Name: Zapisy EEG o dużej gęstości swobodnie poruszających się myszy przy użyciu mikroelektrody na bazie poliimidu (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-01-11T21:10:00.000+00:00
Duration: 6 min 59 s
Description: Poznaj metodę implantacji mikroelektrod na bazie poliimidu do rejestracji EEG o dużej gęstości u swobodnie poruszających się myszy. Technika ta umożliwia precyzyjną analizę aktywności mózgowej w badaniach neurobiologicznych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Wspierane przez grant KIST (2E21510), program National Honor Scientist Ministerstwa Edukacji oraz Program Badań nad Oryginalnymi Technologiami w Zakresie Nauk o Mózgu realizowany przez Narodową Fundację Badawczą Korei finansowany przez Ministerstwo Edukacji, Nauki i Technologii (2010-0018944).

1. Podsumowanie
Myszy hybrydowe C57BL/6J - 129S4/SvJae (w wieku 12~15 tygodni) są znieczulane koktajlem ketaminy (120 mg/kg i.p.) i ksylazyny (6 mg/kg, i.p.). Przed operacją wykonuje się ucisk ogona lub palca, aby sprawdzić głębokość znieczulenia. Mysz jest unieruchomiona w aparacie stereotaktycznym (David Kopf Instruments, Model 902, Calif, USA). Skóra głowy jest nacinana w linii środkowej na długości około 25 mm, aby odsłonić czaszkę, przy zastosowaniu lidokainy w celu zmniejszenia bólu. Wszelkie zanieczyszczenia na czaszce są usuwane za pomocą nasączonych solą fizjologiczną patyczków bawełnianych, aby zwiększyć przyleganie elektrody do czaszki. Punkty bregma i lambda są zaznaczane i ustawiane w tej samej płaszczyźnie poziomej. Matryca mikroelektrod oparta na poliimidzie (PBM-array) jest pozycjonowana tak, aby jej pionowa linia środkowa pokrywała się z linią środkową czaszki. Punkt bregma powinien znajdować się na środku 5th warstwy przedniej PBM-array. Dwie lub trzy mikosruby są umieszczane w wolnej przestrzeni na krawędzi czaszki, aby pomóc w zabezpieczeniu pozycji elektrody za pomocą cementu stomatologicznego. Aby podeprzeć złącze PBM-array, umieszczamy wspornik na środku głowy i pokrywamy go cementem stomatologicznym. Po utwardzeniu nacięta skóra jest zszywana, a na rekonwalescencję przeznacza się co najmniej 5 dni. Podczas rekonwalescencji myszy są utrzymywane w oddzielnych klatkach z wolnym dostępem do pokarmu i wody. Po rekonwalescencji wykonuje się zapis EEG. Opieka nad zwierzętami, procedury chirurgiczne i rejestracyjne były zgodne z wytycznymi Instytucjonalnego Komitetu ds. Opieki i Korzystania ze Zwierząt, zgodnie z ustawą 1992 koreańskich przepisów dotyczących opieki nad zwierzętami laboratoryjnymi oraz powiązanymi wytycznymi. Matryce PBM-array w niniejszym piśmie zostały wykonane zgodnie z opisem Choi. et. al.1 W celu użycia tej samej matrycy PBM-array przedstawionej w filmie należy skontaktować się z autorami.
2. Procedura
<ol>
<li>Przygotować wysterylizowane narzędzia chirurgiczne oraz aparat stereotaktyczny.</li>
<li>Zanestezjować mysz środkiem znieczulającym (np. ketaminą/ksylazyną w dawkach odpowiednio 120 i 60 mg/kg i.p.). Przed operacją należy przeprowadzić test uszczypnięcia ogona lub palca, aby sprawdzić głębokość znieczulenia.</li>
