Name: System hodowli zarodków kurzych ex-ovo odpowiedni do zastosowań w obrazowaniu i mikrochirurgii (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-10-23T17:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 59 s
Description: Poznaj metodę hodowli zarodków kurzych ex-ovo umożliwiającą pełną dostępność optyczną i mikrochirurgię. Technika ta wspiera długoterminowe badania embriogenezy w biologii rozwoju.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

1. Protokół hodowli ex-ovo:
<ol>
	<li>Inkubacja zapłodnionych jaj kurzych
	<ol class="lroman">
		<li>Zapłodnione jaja kurze mogą być przechowywane w temperaturze 13°C do 5 dni przed inkubacją bez inicjowania rozwoju. Temperaturę tę można utrzymać za pomocą chłodziarki do czerwonego wina.</li>
		<li>Inkubować jaja tępą stroną do góry w inkubatorze przy stałej wilgotności 60% z ciągłym kołysaniem w temperaturze 37.5°C przez 72 godziny.</li>
 </ol>
 </li>
 <li>Przygotowanie hamaków (Rycina 1a)
	<ol class="lroman">
		<li>Napełnić do ¾ wysokości plastikowe kubki o pojemności 9 oz ciepłą sterylną wodą. Standardowy kubek 9 oz ma średnicę górną 8 cm. Ustalono, że rozmiar ten jest najbardziej odpowiedni dla zastosowań w długotrwałej kulturze przedstawionych w niniejszej pracy.</li>
		<li>Odciąć około 20 cm folii spożywczej. Przymocować ją okrężnie na górze kubka, zakładając gumkę recepturkę. Folia powinna być rozciągnięta nad wodą. Odciąć nadmiar folii wokół gumki. Stwierdzono, że folia spożywcza jest najbardziej odpowiednia do tego zastosowania, ponieważ zapobiega przyleganiu żółtka, co mogłoby prowadzić do jego pęknięcia podczas transportu.</li>
		<li>Przetrzeć folię chusteczkami kimwipes (Kimberly-Clark, Inc.) zwilżonymi 70% etanolem.</li>
	</ol>
 </li>
	<li>Wyjąć jaja z inkubatora po 72 godzinach inkubacji.</li>
	<li>Zsterylizować jaja, przecierając powierzchnię chusteczkami kimwipes zwilżonymi 70% etanolem.</li>
	<li>Położyć jaja poziomo na 1-2 minuty w celu prawidłowego ustawienia zarodka (Rycina 1b). Do poziomego ułożenia jaj można użyć wytłoczki do jaj. Zarodki obrócą się do góry po 1-2 minutach.</li>
	<li>Przenieść zarodki na hamaki aseptycznie w komorze z laminarnym przepływem powietrza.
	<ol class="lroman">
 	<li>Używając ostrej krawędzi (np. krawędzi metalowego wiadra lub szklanego zlewki), delikatnie uderzyć w jajo, aż na jego dolnej stronie powstanie niewielkie wgniecenie (Rycina 1c). Należy pamiętać, że zarodek znajduje się w górnej części.</li>
		<li>Umieścić kciuki po przeciwnych stronach wgniecenia i rozdzielić skorupki poziomo (Rycina 1d).</li>
		<li>Umieścić żółtko wraz z zarodkiem oraz albuminę na hamaku (rycina 1e). Albumina zapewni amortyzujące środowisko wokół żółtka, aby absorbować wstrząsy wywołane przemieszczaniem układu, a także dostarczy składników odżywczych zarodkowi podczas długotrwałej hodowli. Woda pod hamakiem zapewni, że zarodek pozostanie równolegle do podłoża podczas transportu i będzie służyć jako przewodnik ciepła podczas obrazowania, jeśli stosowany jest grzejnik z cyrkulacją wody.</li>
		<li>Jeśli transfer został wykonany prawidłowo, zarodek powinien znajdować się już u góry. W przeciwnym razie należy użyć tępego, sterylnego przedmiotu (np. tępego końca zamkniętych nożyczek zakrzywionych) i kierunkowo pogłaskać żółtko tak, aby zarodek obrócił się do góry.</li>
		<li>Na wierzchu kubka położyć szalkę Petriego o średnicy 10 cm, aby zabezpieczyć zarodek.</li>
