport by loss of huntingtin or expression of pathogenic polyQ proteins in Drosophila.</a> Neuron. 40 (1), 1-2 (2003).</li>
<li>Hurd, D. D., Saxton, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kinesin+mutations+cause+motor+neuron+disease+phenotypes+by+disrupting+fast+axonal+transport+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">Kinesin mutations cause motor neuron disease phenotypes by disrupting fast axonal transport in Drosophila.</a> Genetics. 144 (3), 1075-1085 (1996).</li>
<li>Zinsmaier, K. E., Eberle, K. K., Buchner, E., Walter, N., Benzer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Paralysis+and+early+death+in+cysteine+string+protein+mutants+of+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Paralysis and early death in cysteine string protein mutants of Drosophila.</a> Science. 263, 977-980 (1994).</li>
</ol>

Brak zadeklarowanych konfliktów interesów.

Nerwy segmentowe larw Drosophila stanowią wydajny system do badania mechanizmów transportu aksonalnego. Jeśli sekcja larwy w 3cim stadium rozwojowym zostanie przeprowadzona prawidłowo, wszystkie elementy OUN, ObW oraz powiązanego poziomu tkankowego, takiego jak mięśnie i NMJ, mogą zostać zbadane w obrębie jednej larwy. Niniejszy protokół został zaadaptowany na podstawie metody opublikowanej przez Hurda i Saxtona (1996). Protokół ten można również dostosować do testowania innych przeciwciał neuronalnyc...

<table><tbody><tr><td>Pinceta Dumont #5</td><td>Fine Science Tools</td><td>11252-20</td><td></td></tr><tr><td>Igły Minutien, stal nierdzewna</td><td>Fine Science Tools</td><td>26002-10</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki McPherson-Vannas z prostym ostrzem 8cm</td><td>Fisher Scientific</td><td>50822236</td><td></td></tr><tr><td>Vectashield, medium montażowe</td><td>Vector Laboratories</td><td>H-1000</td><td></td></tr><tr><td>Elastomer silikonowy Sylgard 184</td><td>Dow Corning</td><td>4026148</td><td></td></tr><tr><td>formaldehyd, 16%</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>15710</td><td></td></tr><tr><td>dCSP3</td><td>Developmental Studies Hybridoma Bank</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 568 Goat Anti-Mouse IgG</td><td>Invitrogen</td><td>A-11004</td><td></td></tr></tbody></table>

wizualizacja nerwów segmentowych larw w preparatach larw drosophila w 3rd stadium zasiedlenia

Visualization of Larval Segmental Nerves in 3rd Instar Drosophila Larval Preparations

Drosophila melanogaster staje się potężnym systemem modelowym do badania rozwoju i funkcji układu nerwowego, przede wszystkim ze względu na dogodną genetykę i w pełni zsekwencjonowany genom. Ponadto układ nerwowy larw stanowi idealny system modelowy do badania mechanizmów transportu aksonalnego, ponieważ larwalne nerwy segmentalne zawierają pęczki aksonów, których ciała komórkowe znajdują się w mózgu, a zakończenia nerwowe rozciągają się wzdłuż ciała. W niniejszej pracy opisujemy procedurę wizualizacji białek pęcherzyków synaptycznych w larwalnych nerwach segmentalnych. Przy prawidłowym wykonaniu wszystkie elementy układu nerwowego, wraz z powiązanymi tkankami, takimi jak mięśnie i połączenia nerwowo-mięśniowe (NMJ), pozostają nienaruszone, nieuszkodzone i gotowe do wizualizacji. Larwy w 3rd stadium rozwoju niosące różne mutacje są preparowane, utrwalane, inkubowane z przeciwciałami przeciwko białkom pęcherzyków synaptycznych, wizualizowane i porównywane z larwami typu dzikiego. Procedurę tę można dostosować do kilku różnych przeciwciał synaptycznych lub neuronalnych, a zmiany w rozkładzie wielu różnych białek można łatwo zaobserwować w larwalnych nerwach segmentalnych.

Drosophila melanogaster larwy stanowią idealny model badawczy do analizy mechanizmów transportu aksonalnego w nerwach segmentowych larw. Stosując tę procedurę, 3Badania i rozwój larwy w stadium poczwarki niosące różne mutacje można porównać z larwami typu dzikiego.