<li>Zamocować mysz w aparacie stereotaktycznym, umieszczając pręty uszne w kanałach słuchowych myszy i dokręcając je. Oczy można pokryć biozgodnym żelem (np. wazeliną), aby zapobiec ich wysychaniu pod wpływem światła operacyjnego. Po zwilżeniu głowy myszy 70% etanolem, ogolić futro z głowy.</li>
<li>Naciąć skórę głowy na długości około 25 mm za pomocą skalpela. Zaleca się podanie niewielkiej ilości 2% chlorowodorku lidokainy pod skórę. Odciągnąć skórę za pomocą mikroklem (Fine Science Tools (USA), Inc., 18052-03, Calif, USA), aby utrzymać nacięcie szeroko otwarte.</li>
<li>Przetrzeć wszelkie pozostałości tkankowe na czaszce za pomocą watników nasączonych solą fizjologiczną, aby zwiększyć przyczepność macierzy PBM do czaszki. Skuteczne jest również użycie nadtlenku do usunięcia resztek opon mózgowych.</li>
<li>Zlokalizować punkty bregma i lambda na czaszce i zaznaczyć je markerem na bazie oleju. Umieścić macierz PBM tak, aby jej pionowa linia środkowa pokrywała się z linią środkową czaszki, jak pokazano na Rysunku 1. Za pomocą jednej kropli wody z kranu ustawić punkt bregma na środku 5th warstwy przedniej części macierzy PBM. Ostrożnie przetrzeć elektrodę foliową od strony przyśrodkowej do bocznej, aby zapewnić lepszą adhezję. Aby elektroda foliowa mocniej przylegała do czaszki, powinna być na niej całkowicie sucha. Elektroda foliowa pozostaje przymocowana do czaszki dzięki siłom van der Waalsa. Przy ponownym pozycjonowaniu elektrody konieczna jest kolejna kropla wody z kranu, aby zapobiec rozerwaniu elektrody. 
<img src="/files/ftp_upload/2562/2562fig1.jpg" alt="Mapowanie elektrod; rejestracja aktywności neuronalnej; analiza aktywności mózgu; schemat; ustawienie eksperymentalne." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1. (Lewo) Macierz PBM na czaszce myszy. Oś przednio-tylna macierzy PBM pokrywa się z linią między punktami bregma (BP) i lambda (LP). (Prawo) Przewidywane położenia elektrod na powierzchni mózgu myszy. Anatomia myszy została wysegmentowana z bazy cyfrowego atlasu MRI 3D mózgu dorosłej myszy C57BL/6J stworzonej w Brookhaven national lab, a lokalizacje elektrod zaznaczono zgodnie z pomiarami stereotaktycznymi. Na prawym rysunku zaznaczono elektrody masy (G) i referencyjne (Ref).</li>
<li>Zaznaczyć co najmniej trzy pozycje na odsłoniętym obszarze czaszki, a następnie wywiercić w tych miejscach otwory za pomocą wiertła stomatologicznego w celu umieszczenia wspierających mikowkrętów. Mikowkręty te pełnią rolę podpór i mechanicznie stabilizują cement stomatologiczny na czaszce. Podczas wiercenia należy zachować szczególną ostrożność. Ponieważ czaszka myszy składa się z cienkich warstw, podczas wiercenia może łatwo dojść do krwotoku. W przypadku wystąpienia krwawienia należy przerwać wiercenie i wprowadzić do otworu niewielką ilość proszku hemostatycznego.</li>
<li>Nanieść akrylowy cement stomatologiczny (Vertex-Dental, Vertex Self-Curing, Holandia), aby pokryć macierz PBM, wkręty mocujące i resztę czaszki. Cement stomatologiczny należy przygotować do konsystencji kleistej i lepkej.</li>
