Name: Wentylacja sterowana ciśnieniem w celu wywołania ostrego uszkodzenia płuc u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-05-05T12:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 55 s
Description: Poznaj model wentylacji wysokociśnieniowej u myszy do badania ostrego uszkodzenia płuc. Ta metoda pozwala zbierać próbki krwi tętniczej i płynu z płuc w celu analizy mechanizmów zespołu ostrej niewydolności oddechowej.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Niniejsze badania są finansowane z grantów National Heart, Lung, and Blood Institute R01-HL0921, R01-DK083385 oraz R01HL098294 przyznanych H. K. Eltzschig, grantu 1K08HL102267-01 przyznanego T. Eckle, grantów Foundation for Anesthesia Education and Research przyznanych T. Eckle i H. K. Eltzschig, grantu American Heart Association przyznanego T. Eckle i H. K. Eltzschig oraz stypendium badawczego Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) dla M. Koeppen.

Uwagi ogólne:
Wszystkie czynności należy przeprowadzać pod pionowym mikroskopem stereoskopowym (Olympus, SZX10 z kolumną z korbą osi Z i statywem STU2 Stand Boom Stand), korzystając z koagulatora chirurgicznego (11). Grupy eksperymentalne powinny być w jak największym stopniu dopasowane pod względem wieku i masy ciała, aby zapewnić porównywalność wyników. Temperatura, ciśnienie krwi, znieczulenie oraz podawanie płynów powinny pozostać stabilne przez cały czas trwania procedury.

1. Znieczulenie i przygotowanie tchawicy
<ol>
	<li>Użyć myszy C57BL/6 w wieku co najmniej 10 tygodni o masie ciała 22-25 g. Indukować znieczulenie za pomocą pentobarbitalu sodowego w dawce 70 mg/kg masy ciała i.p. (6). 
	Utrzymywać znieczulenie, podając około 10 mg/kg/h pentobarbitalu sodowego. Należy zachować ostrożność, aby nie przekroczyć dawki, ponieważ może to znacząco obniżyć ciśnienie krwi. 
	Ponowne podanie pentobarbitalu – nawet po kilku godzinach – może prowadzić do gwałtownego wzrostu stężeń w osoczu.</li>
	<li>Po indukcji znieczulenia unieruchomić myszy w pozycji grzbietnej, przytwierdzając kończyny górne i dolne do stołu za pomocą taśmy oraz szwu 
	zamocowanego do kostek. Postąpić analogicznie z głową, mocując ją za pomocą zębów. Odpowiednie unieruchomienie jest kluczowe dla udanej intubacji i dobrze kontrolowanego 
	przebiegu operacji. Przed zabiegiem pokryć mysz olejem mineralnym, aby zmniejszyć ryzyko wystąpienia alergii na sierść myszy. W celu zapewnienia 
	stabilnej temperatury ciała przykryć myszy dostępną w handlu folią spożywczą.</li>
	<li>Umieścić myszy na stole grzewczym z kontrolą temperatury (RT, Effenberg, Monachium, Niemcy) z sondą termometru rektalnego podłączoną do kontrolera sprzężenia termicznego 
	w celu utrzymania temperatury ciała na poziomie 37°C.</li>
	<li> Chirurgicznie odsłonić tchawicę. Oddzielić tkankę łączną z bocznych i grzbietowych stron tchawicy i umieścić pod nią dwa jedwabne szwy chirurgiczne 3.0 (Harvard apparatus, 
	USA) o długości 10 cm każdy. Szwy powinny znajdować się w odstępach około 1 cm.</li>
	<li>Ostrożnie naciąć tchawicę 3–4 mm poniżej krtani, pomiędzy dwiema chrząstkami pierścieniowatymi, używając nożyczek McPhersona-Vannasa (8 cm, ostrze proste; World Precision Instruments, USA). Należy upewnić się, że nie doszło do krwawienia, ponieważ mogłoby to zakłócić parametry końcowe.</li>
	<li>Wykonać intubację tchawicy za pomocą tępej kaniuli polietylenowej (Insyte 22g, Beckton Dickinson, USA). Wprowadzić końcówkę kaniuli polietylenowej do tchawicy pod kątem 85 stopni. Następnie przechylić kaniulę tak, aby była w jednej linii z światłem tchawicy. Powoli przesuwać rurkę dalej w dół tchawicy, aż końcówka kaniuli zniknie w otworze klatki piersiowej. Utrwalić rurkę w tej pozycji za pomocą dwóch jedwabnych szwów chirurgicznych umieszczonych grzbietowo względem tchawicy (patrz 1.4).</li>
</ol>

