Name: Hiponeofagia: miara niepokoju u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-05-17T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 52 s
Description: Poznaj metodę hiponeofagii do pomiaru niepokoju u myszy w nowym środowisku z nowym pokarmem. Ta technika pozwala badać lęk związany z jedzeniem i oceniać potencjalne leki przeciwlękowe.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Wellcome Trust za zapewnienie finansowania Otwartego Dostępu dla Uniwersytetu Oksfordzkiego. Robert Deacon jest członkiem grupy Oxford OXION, finansowanej z grantu Wellcome Trust WT084655MA.

1. Wstęp:
Myszy i szczury początkowo spożywają jedynie niewielkie ilości nowego pokarmu. Przypuszcza się, że wynika to z podatności na zatrucia spowodowanej ich niezdolnością do wymiotowania.
Jedynym wyjątkiem od tej reguły jest sytuacja, w której zwierzęta miały wcześniej kontakt z innym osobnikiem, który spożył ten pokarm; jeśli wyczują go w wydychanym powietrzu swoich współbratów, uznają go za bezpieczny13. Dzieje się tak, ponieważ zapach pokarmu jest powiązany z dwusiarczkiem węgla obecnym w oddechu innego szczura12. Co więcej, sam dwusiarczek węgla zwiększa spożycie pokarmu zarówno u myszy, jak i szczurów17. Zjawisko to nazywa się „społecznym przekazem preferencji pokarmowych” i może być wykorzystywane jako prosty paradygmat uczenia się węchowego22. Donoszono, że jest on wrażliwy na uszkodzenia hipokampa3, jednak w innych badaniach5 nie udało się zreplikować tego wyniku. Zasugerowano, że dla przekazu społecznego bardziej istotny niż cholinergiczny system hipokampa może być cholinergiczny system neokortykalny, a w szczególności jego komponent orbitofrontalny19. Wykazano nawet, że przekaz społeczny odzwierciedla upośledzenie pamięci u starych szczurów, co prawdopodobnie jest zapośredniczone przez zmniejszoną transmisję CREB (białka wiążącego element odpowiedzi cAMP) w starzejącym się hipokampie7.
Łatwość, z jaką gryzonie nabywają preferencje pokarmowe poprzez transmisję społeczną, ma istotne znaczenie dla testów hipnoneofagii. Podczas przeprowadzania testu hipnoneofagii u szczurów z uszkodzeniami hipokampa oraz szczurów kontrolnych, autor przypadkowo umieścił badanego szczura z uszkodzonym hipokampem (który zjadł słodką kukurydzę) w klatce kolejnego szczura kontrolnego oczekującego na badanie8. Zwierzę to zaczęło jeść w ciągu 14 s, będąc jedynym osobnikiem z grupy kontrolnej, którego czas latencji nie wyniósł 300 s. Należy zatem zachować szczególną ostrożność, aby zapobiec takiej społecznej transmisji zapachów pokarmowych podczas testowania hipnoneofagii.
Jeśli pierwszy test hiponeofagii nie przyniesie wyraźnego i jednoznacznego wyniku, można przeprowadzić kilka kolejnych testów. Ryciny 1-4 przedstawiają przykłady różnych aparatury. Liczba możliwych do zaprojektowania sytuacji testowych jest ograniczona jedynie wyobraźnią eksperymentatora. Wyniki analizuje się za pomocą dwuczynnikowej analizy wariancji (ANOVA) z powtarzanymi pomiarami. Ponieważ dane dotyczące hiponeofagii są zazwyczaj bardzo zmienne, nie spełniają założeń rozkładu Gaussa i często są asymetryczne, a niektóre zwierzęta wykazują bardzo długie czasy latencji, dane te należy najpierw przekształcić; przekształcenie pierwiastkowe lub logarytmiczne jest szczególnie użyteczne w celu ograniczenia ekstremalnie długich latencji.
2. Aparatura:
Ryciny 1-4 przedstawiają przykłady konfiguracji testu hiponeofagii. Konkretne kombinacje nowej żywności i środowiska nie są krytyczne, choć dołek na pokarm pokazany na Rycini 1 jest ewidentnie najlepiej dostosowany do przechowywania cieczy, niemniej można w nim umieścić również ziarno słodkiej kukurydzy.
Ogólnie rzecz biorąc, zaleca się, aby większość dna aparatury była pokryta pokarmem. Nie tylko zwierzęta wydają się odczuwać awersję do tej nietypowej powierzchni, ale technika ta eliminuje również zmienne zakłócające wynikające z eksploracji przed znalezieniem pokarmu. W przeciwnym razie lek sedatywny mógłby zostać uznany za anksjogenny, ponieważ zwiększył czas oczekiwania na znalezienie i zjedzenie pokarmu poprzez zahamowanie lokomocji, a nie z powodu swoich właściwości anksjogennych. Na przykład w jednej z publikacji zalecono umieszczenie pokarmu w centrum otwartego pola2. Prowadzi to nie tylko do zakłócenia pomiaru czasu karmienia przez czas eksploracji, ale