<li>Przymocować sztywny pręt jako wspornik na środku głowy za pomocą mocnego kleju (na przykład Loctite, Henkel Loctite Corp, Dublin, Irlandia). Nakleić dwustronną taśmę klejącą na tylnej stronie płaszczyzny złącza. Ustawić złącze macierzy PBM tak, aby połączyło się z końcówką wspornika. Odległość pionowa między czaszką a złączem powinna wynosić ponad 5 mm. Przykleić płaszczyznę złącza do końcówki pręta za pomocą mocnego kleju dla lepszej adhezji.</li>
<li>Upewnić się, że cement stomatologiczny jest całkowicie utwardzony. Następnie nanieść akrylowy cement stomatologiczny na czaszkę i tylną stronę płaszczyzny złącza, aby trwale przymocować złącze do czaszki.</li>
<li>Usunąć mikroklem. Zaszyć naciętą skórę za pomocą wysterylizowanej nici chirurgicznej. Wyjąć mysz z aparatu. Można nanieść dodatkową warstwę akrylowego cementu stomatologicznego, aby osłonić odsłoniętą czaszkę. Nałożyć antybiotyk (maść fucydyna, Dong Wha Pharmacy, Korea Południowa) wokół cementu i zaszytej skóry.</li>
<li>Umieścić mysz w wysterylizowanej klatce do czasu powrotu do pierwotnej masy ciała (około 5 do 7 dni). Zaleca się, aby nie wprowadzać do klatki innych osobników.</li>
<li>Po rekonwalescencji połączyć mysz za pomocą lekkiego złącza na płytce drukowanej (PCB) z headboxem wielokanałowego systemu wzmacniacza EEG (Synamps2, Karolina Północna, USA) w jej własnej klatce. Przewody połączeniowe należy traktować ostrożnie, aby nie uległy splątaniu.</li>
<li>Po 1 godzinie habituacji przeprowadzić rejestrację EEG. W tym eksperymencie użyto oprogramowania akwizycyjnego Scan 4.4 (Karolina Północna, USA). Typowy zestaw przebiegów czasowych EEG myszy przedstawiono na Rysunku 2. Zaleca się rejestrację wideo w celu powiązania wyników z zachowaniem myszy.</li>
<li>Uzyskany sygnał można analizować za pomocą programu MATLAB (MathWorks, Natick, MA, USA) w celu stworzenia topograficznej mapy mózgu. Przykładowe topografie mapy mocy EEG mózgu myszy przedstawiono na Rysunku 3.</li>
</ol>
3. Reprezentatywne wyniki
Jeśli powyższe procedury chirurgiczne zostaną przeprowadzone prawidłowo, rejestracja EEG myszy z 40 kanałami zostanie pomyślnie wykonana bez wystąpienia kanałów uszkodzonych. Poniższe rysunki przedstawiają reprezentatywne surowe zapisy EEG oraz mapy topograficzne.
<img src="/files/ftp_upload/2562/2562fig2.jpg" alt="Wykres przebiegu EEG, analiza elektrycznej aktywności mózgu, dane szeregów czasowych, proces detekcji iglic." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2. Przykładowy zapis EEG podczas napadu nieobecności wywołanego wstrzyknięciem γ-butyrolaktonu (GBL, 50mg/kg, i.p.). Czerwony pasek wskazuje kompleksy iglica-fala i wyładowania (SWDs) podczas napadu nieobecności. Oś pozioma i pionowa wskazują odpowiednio czas i napięcie. Numeracja odpowiada montażowi kanałów zdefiniowanemu na Rysunku 1 (po prawej).
<img src="/files/ftp_upload/2562/2562fig3.jpg" alt="Porównanie map ciepła aktywności mózgu, poziom bazowy vs. SWD; poziomy mocy wskazane gradientem kolorów." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3. Mapy topograficzne przedstawiają rozkład mocy w zakresie 2-6 Hz. Wartość na pasku kolorów reprezentuje skalę kolorystyczną mapy mocy. Podczas wyładowań typu iglica-fala (SWDs) wywołanych przez γ-butyrolakton (GBL, 50mg/kg, i.p.), moc w rozległych korowych obszarach czołowo-ciemieniowych znacząco wzrasta w porównaniu z mocą przed wstrzyknięciem GBL (Baseline).