	</ol>
 </li>
	<li>Umieścić kulturę w kubku w inkubatorze ustawionym na 37.5°C. W przypadku użycia inkubatora przenośnego, umieszczenie 1-2 kubków 9 oz wypełnionych wodą destylowaną pozwala utrzymać wilgotność na poziomie ~60% (Rycina 1f).</li>
	<li>W przypadku hodowli zarodków poza 7. dniem embrionalnym, wokół obwodu zarodka należy rozsypać pokruszone fragmenty skorupki jaja jako źródło wapnia dla rozwoju i dojrzewania kości.</li>
</ol>
Wyposażenie dodatkowe do obrazowania i manipulacji poza inkubatorem:
W celu utrzymania temperatury inkubacji podczas obrazowania lub manipulacji zbudowano w laboratorium cyrkulacyjną kąpiel wodną (Rysunek 3). Kąpiel wodna, w której mieści się naczynie, jest połączona za pomocą odpowiednio dobranych rurek ze zbiornikiem wody. Grzałka rezystancyjna podgrzewa wodę w zbiorniku, a temperatura jest regulowana ręcznie na podstawie pomiarów. Woda jest tłoczona przez pompę wodną. Przedstawienie graficzne obrazuje łatwość obrazowania za pomocą ultrasonografii/mikroskopii fluorescencyjnej (Rysunek 3).
<img src="/files/ftp_upload/2154/2125fig1.jpg" alt="Eksperyment z osmozą jaj, kroki A-F; zestaw obejmuje wodę, jaja, zlewkę, wynikające efekty osmotyczne." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 1"> Rysunek 1. Przygotowanie hamaka i przeniesienie embrionów kurzych do hamaków.
<img src="/files/ftp_upload/2154/2125fig2.jpg" alt="Rozwój embrionalny, zarodki kurczęcia w stadiach 20-38, porównawcza analiza wzrostu, ustawienie eksperymentalne." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 2"> Rysunek 2. Reprezentatywne wyniki – zarodki kurczęcia na różnych stadiach rozwoju hodowane za pomocą techniki kultury ex ovo. Zarodki od stadium HH 17 mogą być hodowane za pomocą tej techniki.
<img src="/files/ftp_upload/2154/2125fig3.jpg" alt="Schemat zestawu do obrazowania optycznego do analizy rozwoju embrionalnego w temperaturze fizjologicznej." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 3"> Rysunek 3. Schemat i reprezentatywne zdjęcia systemu cyrkulacji wody stosowanego wraz z systemem hodowli ex-ovo w celu utrzymania zarodków w optymalnej temperaturze rozwoju.
2. Wybrane zastosowania:
 I. Mikroiniekcja
Ta hodowla embrionów jest odpowiednia do zastosowań w mikroiniekcjach, w których roztwory muszą zostać wstrzyknięte do naczyń krwionośnych w celu obrazowania opartego na kontraście (np. mikroskopia fluorescencyjna, mikrotomografia komputerowa itp.) (Rysunek 4). Poniżej znajduje się protokół mikroiniekcji:
<ol>
	<li>Przygotowanie aparatury do iniekcji
	<ol class="lroman">
		<li>Wytworzono mikroiły o ściętych końcówkach poprzez wyciąganie szklanych kapilar o średnicy wewnętrznej (ID) 0,75 mm przy użyciu mikrokuźni. Wymiar końcówki zależy od średnicy docelnej żyły lub pożądanej prędkości przepływu.</li>
		<li>Podłączyć strzykawkę do rurki silikonowej o wewnętrznej średnicy 0,03 cala.</li>
		<li>Napełnij rurkę roztworem do wstrzyknięcia i podłącz mikroigłę do rurki.</li>
		<li>Umieść mikroiigłę w mikromanipulatorze, a strzykawkę w uchwycie do strzykawek lub pompie strzykawkowej.</li>
	</ol>
 </li>
	<li>Do kubka należy dodać sterylną wodę, aby unieść embrion. Doświadczalnie ustalono, że w celu prawidłowego wprowadzenia igły do naczynia krwionośnego (tj. naczynia pępkowego), konieczna jest penetracja pozioma. Wymaga to, aby embrion znajdował się w tej samej płaszczyźnie co krawędzie kubka.
 <ol class="lroman">