wprowadza również dodatkowy aspekt lęku, tj. awersję do centralnej części otwartego pola, która jest klasyczną miarą lęku indukowanego przez otwarte pole i wiąże się z unikaniem ryzyka drapieżnictwa w naturalnych siedliskach14. Jednak w niektórych sytuacjach może to być w rzeczywistości pożądanym elementem eksperymentu. Inną wadą eksperymentu opisanego w2 było zastosowanie standardowej karmy laboratoryjnej jako przynęty w centrum otwartego pola. Ma to podwójną wadę: pokarm ten nie jest nowością i nie jest wyjątkowo smakowity, w przeciwieństwie do takich produktów jak kukurydza słodka czy słodzone mleko skondensowane. Zawsze stwierdzaliśmy, że stosowanie przynęt o wyjątkowej smakowitości nie tylko zwiększa konflikt między chęcią zjedzenia a unikaniem nowego pokarmu, ale sprawia również, że zwierzęta nie muszą być nadmiernie głodzone przed testem; wystarczy łagodne ograniczenie pokarmu, zatem ten aspekt zaprezentowanych tutaj protokołów odzwierciedla zasadę „Refinement” (udoskonalenia) w ramach 3R według Russella i Burcha20.
2.1 Procedura:
Ogranicz podaż pokarmu myszom przez noc. Wieczorem, przed dniem testów, usuń cały pokarm z podajnika w klatce, a następnie podaj 1 g/mysz zwykłej diety, co stanowi w przybliżeniu jedną trzecią ich normalnego spożycia. W przypadku myszy utrzymywanych grupowo upewnij się, że kawałki pokarmu są małe, aby wszystkie zwierzęta mogły spożyć równe porcje. Przeprowadź testy następnego ranka i przywróć pełną dostępność pokarmu natychmiast po zakończeniu badań.
Przygotować wybrany aparat do testu hiponeofagii oraz rząd małych klatek, w których myszy z klatki grupowej są umieszczane indywidualnie przed i w trakcie testowania. (Zapobiega to wzrostowi lęku u pozostałych myszy w klatce grupowej, który może wystąpić przy sukcesywnym usuwaniu osobników z grupy, a także przeciwdziała społecznemu przekazywaniu preferencji pokarmowych. Pomaga to również w standaryzacji testu (między zwierzętami trzymanymi grupowo a indywidualnie) i zapewnia optymalny poziom czujności zwierząt).
Umieść mysz w aparaturze testowej. Zmierz czas latencji do rozpoczęcia jedzenia. Definiuje się go jako ciągłe jedzenie/picie przez 2-3 s. Często myszy na początku krótko wąchają lub liżą pokarm, a dopiero później zaczynają jeść w sposób ciągły i bez zahamowań.
Można również zastosować inne pomiary. Można zmierzyć czas spędzony na jedzeniu w określonym przedziale czasowym, np. przez 2 min od rozpoczęcia karmienia, a także potencjalnie ilość spożytego w tym czasie pokarmu. Uszkodzenia mózgu czasem w różny sposób wpływają na te parametry4.
2.2 Szczegóły przeprowadzenia testu hiponeofagii z użyciem aparatury przedstawionej na rysunku 1:
Aparatem testowym jest półprzezroczysty plastikowy dzbanek (objętość około 1,5 l, średnica 15 cm z dzióbkiem wystającym o kolejne 2 cm). Jako nową żywność należy zastosować słodzone skondensowane mleko pełne (doskonale sprawdza się marka Nestle Carnation) rozcieńczone z wodą w stosunku 50:50 (aby ułatwić manipulację). Aby ograniczyć ruchy myszy do podstawy i ułatwić badanie mleka, należy postawić dzbanek dnem do góry tak, aby dzióbek tworzył małą wnękę nad zagłębieniem z pokarmem. Pozwala to skupić uwagę myszy na zagłębieniu i mleku, co minimalizuje wpływ zabiegów, które mogłyby oddziaływać na percepcję lub orientację w kierunku źródła pokarmu.
Myszkę umieszcza się tyłem do otworu, a następnie ostrożnie opuszcza się dzbanek na miejsce, dbając o to, aby nie przytrzasnąć ogona zwierzęcia. Mierzony jest czas utajenia od momentu umieszczenia w aparaturze do rozpoczęcia prawidłowego picia. Wąchanie mleka nie jest wliczane; picie powinno trwać co najmniej dwie sekundy. Należy policzyć odchody i odnotować każde oddanie moczu (pamiętając jednak, że te parametry będą zależne od czasu przebywania w aparaturze). Czas graniczny wynosi 2 min. Jeśli myszka nie zacznie pić w tym czasie, należy ją wyjąć z aparatury, przetestować jedną lub dwie kolejne myszki, a następnie ponownie poddać testowi zwierzę, które nie piło, po około 3 min. Czas ten jest prawdopodobnie optymalny dla obniżenia poziomu lęku przy jednoczesnym zachowaniu stanu habituacji do aparatury. Cykl test-odpoczynek-retest-odpoczynek-retest można kontynuować, dopóki myszka nie zacznie pić lub do momentu przeprowadzenia określonej liczby prób. Maksymalnie 3 próby powinny sprawić, że większość myszek zacznie pić, bez nadmiernego wydłużania czasu trwania eksperymentu. Parametrem testowym jest (skumulowany) czas utajenia do rozpoczęcia picia.