<ol><li>Choi, J. H., Koch, K. P., Poppendieck, W., Lee, M., Shin, H. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+resolution+Electroencephalography+in+Freely+Moving+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">High resolution Electroencephalography in Freely Moving Mice.</a> J Neurophysiol. , Forthcoming.</li>
<li>Lee, M., Shin, H. S., Choi, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simultaneous+recording+of+brain+activity+and+functional+connectivity+in+the+mouse+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Conf+Proc+IEEE+Eng+Med+Biol+Soc%22%5BJournal%5D)">Simultaneous recording of brain activity and functional connectivity in the mouse brain.</a> Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 2934-2936 (2009).</li>
</ol>

Nie zadeklarowano żadnych konfliktów interesów.

W niniejszym opracowaniu przedstawiamy procedury chirurgiczne i rejestracyjne służące do pozyskiwania wysokiej gęstości EEG u swobodnie poruszających się myszy. Metoda ta umożliwia uzyskanie funkcjonalnych map mózgu z modelu mysiego w celu zbadania mechanizmów molekularnych spontanicznej aktywności rytmicznej1,2 lub aktywności mózgu związanej z konkretnymi zdarzeniami.
Pozyskanie sygnałów ze wszystkich kanałów w macierzy PBM jest warunkiem koniecznym do uzyskania mapowania całego mózgu, jednak zapewnienie stabilnego kontaktu dla każdego kanału stanowi duże wyzwanie. Aby utrzymać stały kontakt kanałów z czaszką, za istotne uznano następujące procedury. Przede wszystkim wszelkie pozostałości tkanek na czaszce mogą oddzielić elektrodę od kości. Dlatego bardzo ważne jest usunięcie wszystkich resztek tkankowych za pomocą sterylnych patyczków bawełnianych i osuszenie powierzchni czaszki. Po drugie, zdolność macierzy PBM do przylegania do powierzchni czaszki wynika z oddziaływań van der Waalsa. Sugeruje się nałożenie kropli wody z kranu na czaszkę w celu utworzenia warstwy wodnej przed aplikacją macierzy PBM na czaszkę. Po trzecie, kluczowe jest zachowanie odpowiedniej lepkości cementu dentystycznego. Jeśli będzie on zbyt rzadki, pod macierzą PBM może wytworzyć się warstwa izolacyjna. Jeśli będzie zbyt gęsty, cement dentystyczny łatwo oderwie się od czaszki pod wpływem własnego ciężaru. Na koniec, w czaszce należy osadzić co najmniej trzy wspierające mikowkręty, aby cement dentystyczny ściśle przylegał do kości. Mikowkręty wspierające stabilizują cement dentystyczny i mocują głowicę (headstage), co jest niezbędne w badaniach długoterminowych.
Zastosowanie macierzy PBM będzie ograniczone do badań przewlekłych z udziałem dorosłych myszy ze względu na jej rozmiar i wagę. W oparciu o nasze doświadczenie, do badań nadają się myszy o masie ciała powyżej 25 g. W ramach dalszych zastosowań, przez wolną przestrzeń między ramionami macierzy PBM można wprowadzić dodatkowe elektrody do rejestracji lub stymulacji.

<table><tbody><tr><td>&amp;#947;-butyrolakton</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H7629-500G</td><td></td></tr></tbody></table>

rejestracja eeg o wysokiej gęstości u swobodnie poruszających się myszy z wykorzystaniem mikroelektrod na bazie poliamidu

High-density EEG Recordings of the Freely Moving Mice using Polyimide-based Microelectrode

Elektroencefalogram (EEG) wskazuje uśrednioną aktywność elektryczną populacji neuronalnych na poziomie wielkoskalowym. Jest on powszechnie wykorzystywany w neuronauce poznawczej jako nieinwazyjne narzędzie do monitorowania mózgu, a w neurologii jako narzędzie diagnostyczne w przypadku epilepsji i zaburzeń snu. Jednakże mechanizm leżący u podstaw generowania rytmów EEG pozostaje wciąż nieznany. Niedawno wprowadzona macierz mikroelektrod polimidowych (PBM-array) do wysokorozdzielczego EEG myszy1 jest jedną z prób odpowiedzi na pytania neurofizjologiczne dotyczące sygnałów EEG, opierającą się na bogatych zasobach genetycznych modelu mysiego służących do analizy złożonego procesu generowania EEG. Zastosowanie nanostrukturalnej macierzy PBM-array do czaszki myszy stanowi wydajne narzędzie do gromadzenia danych o wielkoskalowej aktywności mózgu myszy transgenicznych i umożliwia identyfikację neuronalnych korelatów określonych rytmów EEG w powiązaniu z zachowaniem. Jednakże jej ultra-cienka grubość i rozwidlona struktura powodują trudności w obchodzeniu się z macierzą PBM-array oraz jej implantacji. W przedstawionym filmie krok po kroku opisano etapy przygotowania i operacji implantacji macierzy PBM-array w czaszce myszy. Podano również wskazówki dotyczące manipulacji i chirurgii, które pomogą badaczom w pomyślnej implantacji.