		<li>Zdejmij gumkę recepturkę podtrzymującą plastik pod zarodkiem.</li>
		<li>Delikatnie unieś jedną stronę folii i dodaj do naczynia trochę sterylnej wody.</li>
		<li>Ponownie zamocuj gumkę na plastiku.</li>
	</ol>
 </li>
	<li>Wstrzyknij roztwór do naczynia embrionalnego. Z naszego doświadczenia wynika, że w przypadku wstrzykiwania roztworu do naczynia żółtkowego mikroiły powinny mieć rozmiar około 1/10th średnicy naczynia, aby utrzymać efektywną perfuzję bez wywoływania krwawienia.
<ol class="lroman">
	<li>wpompuj roztwór do mikroiły, upewniając się, że nie powstały pęcherzyki powietrza.</li>
	<li>Ustaw końcówkę mikroiły na wybranym naczyniu. W przypadku naczyń witelinowych wybór obszaru rozwidlenia zapewni maksymalną powierzchnię do penetracji naczynia.</li>
	<li>Przesunąć igłę w kierunku naczynia. Naczynie początkowo się cofnie. Po przebiciu naczynia przez igłę należy rozpocząć perfuzję. Kolor płynącej krwi powinien ulec zmianie w miarę postępu perfuzji. Jeśli zmiana koloru nie wystąpi, igła mogła przebić naczynie na wylot. W takim przypadku należy powoli wycofać mikroigłę, jednocześnie pompując roztwór, aż do momentu zaobserwowania zmiany koloru w naczyniu. Po zakończeniu perfuzji należy wycofać mikroigłę z naczynia.</li>
</ol>
</li>
</ol>
<img src="/files/ftp_upload/2154/2125fig4.jpg" alt="Układ mikroskopowy i obraz fluorescencyjny; analiza optyczna; obserwacja struktury komórkowej." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 4"> Rysunek 4: Mikrosekcja barwnika fluorescencyjnego do naczyń krwionośnych zarodka kurczaka hodowanego w systemie ex-ovo.
II. Procedura mikrosurgicalna - podwiązanie lewego przedsionka
Ten układ hodowli ex-ovo jest idealny do przeprowadzania zabiegów chirurgicznych na embrionach kurczaka, ponieważ zapewnia pełny dostęp do zarodka. Poniżej znajduje się protokół dla przykładowej techniki – podwiązania lewego przedsionka (LAL) (Rycina 5). Procedurę wykonuje się w około 24. godzinie okresu hodowli (HH24):
<ol>
	<li>Przygotować węzły nadgarstkowe o średnicy ~0.5 mm, używając nylonowej nici chirurgicznej 10-0.</li>
	<li>Za pomocą precyzyjnej pęsety lokalnie usunąć błony chorionowe i alantoidowe znad zarodka, a następnie unieść zarodek od strony grzbietowej i obrócić go pionowo tak, aby widoczna była jego lewa strona.</li>
	<li>Używając precyzyjnej pęsety, usunąć osierdzie nad lewym przedsionkiem.</li>
	<li>Ustawić węzeł nad lewym przedsionkiem i go zaciągnąć. Węzeł należy zawiązać tak, aby ograniczyć pierwotny przepływ krwi na lewą stronę o ~75%. Odciąć końce nici mikronożyczkami, a następnie ostrożnie usunąć i wyrzucić nadmiar nici.</li>
	<li>Obrócić zarodek z powrotem do pierwotnej orientacji (strona prawa na górze).</li>
	<li>W grupie kontrolnej (sham) zastosuje się tę samą procedurę, jednak nić zostanie jedynie przeprowadzona przez tkankę, a nie zawiązana. Skuteczność zabiegu LAL (zwężenie o 75%) zostanie potwierdzona 24 godziny po operacji, a zarodki niezakwalifikowane zostaną wykluczone.</li>
</ol>
<img src="/files/ftp_upload/2154/2154fig5.jpg" alt="Porównanie rozwoju zarodka, kontrola vs. traktowanie LAL, mikroskopia, dowody na różnicowanie komórkowe." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 5"> Rysunek 5: Zarodek kurczaka z grupy kontrolnej oraz zarodek z podwiązanym lewym przedsionkiem. Strzałka wskazuje lewy przedsionek, który jest o około 75% mniejszy w zarodku z podwiązaniem.