Podobnie jak w innych testach, w których zapach może odgrywać istotną rolę, myszy nieeksperymentalne powinny zostać umieszczone w aparaturze przed rozpoczęciem testowania. Pomiędzy badaniem każdej z myszy należy stosować zestandaryzowany protokół czyszczenia. Usuń mocz/kał, a następnie przetrzyj wgłębienie z pokarmem oraz plastikową podstawę wilgotną, a następnie suchą szmatką lub chusteczką. Napełnij ponownie wgłębienie z pokarmem mlekiem (około 0.2 ml, do krawędzi wgłębienia).
<img src="/files/ftp_upload/2613/2613fig1.jpg" alt="Miarka z oznaczeniami objętości stosowana do pomiaru cieczy w warunkach laboratoryjnych." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 1"> Rycina 1. Plastikowy dzbanek domowy przystosowany do użytku jako jednostka testowa hiponeofagii. Słodzone mleko skondensowane można umieścić w małym wgłębieniu na pokarm znajdującym się wewnątrz dziubka, co w wygodny sposób kieruje uwagę myszy bezpośrednio na nie. Obciążnik ołowiany przyklejony do odwróconej podstawy dzbanka pomaga go ustabilizować, zapobiegając przesuwaniu go podczas ruchu myszy przy ściankach.
<img src="/files/ftp_upload/2613/2613fig2.jpg" alt="Koncepcja równowagi hydraulicznej; aparat w formie otwartego pojemnika; demonstracja wyrównywania poziomu cieczy." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 2"> Rysunek 2. Komora obserwacyjna zawierająca dwa białe (wywołujące lęk) wkładki do testów hiponeofagii. Jako nowy pokarm można wykorzystać kukurydzę cukrową.
<img src="/files/ftp_upload/2613/2613fig3.jpg" alt="Układ eksperymentalny do badania zachowania gryzoni; mysz w klatce z pokarmem do badania obserwacyjnego." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 3"> Rysunek 3. Kolejna jednostka testowa do badania hiponeofagii. Nowym pokarmem jest mieszanka smakołyków dla małp.
<img src="/files/ftp_upload/2613/2613fig4.jpg" alt="Schemat eksperymentu behawioralnego u myszy; labirynt testowy dla zwierząt i zestaw obserwacyjny w laboratorium." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 4"> Rycina 4. Kolejna jednostka testowa hiponeofagii. Przedstawionym pokarmem jest mieszanka posiekanych orzechów.
3. Przeprowadzanie wielu eksperymentów z hiponofagią:
Pierwszy test hiponeofagii może nie przynieść jednoznacznego wyniku. Jest to częste zjawisko, zazwyczaj wynikające ze zbyt wysokich lub zbyt niskich wartości bazowych (kontrolnych), co prowadzi do wystąpienia efektu sufitu lub efektu podłogi. Efekt podłogi zaobserwowano podczas testowania myszy z uszkodzeniami hipokampa10; wynikało z tego, że wartość kontrolna musiała być wystarczająco wysoka, aby można było zaobserwować zmniejszoną hiponeofagię.
Ocena wymaganego poziomu awersyjności sytuacji testowej może być trudna. Jeśli myszy były już wielokrotnie testowane (niekoniecznie w zadaniach związanych z lękiem), ich poziom emocjonalny będzie niższy niż u osobników naiwnych w testach behawioralnych, co będzie wymagało zastosowania bardziej anksjogennego testu. Często można to osiągnąć poprzez zastosowanie podwyższonego środowiska testowego (jak na Rysunku 4). Do sytuacji testowej można dodać awersyjny hałas, np. głośno grające radio lub generator szumu białego. Jaśniejsze oświetlenie również zwiększyłoby awersyjność środowiska testowego.
Zatem, jeśli pierwszy wynik hiponeofagii nie jest istotny, należy przeprowadzić kilka kolejnych sytuacji testowych i wykonać analizę ANOVA z powtarzanymi pomiarami. Jest to bardzo skuteczny schemat eksperymentalny.
4. Oczekiwane wyniki:
Uszkodzenia hipokampa powodują silny spadek hipnoneofagii u myszy10, a niedawne niepublikowane prace wykazały, że podobnie jak u szczurów1, wynika to z uszkodzenia brzusznego regionu hipokampa. Myszy z niedoborem podjednostki kanału KATP Kir6.2 wykazywały zwiększoną hipnoneofagię w jednym teście, ale mniejszą w innym9 – jest to wynik niejednoznaczny, lecz podkreśla on, że różnice w środowisku testowym mogą mieć znaczący wpływ na rezultat, a także wskazuje na przydatność przeprowadzania wielu testów. Myszy 129S2/SvHsd wykazywały silniejszą hipnoneofagię niż C57BL/6JolaHsd6. Rzeczywiście, porównanie kilku inbredowych szczepów myszy wykazało wyraźne różnice między szczepami21.