W niniejszym artykule opisano procedurę chirurgiczną oraz wskazówki dotyczące obsługi związane z implantacją ultrasciennej macierzy mikroelektrod na bazie poliimidu (PBM-array) na czaszkę myszy w celu rejestracji wysokiej gęstości encefalografii (EEG) w modelu mysim.

Rejestracja EEG o wysokiej gęstości u swobodnie poruszających się myszy z wykorzystaniem mikroelektrod na bazie poliamidu

Elektroencefalogram (EEG) wskazuje uśrednioną aktywność elektryczną populacji neuronalnych na poziomie wielkoskalowym. Jest on szeroko wykorzystywany jako...

Witajcie, jestem Mina Lee z Laboratorium Gen Choice w Centrum Neuronauk w Koreańskim Instytucie Nauki i Technologii. Dzisiaj zaprezentujemy warunki wysokiej gęstości EG w modelu masy z zastosowaniem polimerowej macierzy mikroelektrod. Procedura obejmuje konfigurację aparatury, przygotowanie zwierząt do operacji oraz przeprowadzenie zabiegu stereotaktycznego.Po operacji wykonamy zapis EEG, a następnie przeanalizujemy dane. Zacznijmy. Przed rozpoczęciem operacji przygotuj instrumenty stereotaktyczne oraz wszystkie niezbędne materiały.Otoczenie powinno być czyste. Przygotuj mysz do operacji. Dzisiejszy zabieg zaprezentuję na 17-tygodniowej hybrydowej myszy szczepu basic six black six J 1 29 s four S-V-J-A-E.Można również wykorzystać myszy o masie ciała przekraczającej 25 g. Zanestezjować mysz poprzez podanie dootrzewnowe (IP) koktajlu zawierającego ketaminę w dawce 120 mg/kg oraz ksylazynę w dawce 6 mg/kg. Delikatnie uszczypnąć mysz w ogon, aby upewnić się, że zwierzę znajduje się w wystarczająco głębokiej narkozie, by przystąpić do zabiegu chirurgicznego.Aby rozpocząć zabieg chirurgiczny, zamocuj zwierzę w aparacie stereotaktycznym. Włóż pojedynczo pręty mocujące do uchwytu dla myszy i dokręć je. Nanieś nieco metanolu na głowę zwierzęcia, a następnie zgoli sierść z głowy.Wykonaj zastrzyk, a następnie wykonaj cięcie wzdłużne od miejsca między oczami do miejsca między uszami i czaszką. Ściśnij skórę myszy za pomocą mikrokleszczyków, aby utrzymać cięcie szeroko otwarte. Usuń wszelkie pozostałe tkanki lub błony z czaszki za pomocą wysterylizowanych patyczków do wymazów.Umieść marker nad głową pacjenta. Zaznacz punkty lambda BMA. Następnie odsuń marker i trwale oznacz punkty za pomocą cienkopisu.Dokładnie w tym miejscu. Punkt docelowy. Przenieś elektrodę filmową nad głowę i nanieś kroplę wody T na czaszkę.Umieść BMA na środku piątej warstwy Ontario polimerowej matrycy mikroelektrod. Ostrożnie usuń film od strony przyśrodkowej do bocznej za pomocą watnych patyczków nasączonych wodą. Odczekaj kilka minut, aż powierzchnia całkowicie wyschnie.Ułatwia to lepszą adhezję. Za pomocą pisaka na bazie oleju nanieś trzy oznaczenia w pozostałej przestrzeni. W tych miejscach zostaną wykonane otwory wiertnicze.Należy zachować szczególną ostrożność podczas wiercenia otworów, aby nie uszkodzić wnętrza. Umieść trzy śruby kierujące liniami sterylnymi na czaszce i wkręcaj je, aż zostaną ściśle osadzone w obrębie sznurowania. Przygotuj gęstą partię płynnego cementu dentystycznego i pokryj nim śruby elektrod błonowych oraz pozostałą część czaszki.Przygotuj kolejną partię i użyj jej do całkowitego pokrycia elektrody. Ponownie odsłoń śruby, aby ją zabezpieczyć. Pamiętaj, że ten element nie powinien znajdować się pod elektrodą filmową.Przykleić podwójny znacznik z taśmą na tylnej części płaszczyzny złącza. Za pomocą mocnego kleju przymocować sztywny patyk w charakterze paska na środku czaszki. W dzisiejszym doświadczeniu do etapu z patykiem używam końcówki patyczka do nakłuwania, przesuwając złącze do tyłu, aż nawiąże ono kontakt z końcówką patyczka.Odległość między czaszką a złączem powinna wynosić ponad pięć milimetrów. Przyklej powierzchnię złącza do końcówki patyczka bawełnianego, używając mocnego kleju. Pozostałą otwartą przestrzeń wypełnij cementem akrylowym.Po utwardzeniu cementu należy zdjąć zaciski i poruszyć skórę. Wyjmij mysz z urządzenia i zakryj wolną przestrzeń. Za pomocą akrylowego cementu stomatologicznego nałóż antybiotyk z sodem w okolicy cementu oraz miejsca szwów.Umieść mysz w oddzielnej klatce i pozostaw ją na pięć dni w celu rekonwalescencji. Podłącz mysz do urządzenia EEG, wykonaj próbny rozruch i pozostaw zwierzę na ponad godzinę w celu aklimatyzacji. Po godzinie przeprowadź rejestrację EEG; wykonaliśmy akwizycję wysokiej gęstości EEG w modelu mysim z wykorzystaniem polimerowej macierzy mikroelektrod.Podczas wykonywania tej procedury należy pamiętać o delikatnym obchodzeniu się z elektrodą filmową, ponieważ jej grubość wynosi zaledwie 7 µm. Podczas przestawiania elektrody konieczne jest użycie kropli wody z kranu. Pominięcie tego kroku może spowodować łatwe przesunięcie elektrody; należy upewnić się, że akryl o wysokiej lepkości nie przedostał się pod film.Po zarejestrowaniu danych przeprowadzamy analizę offline za pomocą meth lab, aby wygenerować kilka grafów mózgu w celu wyraźnej wizualizacji aktywności mózgu u myszy. Są to reprezentatywne wielokanałowe sygnały EEG po wstrzyknięciu GBL. Na lewym panelu widoczne są reprezentatywne sygnały wielokanałowe, a po wstrzyknięciu GBL na prawym panelu.Przedstawiono mapy topografii mózgu, takie jak średnie opóźnienie czasowe mocy, średnia amplituda szczytu oraz średnia mapa prawdopodobieństwa początku napadu. To wszystko. Dziękujemy za oglądanie.