2. Technika wywoływania uszkodzenia płuc indukowanego respiratorem
<ol>
	<li>Podłącz rurkę do respiratora. W celu wywołania uszkodzenia płuc stosujemy technikę wentylacji sterowanej ciśnieniem przy użyciu urządzenia Servo 900 C firmy Siemens (DRE Veterinary,
	USA). Zwierzęta będą wentylowane przy szczytowym ciśnieniu wdechowym 45 mbar, częstotliwości 80 oddechów/min oraz dodatnim ciśnieniu końcowowydechowym 0-3 mbar przy
	FiO2 = 1.0. Stosunek wdechu do wydechu powinien wynosić 1:1. Pomimo faktu, że Servo 900 C został zaprojektowany jako respirator dla ludzi, jego zastosowanie w 
	ustawieniach wentylacji sterowanej ciśnieniem sprawdza się znakomicie w wentylacji myszy.</li>
	<li>Monitoruj częstość akcji serca za pomocą EKG (np. Hewlett Packard, B blingen, Niemcy). Upewnij się, że częstość akcji serca nie spadnie poniżej 400. Po wprowadzeniu wentylacji mechanicznej powinno być widoczne przesunięcie osi serca w prawo, co jest oznaką zwiększenia ciśnienia w tętnicy płucnej w następstwie wzrostu ciśnienia wewnątrzklatkowego. Jeśli u myszy rozwinie się bradykardia, sprawdź temperaturę oraz dawkę/stężenie środka znieczulającego. Znieczulenie ksylazyną/ketaminą indukuje częstość akcji serca na poziomie 250/min i dlatego nie jest zalecane.</li>
	<li>Zastosuj odpowiednią płynoterapię. Przed rozpoczęciem wentylacji należy przeprowadzić infuzję z soli fizjologicznej w tempie 0,1 ml/godzinę poprzez cewnik tętniczy lub żylny, aby zapewnić wystarczające napełnienie żylne. Ze względu na wysokie ciśnienia wentylacyjne powrót żylny do serca jest upośledzony, co może prowadzić do krytycznego spadku średniego ciśnienia tętniczego. Przed operacją można również podać dootrzewnowo bolus soli fizjologicznej w ilości 500 μl.</li>
	<li>Wprowadź cewnik do tętnicy szyjnej w celu ciągłego pomiaru ciśnienia tętniczego (27). Przed przystąpieniem do preparowania tętnicy przymocuj kończynę do ciała. Tętnica szyjna jest odsłaniana poprzez tępe rozczepianie mięśni przytchawiczych. Po dalszej ekspozycji i przy starannym unikaniu urazów tkanek (w szczególności nerwu błędnego), cewnik jest wprowadzany do naczynia przy użyciu dwóch szwów i małego zacisku (37). Pozwoli to na odsłonięcie dłuższego odcinka tętnicy. Załóż ligaturę na samym końcu tętnicy szyjnej. Przymocuj większy zacisk do końca nici, aby uzyskać napięcie, lub przymocuj nić do stołu za pomocą taśmy. Załóż kolejny szew wokół tętnicy i preparuj tętnicę aż do jej najbardziej dystalnego końca. W tym miejscu załóż mały zacisk. Używając mikronożyczek, wykonaj małe skośne nacięcie w tętnicy. Przytrzymaj otwór za pomocą precyzyjnej pęsety (Dumont, WPI) i wprowadź cewnik o odpowiedniej średnicy ręcznie lub za pomocą pęsety. Zawiąż węzeł drugim szwem i zabezpiecz tętnicę. Poluzuj zacisk i wprowadź cewnik dalej. Zabezpiecz cewnik kilkoma węzłami i taśmą. Alternatywnie, cewnik do tętnicy szyjnej można wprowadzić pod koniec eksperymentu w celu pobrania próbek krwi tętniczej do analizy gazometrii.</li>
</ol>

3. Odzyskiwanie próbek tkanek
Po 3 godzinach wentylacji mechanicznej pobiera się próbki w celu oceny stopnia uszkodzenia płuc. Zaleca się pobranie płynu z przemywania oskrzelowo-pęcherzykowego (BAL), krwi tętniczej oraz tkanki płucnej.
<ol>
	<li>Pobrać płyn z przemywania oskrzeli i pęcherzyków płucnych (BAL) na koniec eksperymentu. Po pogłębieniu anestezji przepłukać rurkę tchawiczą 1 ml soli fizjologicznej w buforze fosforanowym (PBS). Płyn powinien pozostać w tchawicy/płucach przez trzy sekundy przed odzyskaniem go za pomocą podłączonej strzykawki. Próbkę BAL należy gwałtownie zamrozić w ciekłym azocie i przechowywać w temperaturze -80°C do dalszych analiz. Należy pamiętać, że odzyskana objętość może być znacznie mniejsza niż 1 ml.</li>
	<li>Przeprowadzić analizę gazometryczną krwi na koniec eksperymentu. W tym celu należy wykonać nacięcie bezpośrednio poniżej mostka. Przytrzymać mostek kleszczykami i rozszerzyć nacięcie wzdłuż klatki piersiowej. Następnie naciąć przeponę na krawędziach i wyciąć ją z żeber. W ten sposób uzyskano otwarty widok na dolny otwór klatki piersiowej. Podnieść mostek kleszczykami i otworzyć klatkę piersiową, wykonując długie nacięcia po prawej i lewej stronie (jak najdalej bocznie), tak aby cała przednia ściana klatki piersiowej była odchylona do góry. Należy to zrobić, gdy zwierzę doświadczalne jest wciąż wentylowane mechanicznie. Lewą komorę nakłuć igłą 27 ½G i przeprowadzić analizę krwi tętniczej za pomocą systemu i-STAT (Abbott, USA). Jeśli przeprowadzana jest analiza gazometryczna krwi tętniczej, nie można pobrać próbki BAL, ponieważ stanowiłoby to istotny czynnik zakłócający wyniki.</li>
	<li>Alternatywnie do powyższej metody, próbki krwi tętniczej można pobrać za pomocą cewnika tętnicy szyjnej. Należy jednak zrobić to przed pobraniem BAL.</li>
	<li>Wyciąć płuca en-bloc, podciągając serce i przecinając tchawicę. Przygotować kawałek materiału chłonnego do usuwania krwi, aby miejsce operacyjne było widoczne. Odciągnąć serce w stronę brzucha i ostrożnie przeciąć wzdłuż kręgosłupa, aby zmobilizować wszystkie organy klatki piersiowej. Przeciąć aortę, usunąć organy klatki piersiowej i ułożyć je na czystym stole operacyjnym.</li>
	<li>Odciąć serce i główne naczynia z próbki tkankowej. Upewnić się, że do płuc nie jest już przytwierdzona tkanka grasicy. Rozdzielić płuca nożyczkami, umieścić w oddzielnych probówkach i gwałtownie zamrozić. Przechowywać w temperaturze -80°C do dalszych analiz.</li>
</ol>
4. Pomiar uszkodzenia płuc
Zalecamy zastosowanie następujących parametrów oceny w celu określenia zakresu uszkodzenia płuc: należy wykonać test ELISA dla albuminy (Bethyl Laboratories, USA) oraz test ELISA dla mieloperoksydazy (MPO) (Hycult Biotechnology, USA), aby ocenić stopień dysfunkcji bariery oraz liczbę komórek zapalnych w płycie BAL. Test ELISA dla MPO należy wykonać również z tkanki płucnej. W przypadku pomiaru stosunku masy mokrej do suchej nie pobiera się płynu BAL i nie przepłukuje krążenia płucnego (patrz 3.3). Należy zmierzyć masę płuc po wycięciu. Następnie płuca liofilizuje się przez 48 h i ponownie waży tkankę płucną. Stosunek masy mokrej do suchej oblicza się jako mg wody na mg suchej tkanki (5).
<img src="/files/ftp_upload/2525/2525fig1.jpg" alt="Wykres słupkowy zmian zawartości białek w zależności od czasu wentylacji, wskazujący istotne różnice." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1. Zawartość białek w BAL w odpowiedzi na VILI. Myszy znieczulono pentobarbitalem, następnie wdrożono wentylację mechaniczną z zastosowaniem ustawień sterowanych ciśnieniem (ciśnienie inspiracyjne 45 mbar, dodatnie ciśnienie końcowowydechowe 3 mbar, stężenie tlenu w mieszaninie wdechowej 100%). Po 0, 1, 2 i 3 godzinach wentylacji pobrano BAL i określono zawartość białek za pomocą testu kwasu bicinchoninowego (test BCA). Przedstawiono względną zmianę zawartości białek znormalizowaną względem 0 godzin wentylacji (n=4 na grupę, * oznacza p &lt; 0,05 w porównaniu z kontrolą, średnia ±SEM)