<ol><li>Bannerman, D. M., Rawlins, J. N. P., McHugh, S. B., Deacon, R. M. J., Yee, B. K., Bast, T., Zhang, W. -N., Pothuizen, H. H. J., Feldon, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regional+dissociations+within+the+hippocampus+-+memory+and+anxiety%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci.+Biobehav.+Rev%22%5BJournal%5D)">Regional dissociations within the hippocampus - memory and anxiety.</a> Neurosci. Biobehav. Rev. 28, 273-283 (2004).</li>
<li>Britton, D. R., Thatcher-Britton, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+sensitive+open-field+measure+of+anxiolytic+drug+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacol.+Biochem.+Behav%22%5BJournal%5D)">A sensitive open-field measure of anxiolytic drug activity.</a> Pharmacol. Biochem. Behav. 15, 577-582 (1981).</li>
<li>Bunsey, M., Eichenbaum, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+damage+to+the+hippocampal+region+blocks+long-term+retention+of+a+natural+and+non-spatial+stimulus-stimulus+association%5BTitle%5D)+AND+%22Hippocampus%22%5BJournal%5D)">Selective damage to the hippocampal region blocks long-term retention of a natural and non-spatial stimulus-stimulus association.</a> Hippocampus. 5, 546-556 (1995).</li>
<li>Burns-Lindsay, H., Annett, L., Kelley, A. E., Everitt, B. J., Robbins, T. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+lesions+to+amygdala%2C+ventral+subiculum%2C+medial+prefrontal+cortex%2C+and+nucleus+accumbens+on+the+reaction+to+novelty%3A+Implication+for+limbic-striatal+interactions%5BTitle%5D)+AND+%22Behav.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Effects of lesions to amygdala, ventral subiculum, medial prefrontal cortex, and nucleus accumbens on the reaction to novelty: Implication for limbic-striatal interactions.</a> Behav. Neurosci. 110, 60-73 (1996).</li>
<li>Burton, S., Murphy, D., Qureshi, U., Sutton, P., O'Keefe, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combined+Lesions+of+Hippocampus+and+Subiculum+Do+Not+Produce+Deficits+in+a+Nonspatial+Social+Olfactory%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Combined Lesions of Hippocampus and Subiculum Do Not Produce Deficits in a Nonspatial Social Olfactory.</a> J. Neurosci. 20, 5468-5475 (2000).</li>
<li>Contet, C., Rawlins, J. N. P., Deacon, R. M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparison+of+129S2%2FSvHsd+and+C57BL%2F6JOlaHsd+mice+on+a+test+battery+assessing+sensorimotor%2C+affective+and+cognitive+behaviours%3A+implications+for+the+study+of+genetically+modified+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Behav.+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">A comparison of 129S2/SvHsd and C57BL/6JOlaHsd mice on a test battery assessing sensorimotor, affective and cognitive behaviours: implications for the study of genetically modified mice.</a> Behav. Brain Res. 124, 33-46 (2001).</li>
<li>Countryman, R. A., Gold, P. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+forgetting+of+social+transmission+of+food+preferences+in+aged+rats%3A+Relationship+to+hippocampal+CREB+activation%5BTitle%5D)+AND+%22Learn.+Mem%22%5BJournal%5D)">Rapid forgetting of social transmission of food preferences in aged rats: Relationship to hippocampal CREB activation.</a> Learn. Mem. 14, 350-358 (2007).</li>
<li>Deacon, R. M. J., Bannerman, D. M., Rawlins, J. N. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anxiolytic+effects+of+cytotoxic+hippocampal+lesions+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Behavioral+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Anxiolytic effects of cytotoxic hippocampal lesions in rats.</a> Behavioral Neuroscience. 116, 494-497 (2002).</li>
<li>Deacon, R. M. J., Brook, R. C., Meyer, D., Haeckel, O., Ashcroft, F. M., Miki, T., Seino, S., Liss, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioral+phenotyping+of+mice+lacking+the+KATP+channel+subunit+Kir6.2%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol.+Behav%22%5BJournal%5D)">Behavioral phenotyping of mice lacking the KATP channel subunit Kir6.2.</a> Physiol. Behav. 87, 723-733 (2006).</li>
<li>Deacon, R. M. J., Croucher, A., Rawlins, J. N. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hippocampal+cytotoxic+lesion+effects+on+species-typical+behaviors+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Behav.+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Hippocampal cytotoxic lesion effects on species-typical behaviors in mice.</a> Behav. Brain Res. 132, 203-213 (2002).</li>
<li>File, S. E. Behavioural detection of anxiolytic action. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFile%2C+SE+%22Experimental+approaches+to+anxiety+and+depression%22">Experimental approaches to anxiety and depression</a>. Elliot, J. M., Heal, D. J., Marsden, C. A. , Wiley. London. 25-44 (1992).</li>
<li>Galef, B. G., Mason, J. R., Preti, G., Bean, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Carbon+disulfide%3A+A+semiochemical+mediating+socially-induced+diet+choice+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol.+Behav%22%5BJournal%5D)">Carbon disulfide: A semiochemical mediating socially-induced diet choice in rats.</a> Physiol. Behav. 42, 119-124 (1988).</li>
<li>Glickman, S. E., Morrison, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Some+behavioral+and+neural+correlates+of+predation+susceptibility+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Commun.+Behav.+Biol.+A%22%5BJournal%5D)">Some behavioral and neural correlates of predation susceptibility in mice.</a> Commun. Behav. Biol. A. 4, 261-267 (1969).</li>
<li>Gray, J. A., McNaughton, N., N, <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGray%2C+JA+%22The+neuropsychology+of+anxiety%22">The neuropsychology of anxiety</a>. , 2nd ed, Oxford University Press. Oxford, England. (2000).</li>
<li>Holmes, A., Rodgers, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prior+exposure+to+the+elevated+plus-maze+sensitizes+mice+to+the+acute+behavioral+effects+of+fluoxetine+and+phenelzine%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Prior exposure to the elevated plus-maze sensitizes mice to the acute behavioral effects of fluoxetine and phenelzine.</a> Eur. J. Pharmacol. 459, 221-230 (2003).</li>
<li>Mason, J. R., Bean, N. J., Bennett, G., Galef, B. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Attractiveness+of+carbon+disulfide+to+wild+Norway+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+Thirteenth+Vertebrate+Pest+Conference%22%5BJournal%5D)">Attractiveness of carbon disulfide to wild Norway rats.</a> Proceedings of the Thirteenth Vertebrate Pest Conference. , 94-97 (1988).</li>
<li>Ramos, A., Berton, O., Mormede, P., Chauloff, F., F, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+multipletest+study+of+anxiety-related+behaviours+in+six+inbred+rat+strains%5BTitle%5D)+AND+%22Behav.+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">A multipletest study of anxiety-related behaviours in six inbred rat strains.</a> Behav. Brain Res. 85, 57-69 (1997).</li>
<li>Ross, R. S., McGaughy, J., Eichenbaum, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acetylcholine+in+the+orbitofrontal+cortex+is+necessary+for+the+acquisition+of+a+socially+transmitted+food+preference%5BTitle%5D)+AND+%22Learn.+Mem.%22%5BJournal%5D)">Acetylcholine in the orbitofrontal cortex is necessary for the acquisition of a socially transmitted food preference.</a> Learn. Mem.. 12, 302-306 (2005).</li>
<li>Russell, W. M. S., Burch, R. L. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aRussell%2C+WMS+%22The+principles+of+humane+experimental+technique%22">The principles of humane experimental technique</a>. , Methuen. London. (1959).</li>
<li>Trullas, R., Skolnick, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differences+in+fear+motivated+behaviors+among+inbred+mouse+strains%5BTitle%5D)+AND+%22Psychopharmacology%22%5BJournal%5D)">Differences in fear motivated behaviors among inbred mouse strains.</a> Psychopharmacology. 111, 323-331 (1993).</li>
<li>Wrenn, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Social+Transmission+of+Food+Preference+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Prot.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Social Transmission of Food Preference in Mice.</a> Curr. Prot. Neurosci. , (2004).</li>
</ol>