<ol><li>Zamir, E. A., Czirok, A., Cui, C., Little, C. D., Rongish, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mesodermal+cell+displacements+during+avian+gastrulation+are+due+to+both+individual+cell-autonomous+and+convective+tissue+movements%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Mesodermal cell displacements during avian gastrulation are due to both individual cell-autonomous and convective tissue movements.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 103, 19806-19811 (1980).</li>
<li>Ehrman, L. A., Yutzey, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lack+of+regulation+in+the+heart+forming+region+of+avian+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Lack of regulation in the heart forming region of avian embryos.</a> Dev Biol. 207, 163-175 (1999).</li>
<li>Clark, E. B., Hu, N., Rosenquist, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+conotruncal+constriction+on+aortic-mitral+valve+continuity+in+the+stage+18%2C+21+and+24+chick+embryo%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Effect of conotruncal constriction on aortic-mitral valve continuity in the stage 18, 21 and 24 chick embryo.</a> Am J Cardiol. 53, 324-327 (1984).</li>
<li>deAlmeida, A., McQuinn, T., Sedmera, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+ventricular+preload+is+compensated+by+myocyte+proliferation+in+normal+and+hypoplastic+fetal+chick+left+ventricle%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Increased ventricular preload is compensated by myocyte proliferation in normal and hypoplastic fetal chick left ventricle.</a> Circ Res. 100, 1363-1370 (2007).</li>
<li>Nakamura, H., Funahashi, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Introduction+of+DNA+into+chick+embryos+by+in+ovo+electroporation%5BTitle%5D)+AND+%22Methods%22%5BJournal%5D)">Introduction of DNA into chick embryos by in ovo electroporation.</a> Methods. 24, 43-48 (2001).</li>
<li>Butcher, J. T., McQuinn, T. C., Sedmera, D., Turner, D., Markwald, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transitions+in+early+embryonic+atrioventricular+valvular+function+correspond+with+changes+in+cushion+biomechanics+that+are+predictable+by+tissue+composition%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Transitions in early embryonic atrioventricular valvular function correspond with changes in cushion biomechanics that are predictable by tissue composition.</a> Circ Res. 100, 1503-1511 (2007).</li>
<li>McQuinn, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-frequency+ultrasonographic+imaging+of+avian+cardiovascular+development%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Dyn%22%5BJournal%5D)">High-frequency ultrasonographic imaging of avian cardiovascular development.</a> Dev. Dyn. 236, 3503-3513 (2007).</li>
<li>Korn, M. J., Cramer, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Windowing+chicken+eggs+for+developmental+studies%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Windowing chicken eggs for developmental studies.</a> J Vis Exp. , (2007).</li>
<li>Auerbach, R., Kubai, L., Knighton, D., Folkman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+procedure+for+the+long-term+cultivation+of+chicken+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">A simple procedure for the long-term cultivation of chicken embryos.</a> Dev Biol. 41, 391-394 (1974).</li>
</ol>