<ol><li>Eckle, T., Faigle, M., Grenz, A., Laucher, S., Thompson, L. F., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A2B+adenosine+receptor+dampens+hypoxia-induced+vascular+leak%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">A2B adenosine receptor dampens hypoxia-induced vascular leak.</a> Blood. 111, 2024-2035 (2008).</li>
<li>Eckle, T., Fullbier, L. G. renz, A,, Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Usefulness+of+pressure-controlled+ventilation+at+high+inspiratory+pressures+to+induce+acute+lung+injury+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Lung+Cell+Mol+Physiol%22%5BJournal%5D)">Usefulness of pressure-controlled ventilation at high inspiratory pressures to induce acute lung injury in mice.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 295, 718-724 (2008).</li>
<li>Eckle, T., Fullbier, L., Wehrmann, M., Khoury, J., Mittelbronn, M., Ibla, J., Rosenberger, P., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+ectonucleotidases+CD39+and+CD73+in+innate+protection+during+acute+lung+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunol%22%5BJournal%5D)">Identification of ectonucleotidases CD39 and CD73 in innate protection during acute lung injury.</a> J Immunol. 178, 8127-8137 (2007).</li>
<li>Eckle, T., Grenz, A., Kohler, D., Redel, A., Falk, M., Rolauffs, B., Osswald, H., Kehl, F., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systematic+evaluation+of+a+novel+model+for+cardiac+ischemic+preconditioning+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Systematic evaluation of a novel model for cardiac ischemic preconditioning in mice.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 291, 2533-2540 (2006).</li>
<li>Eckle, T., Grenz, A., Laucher, S., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A2B+adenosine+receptor+signaling+attenuates+acute+lung+injury+by+enhancing+alveolar+fluid+clearance+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">A2B adenosine receptor signaling attenuates acute lung injury by enhancing alveolar fluid clearance in mice.</a> J Clin Invest. 118, 3301-3315 (2008).</li>
<li>Eckle, T., Krahn, T., Grenz, A., Kohler, D., Mittelbronn, M., Ledent, C., Jacobson, M. A., Osswald, H., Thompson, L. F., Unertl, K., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardioprotection+by+ecto-5%27-nucleotidase+%28CD73%29+and+A2B+adenosine+receptors%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Cardioprotection by ecto-5'-nucleotidase (CD73) and A2B adenosine receptors.</a> Circulation. 115, 1581-1590 (2007).</li>
<li>Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adenosine%3A+an+old+drug+newly+discovered%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Adenosine: an old drug newly discovered.</a> Anesthesiology. 111, 904-915 (2009).</li>
<li>Eltzschig, H. K., Eckle, T., Mager, A., Kuper, N., Karcher, C., Weissmuller, T., Boengler, K., Schulz, R., Robson, S. C., Colgan, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ATP+release+from+activated+neutrophils+occurs+via+connexin+43+and+modulates+adenosine-dependent+endothelial+cell+function%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">ATP release from activated neutrophils occurs via connexin 43 and modulates adenosine-dependent endothelial cell function.</a> Circ Res. 99, 1100-1108 (2006).</li>
<li>Eltzschig, H. K., Ibla, J. C., Furuta, G. T., Leonard, M. O., Jacobson, K. A., Enjyoji, K., Robson, S. C., Colgan, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coordinated+adenine+nucleotide+phosphohydrolysis+and+nucleoside+signaling+in+posthypoxic+endothelium%3A+role+of+ectonucleotidases+and+adenosine+A2B+receptors%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Med%22%5BJournal%5D)">Coordinated adenine nucleotide phosphohydrolysis and nucleoside signaling in posthypoxic endothelium: role of ectonucleotidases and adenosine A2B receptors.</a> J Exp Med. 198, 783-796 (2003).</li>
<li>Eltzschig, H. K., Kohler, D., Eckle, T., Kong, T., Robson, S. C., Colgan, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Central+role+of+Sp1-regulated+CD39+in+hypoxia%2Fischemia+protection%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">Central role of Sp1-regulated CD39 in hypoxia/ischemia protection.</a> Blood. 113, 224-232 (2009).</li>
<li>Frick, J. S., MacManus, C. F., Scully, M., Glover, L. E., Eltzschig, H. K., Colgan, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contribution+of+adenosine+A2B+receptors+to+inflammatory+parameters+of+experimental+colitis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunol%22%5BJournal%5D)">Contribution of adenosine A2B receptors to inflammatory parameters of experimental colitis.</a> J Immunol. 182, 4957-4964 (2009).</li>
<li>Grenz, A., Eckle, T., Zhang, H., Huang, D. Y., Wehrmann, M., Kohle, C., Unertl, K., Osswald, H., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+a+hanging-weight+system+for+isolated+renal+artery+occlusion+during+ischemic+preconditioning+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Renal+Physiol%22%5BJournal%5D)">Use of a hanging-weight system for isolated renal artery occlusion during ischemic preconditioning in mice.</a> Am J Physiol Renal Physiol. 292, 475-485 (2007).</li>