Nie zgłoszono żadnych konfliktów interesów.

Wartości latencji w testach hiponeofagii są zazwyczaj bardzo zmienne. Opisana tutaj technika, polegająca na wyznaczeniu określonego czasu na spożycie pokarmu przez zwierzę i powtórzeniu testu w późniejszym terminie w przypadku braku reakcji, służy zminimalizowaniu ryzyka wystąpienia ekstremalnie długich latencji i pozwala zaoszczędzić czas eksperymentatora.
Jedną z zalet hiponeofagii w porównaniu z testami lęku, takimi jak labirynt w kształcie krzyża, jest fakt, że jeśli wyniki pierwszego testu nie osiągną istotności statystycznej, można przeprowadzić kolejny test z wykorzystaniem innego nowego środowiska i pokarmu, ponieważ mierzony rodzaj lęku wydaje się być taki sam i nie ulega zmianie jakościowej pod wpływem wcześniej przeprowadzonych testów, w przeciwieństwie do labiryntu w kształcie krzyża16. Do oceny serii testów można wówczas zastosować ANOVA z powtarzanymi pomiarami.
Obecnie wiadomo, że pod ogólnym terminem „lęk” kryje się kilka różnych aspektów emocjonalności11,15,18. Myszy wykazujące zmiany w hipnoneofagii niekoniecznie będą wykazywać zmiany w testach pola otwartego, labiryntu podwyższonego plusa lub skrzynce jasna-ciemna. Zatem systemy mózgowe leżące u podstaw wyników w tych testach muszą być przynajmniej w pewnym stopniu odmienne. Na przykład podwzgórze i ciało migdałowate mogą brać udział w procesie hipnoneofagii, ponieważ odpowiadają one (między innymi) za regulację spożycia pokarmu.