high-density-eeg-recordings-freely-moving-mice-using-polyimide-based

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Rejestracje EEG o wysokiej gęstości wolno poruszających się myszy z wykorzystaniem mikroelektrod na bazie poliimidu

Film demonstruje wstrzykiwanie sond elektronicznych siatki do mózgu myszy w celu uzyskania stabilnych, długoterminowych zapisów na poziomie pojedynczego neuronu. Znieczulona mysz z odsłoniętą czaszką jest zabezpieczona na stereotaktycznej ramie, a obszar urządzenia siatkowego sondy jest wstrzykiwany do mózgu przez wywiercone otwory. Pady wejścia-wyjścia sondy są podłączone do obwodu, a nagrania są uzyskiwane za pomocą systemu akwizycji danych.

Wstrzykiwana elektronika siatkowa do stabilnych zapisów pojedynczych neuronów w mózgu myszy

Zrozumienie neuronalnych substratów zachowania wymaga nagrania zespołu obwodów mózgowych. Ze względu na swoją podatność genetyczną, mysz oferuje model do rozwarstwiania obwodów i mimikry choroby. W tym miejscu opisano metodę projektowania i wytwarzania zminiaturyzowanych sond, która jest odpowiednia do celowania w głęboką strukturę mózgu u myszy.

Projektowanie i produkcja ultralekkich, regulowanych sond wieloelektrodowych do zapisów elektrofizjologicznych u myszy

Prezentujemy metody budowy elektrod do jednoczesnego rejestrowania zewnątrzkomórkowej aktywności neuronalnej i uwalniania wielu substancji neuroaktywnych w pobliżu miejsc rejestracji u obudzonych myszy. Technika ta pozwala na szczegółową analizę przypuszczalnych lokalnych wejść synaptycznych do neuronu będącego przedmiotem zainteresowania.