Nie zgłoszono konfliktów interesów.

Dostęp optyczny i przeprowadzanie eksperymentów na embrionach ptaków jest utrudnione ze względu na ograniczenia wynikające z budowy skorupy jaja. Wycinanie okna znacząco ogranicza liczbę mikronaczyń dostępnych do iniekcji oraz podejść mikrochirurgicznych8. W rezultacie manipulacje są możliwe jedynie w przypadku wczesnych embrionów, a ciągła obserwacja nie jest wykonalna. Wczesne hodowle ex-ovo z wykorzystaniem szalek Petriego miały ograniczone zastosowanie, ponieważ niewystarczająca kontrola napięcia ...

<table><tbody><tr><td>Zapłodnione jaja białej kury rasy Leghorn</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Model GB1, Avery Incubators, Hugo CO</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Folia spożywcza Saran Wrap</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Chusteczki Kimwipes</td><td>Kimberly-Clark Corporation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gumki recepturki</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ciepła sterylna woda</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Plastikowy kubek 9 oz</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Szalka Petri o średnicy 100 mm</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Termiczny inkubator powietrzny 1602N</td><td>GQF Manufacturing</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dekstran koniugowany z fluoresceiną (2 MDa, 1% w/v w roztworze soli fosforanowej PBS)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mikrokuźnia (Microforge)</td><td>Glassworx, Inc, St Louis MO</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Szklane kapilary (średnica wewnętrzna 0.75 mm)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mikromanipulator</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>Model M3301L</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop fluorescencyjny</td><td>Carl Zeiss, Inc.</td><td>Z20</td><td></td></tr><tr><td>Precyzyjna pęseta nr 55</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Szycie chirurgiczne nylonowe 10-0</td><td>Ethicon Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Przewody</td><td>VWR international</td><td></td><td>średnica zewnętrzna 1mm</td></tr><tr><td>Strzykawka 3 mL</td><td>BD Biosciences</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pipetka 200 &amp;mu;L i końcówki do pipety</td><td>VWR international</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

system hodowli embrionów kurzych ex-ovo odpowiedni do obrazowania i zastosowań mikrochirurgicznych

An ex-ovo Chicken Embryo Culture System Suitable for Imaging and Microsurgery Applications

Zrozumienie zależności między czynnikami genetycznymi a mikrośrodowiskowymi, które napędzają prawidłowy oraz wadliwy rozwój embrionalny, jest kluczowe dla odkrywania nowych strategii terapeutycznych. Postępy w technologiach obrazowania umożliwiły ilościowe badanie organizacji i dojrzewania planu budowy ciała, jednak morfogeneza embrionalna w późniejszych stadiach jest mniej poznana. Zarodki kurczęce stanowią atrakcyjny kręgowy model zwierzęcy do tych zastosowań ze względu na łatwość hodowli i manipulacji chirurgicznych. Wczesne embriony można hodować przez krótki czas na pierścieniach z papieru filtracyjnego, co zapewnia pełny dostęp optyczny do badań nad wzorcowaniem i losem komórek1,2. Badania zaawansowanych procesów rozwojowych, takich jak morfogeneza serca, tradycyjnie prowadzi się przez okno w skorupie jaja3-5, jednak technika ta ogranicza dostęp optyczny ze względu na rozmiar okna. Opracowaliśmy wcześniej prostą metodę hodowli całych embrionów ex-ovo w heksagonalnych łódkach ważnych do 10 dni, co umożliwiło obrazowanie o wysokiej rozdzielczości za pomocą ultrasonografii6,7. Hodowle te były trudne w transporcie, co ograniczało rodzaje narzędzi obrazujących dostępnych do eksperymentów na żywo. Przedstawiamy tutaj udoskonalony system hodowli bezskorupowej z ekonomiczną, przenośną komorą środowiskową. Jaja rozbijano na „hamak” utworzony z membrany poliuretanowej (folii spożywczej) przymocowanej obwodowo do plastikowego kubka częściowo wypełnionego sterylną wodą. Zarówno wymiary obwodu, jak i głębokość hamaka były krytyczne dla utrzymania napięcia powierzchniowego, natomiast mechanika hamaka i wody znajdującej się pod nim pomagały tłumić wibracje wywołane transportem. Opracowano również kompaktową łaźnię wodną z cyrkulacją, aby umożliwić ciągłą kontrolę temperatury podczas eksperymentów. Wykazujemy możliwość hodowli embrionów w ten sposób przez co najmniej 14 dni bez wad morfogenetycznych lub opóźnień i wykorzystujemy ten system w kilku zastosowaniach mikrochirurgicznych i obrazowych.