<li>Grenz, A., Osswald, H., Eckle, T., Yang, D., Zhang, H., Tran, Z. V., Klingel, K., Ravid, K., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Reno-Vascular+A2B+Adenosine+Receptor+Protects+the+Kidney+from+Ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Medicine%22%5BJournal%5D)">The Reno-Vascular A2B Adenosine Receptor Protects the Kidney from Ischemia.</a> PLoS Medicine. 5, e137-e137 (2008).</li>
<li>Grenz, A., Zhang, H., Eckle, T., Mittelbronn, M., Wehrmann, M., Kohle, C., Kloor, D., Thompson, L. F., Osswald, H., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protective+role+of+ecto-5%27-nucleotidase+%28CD73%29+in+renal+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Soc+Nephrol%22%5BJournal%5D)">Protective role of ecto-5'-nucleotidase (CD73) in renal ischemia.</a> J Am Soc Nephrol. 18, 833-845 (2007).</li>
<li>Grenz, A., Zhang, H., Hermes, M., Eckle, T., Klingel, K., Huang, D. Y., Muller, C. E., Robson, S. C., Osswald, H., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contribution+of+E-NTPDase1+%28CD39%29+to+renal+protection+from+ischemia-reperfusion+injury%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+J%22%5BJournal%5D)">Contribution of E-NTPDase1 (CD39) to renal protection from ischemia-reperfusion injury.</a> FASEB J. 21, 2863-2873 (2007).</li>
<li>Grenz, A., Zhang, H., Weingart, J., von Wietersheim, S., Eckle, T., Schnermann, J. B., Kohle, C., Kloor, D., Gleiter, C. H., Vallon, V., Eltzschig, H. K., Osswald, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lack+of+effect+of+extracellular+adenosine+generation+and+signalling+on+renal+erythropoietin+secretion+during+hypoxia%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Renal+Physiol%22%5BJournal%5D)">Lack of effect of extracellular adenosine generation and signalling on renal erythropoietin secretion during hypoxia.</a> Am J Physiol Renal Physiol. , (2007).</li>
<li>Haeberle, H. A., Durrstein, C., Rosenberger, P., Hosakote, Y. M., Kuhlicke, J., Kempf, V. A., Garofalo, R. P., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oxygen-independent+stabilization+of+hypoxia+inducible+factor+%28HIF%29-1+during+RSV+infection%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Oxygen-independent stabilization of hypoxia inducible factor (HIF)-1 during RSV infection.</a> PLoS ONE. 3, e3352-e3352 (2008).</li>
<li>Hart, M. L., Gorzolla, I. C., Schittenhelm, J., Robson, S. C., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((SP1-dependent+induction+of+CD39+facilitates+hepatic+ischemic+preconditioning%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunol%22%5BJournal%5D)">SP1-dependent induction of CD39 facilitates hepatic ischemic preconditioning.</a> J Immunol. 184, 4017-4024 (2010).</li>
<li>Hart, M. L., Henn, M., Kohler, D., Kloor, D., Mittelbronn, M., Gorzolla, I. C., Stahl, G. L., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+extracellular+nucleotide+phosphohydrolysis+in+intestinal+ischemia-reperfusion+injury%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+J%22%5BJournal%5D)">Role of extracellular nucleotide phosphohydrolysis in intestinal ischemia-reperfusion injury.</a> FASEB J. 22, 2784-2797 (2008).</li>
<li>Hart, M. L., Jacobi, B., Schittenhelm, J., Henn, M., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cutting+Edge%3A+A2B+Adenosine+receptor+signaling+provides+potent+protection+during+intestinal+ischemia%2Freperfusion+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunol%22%5BJournal%5D)">Cutting Edge: A2B Adenosine receptor signaling provides potent protection during intestinal ischemia/reperfusion injury.</a> J Immunol. 182, 3965-3968 (2009).</li>
<li>Hart, M. L., Kohler, D., Eckle, T., Kloor, D., Stahl, G. L., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+treatment+of+mouse+or+human+blood+with+soluble+5%27-nucleotidase+inhibits+platelet+aggregation%5BTitle%5D)+AND+%22Arterioscler+Thromb+Vasc+Biol%22%5BJournal%5D)">Direct treatment of mouse or human blood with soluble 5'-nucleotidase inhibits platelet aggregation.</a> Arterioscler Thromb Vasc Biol. 28, 1477-1483 (2008).</li>
<li>Hart, M. L., Much, C., Gorzolla, I. C., Schittenhelm, J., Kloor, D., Stahl, G. L., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extracellular+adenosine+production+by+ecto-5%27-nucleotidase+protects+during+murine+hepatic+ischemic+preconditioning%5BTitle%5D)+AND+%22Gastroenterology%22%5BJournal%5D)">Extracellular adenosine production by ecto-5'-nucleotidase protects during murine hepatic ischemic preconditioning.</a> Gastroenterology. 135, 1739-1750 (2008).</li>
<li>Hart, M. L., Much, C., Kohler, D., Schittenhelm, J., Gorzolla, I. C., Stahl, G. L., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+a+hanging-weight+system+for+liver+ischemic+preconditioning+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Gastrointest+Liver+Physiol%22%5BJournal%5D)">Use of a hanging-weight system for liver ischemic preconditioning in mice.</a> Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 294, 1431-1440 (2008).</li>
<li>Hartmann, H., Eltzschig, H. K., Wurz, H., Hantke, K., Rakin, A., Yazdi, A. S., Matteoli, G., Bohn, E., Autenrieth, I. B., Karhausen, J., Neumann, D., Colgan, S. P., Kempf, V. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hypoxia-independent+activation+of+HIF-1+by+enterobacteriaceae+and+their+siderophores%5BTitle%5D)+AND+%22Gastroenterology%22%5BJournal%5D)">Hypoxia-independent activation of HIF-1 by enterobacteriaceae and their siderophores.</a> Gastroenterology. 134, 756-767 (2008).</li>
