Name: Charakterystyka izolowanego, wentylowanego i oprzyrządowanego płuca myszy ukrwionego z przepływem pulsacyjnym (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-04-29T17:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 2 s
Description: Poznaj izolację, wentylację i perfuzję płuc myszy w celu badania pulsacyjnych zależności ciśnienie-przepływ w naczyniach płucnych. Ta metoda pozwala mierzyć obciążenie prawej komory serca.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Badanie to zostało sfinansowane z grantu National Institutes of Health R01HL086939 (NCC).

W niniejszym protokole prezentujemy preparat izolowanego, wentylowanego i perfundowanego płuca myszy, który był wcześniej wykorzystywany do ilościowego określenia wpływu zatorowości płucnej oraz przewlekłej hipoksji na pulsacyjne zależności między ciśnieniem a przepływem w naczyniach płucnych (Tuchscherer, Webster, &amp; Chesler, 2006; Tuchscherer et al., 2007). W skrócie: płuca myszy są chirurgicznie izolowane z otaczających tkanek, umieszczane w podgrzewanej komorze (IL-1; Harvard Apparatus, Holliston, MA) i wentylowane (Ventilatory Control Module (VCM)-R z modułem licznika czasowego (TCM); Harvard Apparatus). Naczynia płucne są perfundowane podgrzewaną pożywką do hodowli komórek RPMI 1640 z 3,5% Ficoll za pomocą pompy strzykawkowej (Cole-Parmer, Vernon Hills, IL) w celu generowania stałych fal przepływu lub za pomocą wysokoczęstotliwościowej pompy oscylacyjnej (Bose -Electro Force, Eden Prairie, MN) równolegle z pompą strzykawkową w celu tworzenia pulsacyjnych fal przepływu w naczyniach płucnych. Przetworniki ciśnienia (P75, Harvard Apparatus) mierzą chwilowe ciśnienie w tętnicy płucnej (PAP) oraz ciśnienie w lewym przedsionku (LAP). Chwilowe natężenie przepływu (Q) jest mierzone za pomocą przepływomierza przepływowego (Transonic Systems, Inc., Ithaca, NY). Pulsacyjne zależności między ciśnieniem a przepływem są wywodzone z tych pomiarów, co pozwala na analizę fizjologii i patologii naczyń płucnych oraz obciążenia następczego prawej komory.
1. Sprzęt:
<ol>
	<li>Układ do izolowanych płuc, w tym respirator mysi</li>
	<li>System akwizycji danych i komputer z programem LabView</li>
	<li>Dwa przetworniki ciśnienia i przepływomierz do przepływu perfuzatu</li>
	<li>Przetwornik ciśnienia i przepływomierz (pneumotachometr) do przepływu w drogach oddechowych</li>
	<li>Pompa oscylacyjna o wysokiej częstotliwości i komputer z programem Win Test</li>
	<li>Mikroskop Boom/zoom, lampa</li>
	<li>Kąpiel wodna z pompą o wysokiej wydajności do systemu IL-1</li>
</ol>
2. Przygotowanie układu IL-1
<ol>
	<li>Woda destylowana podgrzana do 37°C w łaźni wodnej jest cyrkulowana do wnętrza systemu IL-1.</li>
	<li>Wszystkie pompy, przetworniki i kaniula IL-1 są połączone za pomocą czystych przewodów, a wszystkie przewody są płukane wodą destylowaną podgrzaną do 37°C. Należy usunąć pęcherzyki powietrza, które mogłyby przedostać się do płuca i spowodować obrzęk. Przewody od pompy przepływu oscylacyjnego do czujnika przepływu oraz od czujnika przepływu do kaniuli tętnicy płucnej są płukane 1% PBS.</li>
	<li>Przetworniki ciśnienia P75 są zerowane poprzez zamknięcie zaworu do kaniuli, otwarcie zaworów do atmosfery, a następnie naciśnięcie przycisku automatycznego zerowania w wzmacniaczu PLUGSYS. Następnie zawór do atmosfery zostaje zamknięty, a zawór do kaniuli otwarty.</li>
	<li>Porowaty element ceramiczny w drodze wentylacyjnej systemu IL-1 jest zwilżany w celu zapewnienia wilgotności.</li>
</ol>
3. Roztwory
<ol>
	<li>Przygotować 3,5% objętościowo roztwór Ficoll-RPMI i przefiltrować medium przez filtr sterylny. Filtrowanie medium zapewnia brak dużych cząsteczek, które mogłyby niezamierzenie spowodować zator w płucach. Stosowanie sterylnego medium zmniejsza również prawdopodobieństwo wystąpienia nagłego obrzęku płuc. Napełnić jedną strzykawkę 10 ml medium RPMI do operacji oraz jedną strzykawkę 60 ml medium RPMI dla każdej próby doświadczalnej. Podgrzać perfuzat w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C.</li>