W niniejszym artykule przedstawiamy prostą metodologię umożliwiającą długotrwałą hodowlę embrionów ptaków ex-ovo. Technika ta jest idealna do eksperymentów podłużnych, które wymagają pełnej dostępności optycznej i/lub sterylnego transportu embrionów ptaków.

System hodowli embrionów kurzych ex-ovo odpowiedni do obrazowania i zastosowań mikrochirurgicznych

Zrozumienie zależności między czynnikami genetycznymi a mikrośrodowiskowymi, które determinują prawidłowy oraz wadliwy rozwój embrionalny, ma fundamentalne znaczenie dla ...

W systemie hodowli zarodków kurzych in ovo, przygotowanie kultur zarodków w skorupkach umożliwia badanie embriogenezy. Procedura rozpoczyna się od pozyskania i inkubacji zapłodnionych jaj kurzych w temperaturze 37.5 °C przez 72 godziny. Następnie przygotowuje się hamaki do podtrzymywania żółtek jaj z rozwijającymi się zarodkami.Następnie żółtka jaj mogą zostać przeniesione na specjalne podpory (tzw. hammocks), a embriogeneza kontynuowana jest poza skorupą. Technikę tę można zastosować do mikroiniekcji do układu naczyniowego, ultrasonografii oraz mikrochirurgii, a uzyskane wyniki mogą ukazać, jak zarodki rozwijają się w warunkach normalnych oraz zaburzonych. Cześć, nazywam się Akshay Shaker i jestem studentem studiów magisterskich w laboratorium inżynierii biomedycznej rozwoju sercowo-naczyniowego kierowanym przez Jonathana Butchera na Wydziale Inżynierii Biomedycznej na Uniwersytecie Cornell.Główną zaletą naszej techniki w porównaniu z poprzednimi metodami, takimi jak hodowla jaj in ovo, jest zapewnienie pełnego dostępu optycznego do zarodka oraz łatwość transportu bez ryzyka uszkodzeń. Witam, nazywam się Char Hin. Jestem pracownikiem naukowym na etapie postdoc w Laboratorium Bioin

an-ex-ovo-chicken-embryo-culture-system-suitable-for-imaging

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Ex-ovo system hodowania zarodków kurczaka nadający się do zastosowań w obrazowaniu i mikrochirurgii

W tym filmie zaprezentowano New culture – metodę, dzięki której zarodki kurcząt są hodowane poza jajem przez maksymalnie 24 hr. Metoda ta umożliwia badanie wczesnego rozwoju (od pręgi pierwotnej do 14 som.), co odpowiada okresowi E7-9 u myszy. Zastosowania tej techniki obejmują elektroporację, hybrydyzację in situ oraz immunohistochemię.

Metoda hodowli wczesnych zarodków kurczaka ex vivo (nowa hodowla)

Błona chorioallantoiczna (CAM) zarodka kurczaka stanowi unikalne, naturalnie immunodeficyjne środowisko hodowlane do badania angiogenezy i tumorigenzy. Niniejszy artykuł wideo prezentuje poszczególne etapy hodowli kurczaka ex ovo, aplikację substancji potencjalnie angiogennych oraz skuteczną inokulację komórek i tkanek nowotworowych na powierzchni CAM.

Hodowla kurcząt ex ovo oraz test CAM ex ovo: jak to naprawdę działa

Ten film demonstruje hodowlę ex vivo i obrazowanie wycinków okoruchowych z transgenicznych embrionów myszy. Zarodki są izolowane i osadzane w agarozie. Za pomocą wibratomu uzyskuje się plastry zawierające jądra okoruchowe i oczy. Plastry są utrzymywane w kulturze i obrazowane za pomocą mikroskopu fluorescencyjnego.