<li>Heinzelmann, F., Jendrossek, V., Lauber, K., Nowak, K., Eldh, T., Boras, R., Handrick, R., Henkel, M., Martin, C., Uhlig, S., Kohler, D., Eltzschig, H. K., Wehrmann, M., Budach, W., Belka, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Irradiation-induced+pneumonitis+mediated+by+the+CD95%2FCD95-ligand+system%5BTitle%5D)+AND+%22J+Natl+Cancer+Inst%22%5BJournal%5D)">Irradiation-induced pneumonitis mediated by the CD95/CD95-ligand system.</a> J Natl Cancer Inst. 98, 1248-1251 (2006).</li>
<li>Koeppen, M., Eckle, T., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+deletion+of+the+A1+adenosine+receptor+abolishes+heart-rate+slowing+effects+of+intravascular+adenosine+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Selective deletion of the A1 adenosine receptor abolishes heart-rate slowing effects of intravascular adenosine in vivo.</a> PLoS One. 4, e6784-e6784 (2009).</li>
<li>Kohler, D., Eckle, T., Faigle, M., Grenz, A., Mittelbronn, M., Laucher, S., Hart, M. L., Robson, S. C., Muller, C. E., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CD39%2Fectonucleoside+triphosphate+diphosphohydrolase+1+provides+myocardial+protection+during+cardiac+ischemia%2Freperfusion+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">CD39/ectonucleoside triphosphate diphosphohydrolase 1 provides myocardial protection during cardiac ischemia/reperfusion injury.</a> Circulation. 116, 1784-1794 (2007).</li>
<li>Kuhlicke, J., Frick, J. S., Morote-Garcia, J. C., Rosenberger, P., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hypoxia+Inducible+Factor+%28HIF%29-1+Coordinates+Induction+of+Toll-Like+Receptors+TLR2+and+TLR6+during+Hypoxia%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Hypoxia Inducible Factor (HIF)-1 Coordinates Induction of Toll-Like Receptors TLR2 and TLR6 during Hypoxia.</a> PLoS ONE. 2, e1364-e1364 (2007).</li>
<li>Morote-Garcia, J. C., Rosenberger, P., Kuhlicke, J., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((HIF-1-dependent+repression+of+adenosine+kinase+attenuates+hypoxia-induced+vascular+leak%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">HIF-1-dependent repression of adenosine kinase attenuates hypoxia-induced vascular leak.</a> Blood. 111, 5571-5580 (2008).</li>
<li>Morote-Garcia, J. C., Rosenberger, P., Nivillac, N. M., Coe, I. R., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hypoxia-inducible+factor-dependent+repression+of+equilibrative+nucleoside+transporter+2+attenuates+mucosal+inflammation+during+intestinal+hypoxia%5BTitle%5D)+AND+%22Gastroenterology%22%5BJournal%5D)">Hypoxia-inducible factor-dependent repression of equilibrative nucleoside transporter 2 attenuates mucosal inflammation during intestinal hypoxia.</a> Gastroenterology. 136, 607-618 (2009).</li>
<li>Reutershan, J., Vollmer, I., Stark, S., Wagner, R., Ngamsri, K. C., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adenosine+and+inflammation%3A+CD39+and+CD73+are+critical+mediators+in+LPS-induced+PMN+trafficking+into+the+lungs%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+J%22%5BJournal%5D)">Adenosine and inflammation: CD39 and CD73 are critical mediators in LPS-induced PMN trafficking into the lungs.</a> FASEB J. 23, 473-482 (2009).</li>
<li>Schingnitz, U., Hartmann, K., Macmanus, C. F., Eckle, T., Zug, S., Colgan, S. P., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Signaling+through+the+A2B+adenosine+receptor+dampens+endotoxin-induced+acute+lung+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunol%22%5BJournal%5D)">Signaling through the A2B adenosine receptor dampens endotoxin-induced acute lung injury.</a> J Immunol. 184, 5271-5279 (2010).</li>
<li>Thompson, L. F., Eltzschig, H. K., Ibla, J. C., Van De Wiele, C. J., Resta, R., Morote-Garcia, J. C., Colgan, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Crucial+role+for+ecto-5%27-nucleotidase+%28CD73%29+in+vascular+leakage+during+hypoxia%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Med%22%5BJournal%5D)">Crucial role for ecto-5'-nucleotidase (CD73) in vascular leakage during hypoxia.</a> J. Exp. Med. 200, 1395-1405 (2004).</li>
<li>Aherne, C. M., Kewley, E. M., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+resurgence+of+A2B+adenosine+receptor+signaling%5BTitle%5D)+AND+%22Biochim+Biophys+Acta%22%5BJournal%5D)">The resurgence of A2B adenosine receptor signaling.</a> Biochim Biophys Acta. , (2010).</li>
<li>Eckle, T., Koeppen, M., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+extracellular+adenosine+in+acute+lung+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Physiology+%28Bethesda%29%22%5BJournal%5D)">Role of extracellular adenosine in acute lung injury.</a> Physiology (Bethesda). 24, 298-306 (2009).</li>
<li>Koeppen, M., Feil, R., Siegl, D., Feil, S., Hofmann, F., Pohl, U., de Wit, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((cGMP-dependent+protein+kinase+mediates+NO-+but+not+acetylcholine-induced+dilations+in+resistance+vessels+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">cGMP-dependent protein kinase mediates NO- but not acetylcholine-induced dilations in resistance vessels in vivo.</a> Hypertension. 44, 952-955 (2004).</li>
</ol>