hiponeofagia: miara lęku u myszy

Hyponeophagia: A Measure of Anxiety in the Mouse

Przed czasami, gdy nie stosowano jeszcze szybko działających i silnych rodentycydów, takich jak alpha-chloralose, praca deratyzatorów była często utrudniana przez zjawisko znane jako „niechęć do przynęty”. Myszy i szczury nie potrafią wymiotować ze względu na szczelność zwieracza wejściowego żołądka, więc aby przezwyciężyć problem potencjalnej toksyczności pokarmu, wyewoluowały strategię polegającą na spożywaniu początkowo jedynie bardzo małych ilości nowych substancji. Ilości te stopniowo zwiększają się, dopóki zwierzę nie ustali, czy substancja jest bezpieczna i pożywna. Dlatego dawni łapacze szczurów najpierw umieszczali w zainfekowanym obszarze smaczną substancję, taką jak owies, która miała stanowić nośnik toksyny. Dopiero gdy duże ilości były chętnie spożywane, dodawali truciznę w dawkach dobranych tak, aby nie wpływały one na smak nośnika. Zatruta przynęta, którą zwierzęta spożywały już chętnie i w dużych ilościach, mogła wówczas szybko spełnić swoją funkcję.
Awersja do przynęty jest obecnie wykorzystywana w laboratoriach behawioralnych jako metoda pomiaru lęku. Myszą (lub szczurom) w nowej sytuacji, np. w nowej klatce, oferuje się substancję o wysokiej smakowitości, ale nieznaną wcześniej, taką jak słodka kukurydza, orzechy lub słodzone mleko skondensowane. Następnie mierzy się czas latencji do spożycia określonej ilości nowego pokarmu.
Z Robert M.J. Deacon można skontaktować się pod adresem <a href="mailto:robert.deacon@psy.ox.ac.uk">robert.deacon@psy.ox.ac.uk</a>

Myszy i szczury, ze względu na swoją wrodzoną ostrożność, początkowo powoli spożywają nowy pokarm, szczególnie w nowym miejscu. Tę hiponeofagię można łatwo zmierzyć w warunkach laboratoryjnych, mimo że zwierzęta laboratoryjne wykazują znacznie mniejszy lęk niż ich dzikie odpowiedniki

Hiponeofagia: miara lęku u myszy

Przed dzisiejszymi czasami, gdy nie stosowano jeszcze szybko działających i silnych rodentycydów, takich jak alfa-chloraloza, praca deratyzatorów często ...