Zewnątrzkomórkowy zapis aktywności neuronalnej w połączeniu z mikrojonoforowym zastosowaniem substancji neuroaktywnych u obudzonych myszy

Instrukcje dotyczące taniego konstruowania i chirurgicznego wszczepiania myszom przewlekłego przezczaszkowego montażu elektroencefalograficznego o dużej gęstości są dostarczone. Opisano również techniki nagrywania, ekstrakcji i przetwarzania sygnału.

Akwizycja elektroencefalograficzna o dużej gęstości w modelu gryzoni przy użyciu tanich zasobów typu open source

Zaprojektowaliśmy 16-kanałowy czujnik EEG typu suchego, który jest nieinwazyjny, odkształcalny i wielokrotnego użytku. W artykule opisano cały proces od wytworzenia proponowanej elektrody EEG do przetwarzania sygnałów wizualnego potencjału wywołanego (VEP) mierzonych na skórze głowy myszy za pomocą suchego, nieinwazyjnego wielokanałowego czujnika EEG.

Wizualne zapisy potencjału wywołanego u myszy za pomocą suchego, nieinwazyjnego wielokanałowego czujnika EEG skóry głowy

Tutaj prezentujemy protokół do rejestrowania telemetrycznych elektroencefalogramów (EEG) od swobodnie poruszających się prosiąt bezpośrednio w kojcu bez użycia środka uspokajającego, umożliwiając rejestrowanie typowych wzorców EEG podczas snu non-REM, takich jak pęknięcia wrzeciona.

Nieinwazyjne zapisy EEG od swobodnie poruszających się prosiąt

Protokół opisuje metodologię zewnątrzkomórkowego zapisu w korze ruchowej (MC) w celu ujawnienia zewnątrzkomórkowych właściwości elektrofizjologicznych u swobodnie poruszających się świadomych myszy, a także analizę danych lokalnych potencjałów pola (LFP) i skoków, co jest przydatne do oceny aktywności neuronalnej sieci leżącej u podstaw interesujących zachowań.

Wielokanałowy zapis zewnątrzkomórkowy w swobodnie poruszających się myszach

Proponuje się tani system zapisu elektroencefalograficznego w połączeniu z cewką o rozmiarach milimetrowych do napędzania przezczaszkowej stymulacji magnetycznej mózgu myszy in vivo. Korzystając z konwencjonalnych elektrod śrubowych z niestandardowym, elastycznym podłożem z matrycą wieloelektrodową, można przeprowadzić zapis w wielu miejscach z mózgu myszy w odpowiedzi na przezczaszkową stymulację magnetyczną.

Niedrogi elektroencefalograficzny system zapisu w połączeniu z cewką o rozmiarach milimetrowych do przezczaszkowej stymulacji mózgu myszy in vivo

Tutaj prezentujemy dwa protokoły do rejestracji mikro-elektrokortykografii o wysokiej gęstości (μEcoG) u szczurów i myszy, w tym metody chirurgiczne, implantacyjne i rejestracyjne. Zapisy μECoG są wykonywane w połączeniu z zapisem laminarnej politrody w korze słuchowej szczura lub z optogenetycznym manipulowaniem aktywnością neuronalną w korze somatosensorycznej myszy.

Wieloskalowe badania przetwarzania kory mózgowej poprzez integrację politrod laminarnych i optogenetyki z mikroelektrokortykografią u gryzoni

Protokół ten został opracowany, aby stworzyć niezawodny i łatwo dostępny system do rejestrowania swobodnie poruszającego się EEG gryzoni.

Opłacalny i minimalnie inwazyjny protokół do przewlekłej wielomiejscowej elektroencefalografii u swobodnie poruszających się myszy

Poznaj metodę implantacji mikroelektrod na bazie poliimidu do rejestracji EEG o dużej gęstości u swobodnie poruszających się myszy. Technika ta umożliwia precyzyjną analizę aktywności mózgowej w badaniach neurobiologicznych.

Rejestracja EEG o wysokiej gęstości u swobodnie poruszających się myszy z wykorzystaniem mikroelektrod na bazie poliamidu

Przeglądaj więcej filmów