Nie mamy nic do ujawnienia.

Niniejsze badanie opisuje technikę wywoływania respiratorowego uszkodzenia płuc u myszy. Model ten wykazuje wysoką powtarzalność uszkodzeń wynikających z wentylacji wysokociśnieniowej. Model ten może być przydatny dla badaczy planujących analizę ostrego uszkodzenia płuc u myszy.

<table><tbody><tr><td>Pentobarbital sodowy (Fatal Plus)</td><td>Vortech Pharmaceutical Ls, Ltd</td><td>V.P.L. 9372</td><td>4mg/mL w soli fizjologicznej</td></tr><tr><td>Insyte 22 G</td><td>BD Biosciences</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>Sznur jedwabny 4.0</td><td>Harvard Apparatus</td><td>517698</td><td></td></tr><tr><td>Sznur Prolene 8.0</td><td>Ethicon Inc.</td><td>M8739</td><td>wielorazowy</td></tr><tr><td>Siemens 900&amp;#x00B0;C</td><td>DRE Veterinary</td><td># 336</td><td>odnowiony</td></tr><tr><td>mikroskop sekcyjny (SZX10 )</td><td>Olympus Corporation</td><td>n/a</td><td>należy uwzględnić odpowiednią odległość roboczą</td></tr><tr><td>Stół grzewczy</td><td>Rt, Effenberger, Niemcy</td><td>n/a</td><td>jedyny i wyłączny dostawca</td></tr><tr><td>Urządzenie do pomiaru ciśnienia krwi</td><td>Cyber Sense, Inc</td><td>BPM02</td><td></td></tr><tr><td>I STAT</td><td>Abbott Laboratories</td><td>n/a</td><td></td></tr></tbody></table>

wentylacja z kontrolowanym ciśnieniem w celu wywołania ostrego uszkodzenia płuc u myszy

Pressure Controlled Ventilation to Induce Acute Lung Injury in Mice

Modele mysie są szeroko wykorzystywane do badania ostrych obrażeń różnych układów narządowych (1-34). Ostry uszkodzenie płuc (ALI), występujące przy przedłużonej wentylacji mechanicznej, przyczynia się do zachorowalności i śmiertelności w przebiegu stanów krytycznych, a badania nad nowymi celami genetycznymi lub farmakologicznymi stanowią obszar intensywnych poszukiwań (1-3, 5, 8, 26, 30, 33-36). ALI definiuje się jako nagły początek choroby, który prowadzi do niekardiogennego obrzęku płuc i następującego po nim upośledzenia wymiany gazowej w płucach (36). Opracowaliśmy mysi model ALI, wykorzystując wentylację sterowaną ciśnieniem do wywołania uszkodzenia płuc indukowanego respiratorem (2). W tym celu myszy C57BL/6 poddaje się znieczuleniu, wykonuje tracheotomię, a następnie indukuje ALI poprzez wentylację mechaniczną. Myszy są wentylowane w trybie sterowania ciśnieniem z maksymalnym ciśnieniem wdechowym 45 mbar przez okres od 1 do 3 godzin. Jako parametry końcowe ocenia się obrzęk płuc (stosunek masy mokrej do suchej), zawartość albuminy w płynie bronchoalveolarnym, zawartość mieloperoksydazy w płynie bronchoalveolarnym i tkance płucnej oraz wymianę gazową w płucach (2). Wykorzystując tę technikę, wykazaliśmy, że w stopniu wystarczającym indukuje ona ostry stan zapalny płuc i pozwala na rozróżnienie między różnymi grupami leczonymi lub genotypami (1-3, 5). W związku z tym technika ta może być pomocna dla badaczy analizujących mechanizmy molekularne zaangażowane w ALI, stosujących podejście genetyczne u myszy z celowaną delecją genów.

Mysi model uszkodzenia płuc indukowanego przez respirator jest ważnym narzędziem do badania ostrego uszkodzenia płuc in vivo. W niniejszej pracy przedstawiamy łatwy w zastosowaniu model in situ ostrego uszkodzenia płuc, w którym do wywołania ostrej niewydolności płuc wykorzystano mechaniczną wentylację wysokociśnieniową.

Wentylacja z kontrolowanym ciśnieniem w celu wywołania ostrego uszkodzenia płuc u myszy