Ogólnym celem tej procedury jest obserwacja doświadczenia lękowego. W sytuacji, gdy myszy stykają się z nowym pokarmem w nowym miejscu, należy najpierw wybrać pokarm o wysokiej smakowitości. Następnie należy wybrać nowe środowisko, w którym zwierzę będzie spożywać ten pokarm.Po przygotowaniu wprowadź zwierzę i zarejestruj parametry behawioralne. W rezultacie można uzyskać dane wykazujące zmiany poziomu lęku poprzez zmiany w latencji jedzenia. Analizując literaturę dotyczącą hiperfagii, zauważyłem, że w celu wywołania lęku często stosowano bardzo duże areny, w których umieszczano pokarm.Można jednak wywołać lęk, stosując znacznie mniejszą arenę testową. Dzięki temu dane dotyczące latencji hiperfagii nie zostaną zanieczyszczone nadmierną aktywnością eksploracyjną. Ponadto, jeśli testowany związek lub wykonanat lączenie zmniejsza aktywność motoryczną, stanowiłoby to dodatkową zmienną zakłócającą, która byłaby znacznie bardziej wyraźna w przypadku dużej areny.Mała arena testowa zapewni jednak, że mysz, nawet jeśli porusza się bardzo powolnie, znajdzie pokarm dość szybko. Cała koncepcja tych testów polega na tym, aby mysz weszła do aparatury testowej i znalazła pokarm praktycznie natychmiast, co pozwoli na uzyskanie czystych danych dotyczących latencji hiperfagii. Wieczorem przed testowaniem należy usunąć z klatki domowej cały pokarm, z wyjątkiem jednej grama paszy na mysz. Kawałki paszy należy rozdzielić, aby upewnić się, że zwierzęta utrzymywane w grupach zjadają równe porcje.Następnie należy wybrać rodzaj aparatury do testów hiperfagii. Opracowano cztery typy, które różnią się od siebie w niewielkim stopniu. Ważne jest, aby sucha przynęta została równomiernie rozłożona na dnie aparatury, co ograniczy konieczność eksploracji.W tym przykładzie przynęta w formie płynnej znajduje się w zagłębieniu pokarmowym. Przynęty o wyjątkowej smakowitości zachęcają do próbowania nowego pokarmu i wymagają jedynie łagodnej deprywacji pokarmowej. Poniżej przedstawiono przykłady smakowitych pokarmów, które mogą zostać użyte jako przynęty do przygotowania aparatury testowej.Przyklej ołowiany obciążnik do podstawy półprzezroczystego plastikowego dzbanka o średnicy około 15 cm z wystającym o kolejne 2 cm wylotem, a następnie odwróć dzbanek do góry dnem na białej plastikowej podstawie, tak aby wylot zakrywał wgłębienie z pokarmem. Ponieważ zapach może odgrywać istotną rolę w tym teście, pozwól myszom niebędącym w grupie eksperymentalnej zapoznać się z aparaturą przed rozpoczęciem badań.Następnie ustaw w rzędzie małe klatki. Około pięciu minut przed testem umieść jedną mysz w każdej klatce, a następnie zwróć je do tych samych klatek. Po każdej próbie napełnij otwór na pokarm pełnotłustym słodzonym mlekiem skondensowanym, rozcieńczonym z wodą w stosunku 50:50, które będzie służyć jako przynęta.Aby rozpocząć test, umieść mysz na platformie, tyłem do dołka. Delikatnie opuść dzbanek na miejsce, uważając, aby nie przytrzasnąć ogona.Zmierz czas latencji do rozpoczęcia jedzenia. Definiuje się go jako ciągłe jedzenie lub picie. Przez dwie do trzech sekund policz wszelkie wydalone kule kałowe i odnotuj ewentualne oddawanie moczu.Usuń zwierzę po dwóch minutach. Jeśli mysz do tego czasu nie wypije wody, zwróć ją do klatki i powtórz próbę po około trzech minutach. Większość zwierząt pije w ciągu trzech prób przed kolejnym testem.Dokładnie oczyść zagłębienie na pokarm oraz plastikową podstawę wilgotną ściereczką, a następnie suchą ściereczką i ponownie napełnij zagłębienie pokarmem. Uszkodzenia hipokampa powodują znaczny spadek hiperfagii u myszy. Wartości latencji w testach hiperfagii są zazwyczaj bardzo zmienne.Histogram przedstawia dane z trzech następujących po sobie testów hiperfagii w jednej kohorcie myszy. Po przeprowadzeniu tej procedury zwierzęta można poddać różnym testom lękowym, takim jak test jasna-ciemna komora lub labirynt w kształcie krzyża. Wiemy jednak obecnie, że lęk przejawia się w wielu różnych formach, a lęk związany z jedzeniem niekoniecznie musi być tożsamy z lękiem mierzonym na przykład w teście jasna-ciemna komora lub w labiryncie w kształcie krzyża.W związku z tym każdą terapię podawaną myszom należy zawsze testować we wszystkich trzech testach lękowych lub w tak wielu, jak to możliwe, aby zapewnić, że po wprowadzeniu związku do badań klinicznych będzie on z większym prawdopodobieństwem działać jako środek anksjolityczny u ludzi.

hyponeophagia-a-measure-of-anxiety-in-the-mouse

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Hiponeofagia: Miarą niepokoju u myszy

Test w labiryncie z krzyżującym się ramieniem (elevated plus maze) jest jednym z najpowszechniej stosowanych testów do pomiaru zachowań lękowych u myszy. W niniejszym materiale prezentujemy film przedstawiający szczegółowe procedury przeprowadzania tego testu.