Wizualizacja nerwów segmentowych larw w preparatach larw Drosophila w 3rd stadium zasiedlenia

*Drosophila melanogaster* wyłania się jako potężny system modelowy do badania rozwoju i funkcji układu nerwowego, w szczególności ze względu na ...

Transport aksonalny można badać poprzez wizualizację nerwów segmentarnych larwy. Larwa drosophila w trzecim stadium rozwojowym. W pierwszej kolejności przeprowadza się sekcję larwy, odsłaniając OUN bez uszkadzania płatów optycznych, zwoju brzusznego oraz nerwów segmentarnych.Drugim krokiem procedury jest utrwalenie larwy w formaldehydzie przed inkubacją z przeciwciałem pierwszorzędowym przez noc oraz z przeciwciałem drugorzędowym przez godzinę w ciemności. Następnie larwę montuje się na szkiełku przedmiotowym, aby zbadać defekty transportu aksonalnego. Lokalizację oraz rozkład białek można przeanalizować za pomocą mikroskopii immunofluorescencyjnej.Choć metoda ta pozwala uzyskać wgląd w transport aksonalny, można ją również zastosować w innych układach, takich jak morfologia synaps i mięśni. Zazwyczaj osoby rozpoczynające pracę z tą metodą napotykają trudności, ponieważ na początku przeprowadzenie dopuszczalnej sekcji jest wymagające, zwłaszcza w zakresie zachowania nienaruszonych nerwów segmentowych mózgu oraz mięśni. Aby rozpocząć tę procedurę, należy przygotować jednokrotny bufor utrwalający do sekcji, jednokrotny PBT oraz 5% BSA.Zgodnie ze szczegółami zawartymi w tabeli przedstawionej przed sekcją, przygotuj czystą parę pęset nr 5, czystą parę nożyczek chirurgicznych o prostym ostrzu oraz piny, aby rozpocząć sekcję. Użyj mikrosyzyły, aby zebrać trzeci stadium larwy z określonym genotypem na szalkę Petriego. Następnie przemyj larwy w szalce Petriego wypełnionej wodą dejonizowaną, aby usunąć cały pokarm.Następnie umieść larwę na szalce Straubem stroną grzbietową do góry. Przypnij larwę w części przedniej i tylnej. Na przypiętą larwę nanieś za pomocą pęsety kroplę jednorazowego buforu do sekcji.Nacinamy kutykulę na linii środkowej grzbietu w pobliżu końca tylnego. Za pomocą nożyczek wycinamy kutykulę, prowadząc cięcie od końca tylnego do końca przedniego. Na rozciętą kutykulę nakładamy kroplę 1x buforu do sekcji.Używając szpilki, chwyć jedną krawędź boczną kutykuli w pobliżu środka larwy i przytwierdź kutykulę kolejną szpulką. Drugą krawędź boczną kutykuli; po każdej stronie bocznej należy użyć dwóch szpilek, zgodnie z przedstawionym na schemacie. Następnie ostrożnie usuń jelito, ciała tłuszczowe i tchawki, pozostawiając jedynie mózg z dwoma płatami optycznymi i zwojami brzusznymi.Po przytwierdzeniu nerwów segmentowych przeprowadza się fiksację i barwienie przeciwciałami, podczas gdy larwy pozostają przytwierdzone do naczynia ochronnego. Inkubuj wypreparowane larwy w 50 µL fiksatywa przez 30 minut. Wymieniając fiksatyw co 15 minut, po zakończeniu fiksacji przemyj larwy w jednokrotnym PBT przez 30 minut.Wymieniając bufor co 