Modele mysie są szeroko wykorzystywane do badania ostrych uszkodzeń różnych układów narządowych (1-34). Ostre uszkodzenie płuc (ALI), które występuje przy przedłużonym...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest wywołanie urazu płuc u myszy przy użyciu respiratora. Jest to realizowane poprzez wykonanie tracheotomii i zastosowanie mechanicznej wentylacji pod wysokim ciśnieniem. Następnie wprowadza się cewnik do tętnicy szyjnej w celu pomiaru parametrów hemodynamicznych.Po utrzymaniu zwierzęcia na respiratorze przez czas wystarczający do wywołania uszkodzenia płuc, pobierane są próbki krwi tętniczej oraz płyn z płukania oskrzelowo-pęcherzykowego. Ostatnim etapem procedury jest pobranie tkanki płucnej do dalszych analiz. W efekcie można uzyskać wyniki korelujące zmiany w pobranych próbkach z czasem trwania wentylacji mechanicznej.Główną zaletą tej techniki w porównaniu z istniejącymi metodami, takimi jak inhalacja LPS, jest to, że indukuje ona ostry uraz płuc, który wykazuje wszystkie główne cechy zespołu ostrej niewydolności oddechowej występującego u ludzi. Aby rozpocząć, umieść znieczuloną mysz w pozycji grzbietnej na stole grzewczym z kontrolą temperatury, zapętli materiał szewny wokół każdej kończyny, a następnie przymocuj szwy do stołu taśmą. Następnie unieruchom głowę, przeprowadzając szew pod górnymi zębami.Podaj bolus soli fizjologicznej w ilości 500 µL i wprowadź sondę rektalną podłączoną do kontrolera sprzężenia termicznego, aby zapewnić utrzymanie temperatury ciała na poziomie 37 °C. Po przygotowaniu mysz można pokryć olejem mineralnym, aby zmniejszyć ekspozycję na alergeny pochodzące z sierści. Na koniec owiń zwierzę dostępną w handlu folią spożywczą, aby pomóc w utrzymaniu temperatury ciała.Aby odsłonić tchawicę, należy wykonać nacięcie wzdłuż szyi, a następnie tępym sposobem odpreparować otaczające mięśnie i tkankę łączną. Pod tchawicą, w odstępie około jednego centymetra, należy umieścić dwie nici chirurgiczne o długości 10 centymetrów. Za pomocą nożyczek typu mc first i Vanna należy ostrożnie naciąć tchawicę pomiędzy dwoma pierścieniami chrzęstnymi, około trzy do czterech milimetrów poniżej krtani.Aby zakończyć intubację, wprowadź końcówkę tępej kaniuli polietylenowej do tchawicy pod kątem 85 stopni. Następnie przechyl kaniulę tak, aby znajdowała się w osi światła tchawicy. Powoli posuwaj rurkę, aż jej końcówka zniknie w otworze klatki piersiowej.Unieruchom rurkę w pozycji za pomocą dwóch szwów chirurgicznych, które zostały wcześniej umieszczone pod tchawicą. Na koniec podłącz rurkę do respiratora. Uszkodzenie płuc jest indukowane za pomocą urządzenia servo 900 C firmy Siemens.Stosując technikę wentylacji z kontrolą ciśnienia, ustaw szczytowe ciśnienie wdechowe na 45 millibars przy częstotliwości 80 oddechów na minutę i dodatnim ciśnieniu końcowowydechowym od zero do trzech millibars, z ułamkowym stężeniem tlenu w mieszaninie wdechowej równym 1 oraz stosunkiem wdechu do wydechu wynoszącym 1:1. Po pomyślnym podłączeniu zwierzęcia do respiratora, do tętnicy szyjnej wprowadza się kaniulę w celu pomiaru ciśnienia tętniczego i częstości akcji serca. Dłuższy odcinek tętnicy zostanie odsłonięty, jeśli kończyna zostanie najpierw przytwierdzona do boku ciała.Rozpocznij od tępego rozczłonkowania mięśni przytętniczych, aby odsłonić tętnicę szyjną. Po izolacji nałóż szew na proksymalnym końcu tętnicy i zabezpiecz go zaciskiem lub taśmą. Umieść drugi szew około jednego centymetra od pierwszego i zawiąż go, ale nie zaciskaj szwu wokół tętnicy. Przeprowadź preparację tętnicy aż do jej najbardziej dystalnego końca i załóż mały zacisk, aby zapobiec utracie krwi.Za pomocą mikronożyczek wykonaj niewielkie ukośne nacięcie w tętnicy powyżej drugiego szwu. Przytrzymaj otwór za pomocą precyzyjnej pęsety podczas wprowadzania cewnika, a następnie zaciśnij węzeł, aby go ustabilizować. Następnie poluzuj zacisk i wprowadź cewnik dalej.Przesuń cewnik poza drugą szwę. Zabezpiecz cewnik za pomocą kilku węzłów i taśmy. Po umieszczeniu cewnika w odpowiedniej pozycji, podawaj sól fizjologiczną z prędkością 0,1 ml/h i podłącz go do urządzenia do pomiaru ciśnienia krwi.Na koniec przymocuj zaciski do kończyn w celu monitorowania tętna. Po trzech godzinach wentylacji mechanicznej pobiera się próbki, aby ocenić zakres uszkodzenia płuc. W pierwszej kolejności pobierz próbki z cewnika tętnicy szyjnej do analizy gazometrii krwi.Po pogłębieniu poziomu znieczulenia odłącz aparat do wentylacji i wprowadź strzykawkę wypełnioną 1 ml soli fizjologicznej w buforze fosforanowym. Wciśnij tłok strzykawki i odczekaj trzy sekundy przed pobraniem płynu z płukania oskrzelowo-pęcherzykowego z powrotem do strzykawki. Należy zauważyć, że odzyskana objętość powinna być znacznie mniejsza niż 1 ml. Flash.Zamrozić płyn z płukania pęcherzyków płucnych w ciekłym azocie i przechowywać w temperaturze -80 °C. Aby wyizolować płuca, najpierw wykonać nacięcie tuż poniżej mostka. Przytrzymać mostek pincetą i przedłużyć nacięcie wzdłuż klatki piersiowej. Następnie przeciąć przeponę przy krawędziach i oddzielić ją od żeber, aby uzyskać wyraźny widok na dolny otwór klatki piersiowej.Podnieś mostek pęsetą i otwórz klatkę piersiową, wykonując długie nacięcia po prawej i lewej stronie, prowadząc je jak najbardziej bocznie, tak aby całą przednią ścianę klatki piersiowej można było odchylić do góry. Podłącz igłę o rozmiarze 27,5 G do strzykawki wypełnionej 5 mL PBS. Wprowadź igłę do prawej komory i przepłucz krwiobieg tętniczy, aż płuca staną się całkowicie białe.Jeśli tak się nie stanie, upewnij się, że końcówka igły jest prawidłowo umieszczona w prawej komorze i w razie potrzeby zmień jej położenie. Wyciąć płuca i blok, odciągając serce do góry i przecinając tchawicę. Użyć chusteczek nasączonych do wchłonięcia krwi utrudniającej widoczność.Odciągnij serce w kierunku brzucha i ostrożnie przetnij wzdłuż kręgosłupa, aby zmobilizować wszystkie narządy klatki piersiowej. Przetnij aortę i przełóż narządy klatki piersiowej na czysty stół chirurgiczny. Wycięcie serca i usuń z próbki wszystkie większe naczynia.Upewnij się, że do płuc nie przytwierdza się już żadna tkanka grasicy. Rozdziel płaty płuc, umieść je w oddzielnych probówkach, zamroź w ciekłym azocie (snap freeze) i przechowuj w temperaturze -80 °C do dalszej analizy.Jak widać tutaj, zawartość białka w płycie z płukania pęcherzykowo-oskrzelowego wzrasta wraz z czasem wentylacji. W celu oceny zakresu uszkodzenia płuc przedstawiono względną zmianę zawartości białka znormalizowaną do zera godzin wentylacji. Wykonano testy ELISA dla albuminy i mieloperoksydazy oraz określono liczbę komórek zapalnych w płynie BAL.

pressure-controlled-ventilation-to-induce-acute-lung-injury-in-mice

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Wentylacja kontrolowana ciśnieniem w celu wywołania ostrego uszkodzenia płuc u myszy

Ten protokół wywołuje ostre uszkodzenie płuc u myszy, która jest bardzo zbliżona do patogenezy kwaśnego zapalenia płuc obserwowanej u ludzi. Generujemy maksymalne ostre, nieśmiertelne uszkodzenie płuc o niskim pH i uwzględniamy różnice w anatomicznej budowie układu oddechowego gryzoń i człowieka za pomocą otwartej tracheostomii w połączeniu ze zwolnieniem ciśnienia obwodowego.