Labirynt w kształcie krzyża dla myszy

Labirynt w kształcie krzyża służy do pomiaru zachowań lękowych u gryzoni. Posiada on dwa przeciwległe ramiona zamknięte i dwa przeciwległe ramiona otwarte; gryzonie wykazujące lęk unikają ramion otwartych. Obszar centralny nie jest ani całkowicie otwarty, ani zamknięty, w związku z czym czas spędzony w tej strefie jest niejednoznaczny i trudny do interpretacji. W niniejszym opracowaniu opisano modyfikację protokołu labiryntu w kształcie krzyża, która eliminuje ten obszar.

Test sukcesywnych alejek do oceny lęku u myszy i szczurów

Zapewniony jest protokół korzystania z labiryntu otwartego pola w celu uzyskania dostępu do ogólnej aktywności lokomotorycznej, lęku i emocjonalności w laboratoryjnym modelu myszy.

Wykorzystanie labiryntu otwartego pola do pomiaru zachowań lokomotorycznych i lękowych u myszy

Opracowaliśmy protokół oceny samopoczucia myszy podczas zabiegów z użyciem znieczulenia ogólnego. Przeanalizowano szereg parametrów behawioralnych wskazujących na poziom dobrostanu, a także metabolity glikokortykosteroidów. Protokół może służyć jako ogólna pomoc w oszacowaniu stopnia ciężkości w sposób naukowy, skoncentrowany na zwierzętach.

Systematyczna ocena dobrostanu myszy przed zabiegami ze względu na znieczulenie ogólne

Myszy indywidualnie wyposażone w koło do biegania, podczas gdy mają ograniczony dostęp do jedzenia, zmniejszają spożycie jedzenia i zwiększają aktywność na kole do biegania. To eksperymentalne zjawisko nazywa się anoreksją opartą na aktywności. Paradygmat ten stanowi eksperymentalne narzędzie do badania neurobiologii i zachowań leżących u podstaw jadłowstrętu psychicznego.

Ocena anoreksji opartej na aktywności u myszy

Tutaj prezentujemy nieprzewidywalny protokół chronicznego łagodnego stresu u myszy. Protokół ten indukuje długoterminowy fenotyp podobny do depresji i umożliwia ocenę skuteczności przypuszczalnych leków przeciwdepresyjnych w odwracaniu behawioralnych i neuromolekularnych deficytów depresyjnych.

Nieprzewidywalny protokół przewlekłego łagodnego stresu do wywoływania anhedonii u myszy

Dzięki optogenetycznej manipulacji określonych populacji neuronów lub obszarów mózgu, zachowanie może być modyfikowane z wysoką rozdzielczością czasową i przestrzenną u swobodnie poruszających się zwierząt. Stosując różne narzędzia optogenetyczne w połączeniu z przewlekle wszczepionymi światłowodami, można przeprowadzić różnorodne modulacje neuronalne i testy behawioralne.

Optogenetyczna manipulacja aktywnością neuronalną w celu modulacji zachowania u swobodnie poruszających się myszy

Gryzonie nie są w stanie zgłaszać objawów migreny. W tym miejscu opisujemy możliwy do opanowania paradygmat testowy (testy jasne/ciemne i otwartego pola) w celu zmierzenia awersji do światła, jednego z najczęstszych i najbardziej uciążliwych objawów u pacjentów z migrenami.

Badanie zachowań podobnych do migreny przy użyciu awersji do światła u myszy

Model objadania się został ustalony u myszy korzystających z przerywanego dostępu do M&amp;M's (bardzo smacznego pokarmu składającego się z tłuszczu i cukru). Myszy z przerywanym dostępem do tego wysokotłuszczowego i bogatego w cukier pokarmu wykazywały zachowania podobne do stresu, zwiększone spożycie kalorii i preferencję dla tego pokarmu w stosunku do standardowej karmy w porównaniu z myszami z ciągłym dostępem do pokarmu lub bez niego.

Model przerywanego napadowego spożycia u myszy

W tym miejscu przedstawiamy protokół testu preferencji węchowych, który pozwala na ocenę negatywnych uprzedzeń węchowych zarówno wobec apetytywnych, jak i awersyjnych bodźców zapachowych w mysich modelach depresji.

Test preferencji węchowych do pomiaru węchowych uprzedzeń hedonicznych w mysich modelach depresji

Poznaj metodę hiponeofagii do pomiaru niepokoju u myszy w nowym środowisku z nowym pokarmem. Ta technika pozwala badać lęk związany z jedzeniem i oceniać potencjalne leki przeciwlękowe.

Hiponeofagia: miara lęku u myszy

Przeglądaj więcej filmów