10 minut, należy pamiętać, że larwy powinny być przez cały czas zanurzone w buforze. Przygotuj roztwór przeciwciała pierwszorzędowego, rozcieńczając go do odpowiedniego stężenia w 5% BSA. Optymalne stężenia różnią się w zależności od stosowanych przeciwciał.Przygotuj komorę wilgotną, wyścielając plastikową płytkę nasączonym wodą ręcznikiem KimWipe. Wymień go ostatni raz przy użyciu PBT.Przepłukać przygotowanym roztworem przeciwciała pierwszorzędowego i inkubować w komorze wilgotnościowej w temperaturze 4°C przez noc do następnego dnia. Przepłukać wypreparowane larwy w jednokrotnym PBT przez 30 minut, wymieniając bufor co 10 minut. Przygotować przeciwciało drugorzędowe, rozcieńczając je do odpowiedniego stężenia w 5% roztworze BSA.Następnie owiń komorę wilgotną folią, ponieważ niektóre przeciwciała wtórne są światłoczułe. Inkubuj larwy w roztworze przeciwciał wtórnych w temperaturze 25 °C przez godzinę. Po zakończeniu inkubacji z przeciwciałami wtórnymi przemyj larwy w buforze PBT przez 30 minut, wymieniając bufor co 10 minut, a następnie przystąp do montowania i wizualizacji zdyssekowanych larw przed umieszczeniem ich na szkiełku.Przygotuj preparat, nakładając dwie pionowe linie lakieru do paznokci na środku szkiełka, pozostawiając przestrzeń wystarczająco dużą, aby pomieścić szkiełko nakrywkę, zgodnie z przedstawionym na schemacie. Pozostaw lakier do całkowitego wyschnięcia. W przestrzeni między pionowymi liniami lakieru na szkiełku nanieś kroplę buforu montażowego, jak pokazano na tym obrazie.Preparat jest teraz gotowy do montażu. Wyjmij larwy po upływie czasu ostatniego zabarwienia PBT. Przepłucz je i delikatnie usuń piny boczne z larwy.Należy uważać, aby nie przerwać kutykuli. Usuń dwa pozostałe piny, podnieś larwę pęsetą i umieść ją na przygotowanym szkiełku. Upewnij się, że larwa nie jest odwrócona i jest zorientowana stroną brzuszną do góry.Delikatnie połóż szkiełko nakrywkę stroną górną do góry i uszczelnij krawędzie lakierem do paznokci, tak jak pokazano tutaj. Larwy są teraz gotowe do wizualizacji pod mikroskopem fluorescencyjnym. Ten reprezentatywny obraz przedstawia larwę typu dzikiego, zabarwioną przeciwciałami przeciwko białku pęcherzyków synaptycznych – białku cystynowemu.Nerwy segmentalne muchy lava są zabarwione jednorodnie. Tutaj mutant białka motorycznego lava został zabarwiony przeciwciałami przeciwko CSP. W nerwach segmentalnych widoczne są masywne akumulacje, które wykazują silne zabarwienie dla CSP.Podczas wykonywania tej procedury ważne jest, aby pamiętać o zachowaniu nerwów segmentowych przytwierdzonych do mózgu oraz o pozostawieniu mięśni w nienaruszonym stanie. Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać dobrą wiedzę na temat sposobu przeprowadzania sekcji. Utrwalcie trzecią partię do immunobarwienia i rozpocznijcie pracę z larwalnymi nerwami segmentowymi, aby badać transport aksonalny przy użyciu mikroskopu fluorescencyjnego.