Hodowla ex vivo i obrazowanie wycinków okoruchowych z transgenicznych zarodków myszy

Kultury Slice ułatwiają manipulowanie rozwojem zarodka za pomocą zaburzeń genowych i farmakologicznych. Jednakże warunki hodowli muszą zapewniać, że normalny rozwój może przebiegać w ograniczonym środowisku wycinka. Ilustrujemy protokół, który ułatwia prawidłowy rozwój rdzenia kręgowego, aby przebiegał przez co najmniej 24 godziny.

Protokół hodowli plastrów rdzenia kręgowego zarodków kurczaka

Mitoza neuronalnego progenitora jest krytycznym parametrem neurogenezy. Znaczna część naszej wiedzy na temat mitozy progenitorowej neuronów opiera się na analizie utrwalonej tkanki. Obrazowanie na żywo w embrionalnych wycinkach mózgu jest wszechstronną techniką oceny mitozy z wysoką rozdzielczością czasową i przestrzenną w kontrolowanym środowisku.

Obrazowanie na żywo mitozy w rozwijającej się korze embrionalnej myszy

Oglądanie i dostęp do zarodka kurczaka podczas rozwoju może być wyzwaniem. Opracowaliśmy metodę ex ovo, która jest prosta, opłacalna i może być łatwo stosowana w klasie lub w środowisku badawczym. Metoda ta zapewnia dostęp do zarodka w późnych stadiach rozwoju zarodkowego (HH 40).

Zoptymalizowana hodowla ex-ovo zarodków piskląt do zaawansowanych etapów rozwoju

Tutaj prezentujemy nową technikę hodowli zarodków piskląt ex ovo do obrazowania poklatkowego przy użyciu światła przechodzącego i mikroskopii fluorescencyjnej. Kanapka z zanurzoną bibułą filtracyjną jest wariantem dobrze znanej techniki nośnika bibuły filtracyjnej1, która pozwala na hodowlę zarodków piskląt całkowicie zanurzonych w płynnej pożywce hodowlanej.

Zanurzona kanapka z bibuły filtracyjnej do długoterminowego obrazowania poklatkowego ex ovo wczesnych zarodków piskląt

Ten protokół opisuje trzy metody pozyskiwania i wykorzystywania zarodków kurczaków w wieku od 5 do 8 dni oraz ich błony kosmówkowo-omoczniowej (CAM) jako modelu in vivo do badania obrazowania ultrasonograficznego z kontrastem i dostarczania leków za pośrednictwem mikropęcherzyków.

Przygotowanie zarodków ex ovo kurczaków i naczyń błony moczowo-omoczniowej jako modelu in vivo do obrazowania ultrasonograficznego ze wzmocnieniem kontrastowym i badań nad dostarczaniem leków za pośrednictwem mikropęcherzyków

Ogólnym celem tego artykułu jest opisanie, jak przeprowadzić wewnątrzkomórkową iniekcję in ovo materiałów egzogennych do zarodków kurcząt. Takie podejście jest bardzo przydatne do badania biologii rozwoju zarodków kurczaków.

In Ovo Iniekcja donaczyniowa w zarodkach kurczaka

Ten protokół został opracowany do podłużnego monitorowania właściwości mechanicznych tkanki płytki nerwowej podczas neurulacji zarodka pisklęcia. Opiera się on na integracji mikroskopu Brillouin i systemu inkubacji na etapie, umożliwiającego mechaniczne obrazowanie na żywo tkanki płytki nerwowej w zarodkach piskląt hodowanych ex ovo.

Monitorowanie mechanicznej ewolucji tkanki podczas zamykania cewy nerwowej zarodka pisklęcia

Poznaj metodę hodowli zarodków kurzych ex-ovo umożliwiającą pełną dostępność optyczną i mikrochirurgię. Technika ta wspiera długoterminowe badania embriogenezy w biologii rozwoju.

System hodowli embrionów kurzych ex-ovo odpowiedni do obrazowania i zastosowań mikrochirurgicznych

Przeglądaj więcej filmów