Mysi model ostrego uszkodzenia płuc z otwartą tracheostomią do aspiracji kwasu żołądkowego skutkuje maksymalnym ostrym nieśmiertelnym uszkodzeniem płuc

Przedstawiona tutaj jest procedura krok po kroku do wywołania ostrego uszkodzenia płuc u myszy poprzez bezpośrednie wkroplenie lipopolisacharydu dotchawiczego i przeprowadzenie analizy FACS próbek krwi, płynu z płukania oskrzelowo-pęcherzykowego i tkanki płucnej. Minimalna inwazyjność, prosta obsługa, dobra odtwarzalność i miareczkowanie ciężkości choroby to zalety tego podejścia.

Wywoływanie ostrego uszkodzenia płuc u myszy przez bezpośrednie wkroplenie lipopolisacharydów dotchawiczych

Selektywne wkraplanie kwasu dooskrzelowego do lewego płuca u myszy powoduje jednostronne i samoograniczające się ostre uszkodzenie płuc, które modeluje ludzki zespół ostrej niewydolności oddechowej (ARDS) wywołany aspiracją kwasu żołądkowego.

Model samoograniczającego się ostrego uszkodzenia płuc przez jednostronne wkroplenie kwasu dooskrzelowego

Myszy narażone na działanie ozonu i endotoksyn bakteryjnych wykazują rozległą śmierć komórek, w tym neutrofili. Zaobserwowaliśmy adaptacje komórkowe, takie jak zakłócenie blaszek cytoszkieletu, zwiększona ekspresja komórkowa podjednostki syntazy ATP kompleksu V β i angiostatyny w płukaniu oskrzelowo-pęcherzykowym, supresja odpowiedzi immunologicznej płuc i opóźniona rekrutacja neutrofili.

Wizualizacja adaptacji komórek płuc podczas połączonego ozonu i ostrego mysiego uszkodzenia płuc wywołanego ozonem i LPS

Kombinacja wymywania środka powierzchniowo czynnego za pomocą 0,9% soli fizjologicznej (35 mL/kg masy ciała, 37 °C) i wentylacji o dużej objętości oddechowej z niskim PEEP powodującym umiarkowane uszkodzenie płuc wywołane respiratorem (VILI) skutkuje eksperymentalnym zespołem ostrej niewydolności oddechowej (ARDS). Metoda ta zapewnia model uszkodzenia płuc z niską/ograniczoną zdolnością rekrutacyjną do badania wpływu różnych strategii wentylacji przez dłuższy czas.

Niedobór środków powierzchniowo czynnych w połączeniu ze szkodliwą wentylacją skutkuje powtarzalnym modelem zespołu ostrej niewydolności oddechowej (ARDS)

Mikroskopia fluorescencyjna przyżyciowej może być wykorzystana do badania interakcji leukocytów-śródbłonka i perfuzji naczyń włosowatych w czasie rzeczywistym. Protokół ten opisuje metody obrazowania i ilościowego oznaczania tych parametrów w mikrokrążeniu płucnym za pomocą stabilizowanego próżniowo systemu obrazowania płuc.

Przyżyciowa mikroskopia fluorescencyjna szerokokątnego mikrokrążenia płucnego w eksperymentalnym ostrym uszkodzeniu płuc z wykorzystaniem systemu obrazowania stabilizowanego próżniowo

Ten manuskrypt opisuje stworzenie zakaźnego modelu zapalenia płuc u myszy i odpowiednią charakterystykę leczenia urazów wraz z metodami hodowli bakterii i wkraplania dotchawiczego. Opisano również nowatorskie podejście wykorzystujące wysokowymiarową cytometrię przepływową do oceny krajobrazu immunologicznego.

Eksperymentalny model do oceny ustąpienia zapalenia płuc

Mysi model chirurgiczny do tworzenia uszkodzenia reperfuzyjnego niedokrwienia lewego płuca (IR) przy jednoczesnym utrzymaniu wentylacji i unikaniu niedotlenienia.

Mysi model intubacji jamy ustnej i tchawicy i wentylowanej operacji reperfuzji niedokrwienia płuc

Tutaj proponujemy protokół dostarczania lipopolisacharydów dotchawiczych (LPS) poprzez nieinwazyjną intubację dotchawiczą ustno-gardłową. Metoda ta minimalizuje uraz związany z zabiegiem chirurgicznym u zwierzęcia i dokładnie dostarcza LPS do tchawicy, a następnie do płuc.

Nieinwazyjne wkraplanie lipopolisacharydu dotchawiczego u myszy

Protokół ten opisuje opracowanie modelu noworodkowego prosięta ostrego urazu płuc, który modeluje wczesne zdarzenia patogenne występujące w przedwczesnym płucu, w tym niewystarczającą ilość surfaktantu, hiperoksję, wentylację pod wysokim ciśnieniem oraz stan zapalny, aby ułatwić zrozumienie molekularnych czynników wyzwalających dysplazję oskrzelowo-monową oraz poprawić terapeutyczne tłumaczenie.

Opracowanie modelu ostrego uszkodzenia płuc u prosiatka noworodkowego, odtwarzającego wczesne środowisko przedwcześniackich płuc

W tym badaniu wykazano, że nieinwazyjna technika instylacji tchawicy pozwala na rozwój ALI u szczurów za pomocą podstawowego laryngoskopu, aby zapewnić precyzyjne dostarczanie LPS do płuc. LPS jest wprowadzany za pomocą rurki tchawicowej za pomocą laryngoskopu. Skala uszkodzenia płuc jest oceniana w wielu punktach czasowych.

Nieinwazyjne podanie lipopolisacharydu przez endotchawicę w celu wywołania ostrego uszkodzenia płuc u gryzoni

Poznaj model wentylacji wysokociśnieniowej u myszy do badania ostrego uszkodzenia płuc. Ta metoda pozwala zbierać próbki krwi tętniczej i płynu z płuc w celu analizy mechanizmów zespołu ostrej niewydolności oddechowej.

Wentylacja z kontrolowanym ciśnieniem w celu wywołania ostrego uszkodzenia płuc u myszy

Przeglądaj więcej filmów