visualization-larval-segmental-nerves-3rd-instar-drosophila-larval

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Wizualizacja segmentalnych nerw larw w preparatach larw Drosophila w 3cim stadium rozwojowym

Opisujemy procedurę przygotowania zarodków Drosophila na różnych etapach rozwoju w celu wizualizacji embrionalnego układu nerwowego podczas embriogenezy.

Wizualizacja embrionalnego układu nerwowego w całych zarodkach Drosophila

Niniejszy protokół opisuje sekcję larw Drosophila in vivo w celu obrazowania ruchu pęcherzyków aksonalnych znakowanych białkiem GFP wzdłuż szyn mikrotubularnych.

In vivo wizualizacja pęcherzyków synaptycznych w aksonach segmentowych larw Drosophila

W niniejszym opracowaniu przedstawiamy protokół montowania barwionych zarodków Drosophila w pozycji pionowej, co umożliwia obrazowanie przekrojów poprzecznych z wykorzystaniem mikroskopii konfokalnej.

Obrazowanie w układzie pionowym embrionów Drosophila

Niniejszy protokół opisuje niezawodną metodę znieczulania i obrazowania nienaruszonych larw Drosophila melanogaster. Wykorzystaliśmy lotny anestetyk desfluran, aby umożliwić powtarzalne obrazowanie z rozdzielczością podkomórkową oraz ponowną identyfikację struktur przez okres do kilku dni1.

Obrazowanie in vivo nienaruszonych larw Drosophila z rozdzielczością podkomórkową

Opisano metodę immunobarwienia i wizualizacji organów chordotonalnych w larwach i poczwarkach Drosophila melanogaster.

Wizualizacja proprioceptorów w larwach i poczwarkach Drosophila

Ten film opisuje gruczoł pierścieniowy Drosophila, złożoną strukturę endokrynną ważną dla biosyntezy i wydzielania ekdysteroidów i innych hormonów. Przedstawiony protokół demonstruje jego rozwarstwienie, utrwalenie i barwienie immunologiczne.

Rozwarstwienie gruczołu pierścieniowego larw: izolacja rozwojowych narządów endokrynnych od Drosophila

Źródło: Jeong, S. Wizualizacja wzorca projekcji aksonalnej embrionalnych neuronów ruchowych u Drosophila. J. Vis. Exp. (2017)Ten film pokazuje wizualizację projekcji aksonalnych w zarodkach Drosophila. Znakowanie immunologiczne neuronów ruchowych, precyzyjna sekcja w celu odsłonięcia struktur neuronalnych oraz mikroskopia kontrastowa z różnicową interferencją łącznie ujawniają szczegółową architekturę neuronów, podkreślając wzorce projekcji aksonalnej.

Wizualizacja wzorców projekcji aksonalnej embrionalnych neuronów ruchowych u Drosophila

Ten protokół szczegółowo opisuje uproszczoną metodę używaną do przeprowadzania obrazowania żywych komórek w kontekście nienaruszonego mózgu larwy. Metody obrazowania żywych komórek są nieocenione w badaniu asymetrycznych podziałów nerwowych komórek macierzystych, a także innych procesów neurogennych i rozwojowych, konsekwentnie odkrywając mechanizmy, które wcześniej były pomijane.

Obrazowanie na żywo neuroblastów larw Drosophila

Opisujemy protokół preparacji, utrwalania i barwienia immunologicznego organów steroidogennych u larw Drosophila i dorosłych samic w celu zbadania biosyntezy hormonów steroidowych i ich mechanizmu regulacyjnego. Oprócz narządów steroidogennych wizualizujemy unerwienie narządów steroidogennych, a także steroidogennych komórek docelowych, takich jak komórki macierzyste linii rozrodczej.

Protokoły wizualizacji narządów steroidogennych i ich interaktywnych narządów z barwieniem immunologicznym u muszki owocowej Drosophila melanogaster

Ta praca opisuje standardową metodę immunohistochemiczną do wizualizacji projekcji neuronów ruchowych zarodków Drosophila melanogaster w późnym stadium 16. Wyfiletowany preparat utrwalonych zarodków wybarwionych przeciwciałem FasII stanowi potężne narzędzie do scharakteryzowania genów wymaganych do znajdowania ścieżki aksonów ruchowych i rozpoznawania celów podczas rozwoju neuronalnego.

Wizualizacja wzorca projekcji aksonalnej embrionalnych neuronów ruchowych u Drosophila

Tutaj omawiamy proces przygotowania, sekcji, montażu i obrazowania żywych mózgów eksplantatów z larw trzeciego stadium rozwojowego Drosophila melanogaster, aby obserwować dynamikę komórkową i subkomórkową w warunkach fizjologicznych.

Obrazowanie żywymi komórkami mózgów larwalnych Drosophila melanogaster

Poznaj metodę wizualizacji nerwów segmentowych larw Drosophila w trzecim stadium rozwojowym przy użyciu mikroskopii immunofluorescencyjnej. Technika ta umożliwia badanie transportu aksonalnego i lokalizacji białek.

Wizualizacja nerwów segmentowych larw w preparatach larw Drosophila w 3^rd stadium zasiedlenia

Przeglądaj więcej filmów