	<li>Przygotować 1 ml heparyny w dawce 500 IU/100 g masy ciała myszy (w przybliżeniu). Sól heparyny ma aktywność 158 IU/mg. Dla myszy o masie ~25 g wymieszać 1,25 mg soli heparyny z 1 ml roztworu PBS w małej probówce do mikrocentryfugi.</li>
</ol>
4. Wentylacja myszy
<ol>
	<li>Po podaniu dożylnie 150 mg pentobarbitalu w roztworze na kilogram masy ciała myszy, należy upewnić się, że znieczulenie jest głębokie, wykonując mocny ucisk łapy. W przypadku braku reakcji należy przygotować mysz do operacji, przypinając jej przednie łapy do korkowej tablicy w celu stabilizacji. Uwaga: Przez cały czas trwania eksperymentu głębokość znieczulenia jest monitorowana poprzez uważną obserwację zwierzęcia. Piny w łapach oraz częste nacięcia stanowią bodźce szkodliwe, a brak reakcji na nie potwierdza, że zwierzę pozostaje w chirurgicznej fazie znieczulenia.</li>
	<li>Klatkę piersiową należy spryskać 95% alkoholem, aby zwilżyć futro, a następnie za pomocą pęsety prostej chwycić skórę w okolicy szyi. Za pomocą nożyczek prostych należy wykonać nacięcie skóry o długości 1 cm.</li>
	<li>Po odsłonięciu wnętrza szyi należy usunąć całą białą tkankę gruczołową oraz mięśnie powierzchowne, aby odnaleźć przełyk i tchawicę. Należy wyizolować przełyk i tchawicę z tkanek z obu stron oraz od strony grzbietowej.</li>
	<li>Pod tchawicę należy wprowadzić małą pęsetę zakrzywioną i chwycić fragment nici chirurgicznej po drugiej stronie. Przeciągnąć nić pod tchawicą i zawiązać luźny węzeł chirurgiczny. Nie należy zaciskać nici ani dociągać węzła.</li>
	<li>Za pomocą małych nożyczek należy wyciąć w tchawicy mały otwór w kształcie litery „v”; nie wolno przeciąć tchawicy na wylot. Tablicę korkową wraz z myszą należy przenieść do podgrzewanego systemu IL-1. Używając dwóch pęset tępych, należy chwycić kaniulę tchawiczą oraz tchawicę poniżej nacięcia „v”. Następnie kaniulę tchawiczą należy wsunąć do tchawicy przez otwór „v”. Nici wokół tchawicy i kaniuli tchawiczej należy zacisnąć, aby unieruchomić kaniulę wewnątrz tchawicy. Następnie należy zawiązać węzeł.</li>
	<li>Należy rozpocząć wentylację powietrzem pokojowym (50% inspiracji, 90 oddechów/min, z głęboką inspiracją).</li>
</ol>
5. Perfuzja wentylowanej myszy
5.1. Dostęp do prawej komory w celu wstrzyknięcia heparyny
<ol>
	<li>Ponownie spryskaj klatkę piersiową myszy alkoholem, aby nawilżyć futro. Usuń całą skórę z klatki piersiowej powyżej żeber, używając pęsety prostej i nożyczek prostych. Przetnij skórę w górę wzdłuż mostka. Unieś skórę po obu stronach, a następnie przetnij ją wzdłuż linii dolnych żeber.</li>
	<li>Chwyć wyrostek mieczowaty na dole mostka pęsetą i wytnij otwór w przeponie za pomocą nożyczek prostych. Chwyć przeponę pęsetą i odetnij ją od żeber.</li>
	<li>Ponownie chwyć wyrostek mieczowaty pęsetą (lewa ręka) i użyj nożyczek łukowatych z tępymi końcami, aby przeciąć mostek i żebra, uważając, by nie uszkodzić płuc, serca ani naczyń krwionośnych (użyj tępych końcówek nożyczek jako prowadnicy). Pojawi się krew, lecz dopóki ostrze nożyczek przylega do mostka, serce i płuca nie zostaną przecięte.</li>
	<li>Chwyć żebra po lewej stronie i odetnij ich tyle, ile jest konieczne, aby odsłonić serce. Powoli wstrzyknij do prawej komory 0.1 ml roztworu heparyny. Krok ten jest istotny w celu zapobiegania powstawaniu skrzepów krwi w płucach, które uszkadzają komórki śródbłonka i upośledzają perfuzję. Heparynę należy wstrzyknąć, gdy serce wciąż bije.</li>
</ol>
5.2. Kanulacja głównej tętnicy płucnej
<ol>
	<li>Odciąć pozostałe żebra (lewa i prawa strona), używając tylnego (zaokrąglonego) końca pęsety, aby delikatnie odsunąć płuca od ściany żebrowej. Chwytanie samych płuc uszkodzi delikatną tkankę. Przypadkowy kontakt końcówek nożyczek z tkanką płucną również spowoduje uszkodzenia.</li>
	<li>Ustawić mikroskop nad płucem. Odciąć tkankę gruczołową i tłuszczową znajdującą się na górnej części serca. Użyć pęsety, aby odsunąć ją od tętnic i żył, a następnie przeciąć nożyczkami sprężynowymi, gdy tkanka jest napięta.</li>
	<li>Używając drugiej pęsety z tępymi końcówkami, zagarnąć od prawej do lewej strony od góry serca, pod lewym przedsionkiem/komorą, aby wprowadzić końcówkę pęsety pod aortę i tętnicę płucną (PA). Należy to zrobić ostrożnie – pęseta nie powinna napotykać oporu. Użycie tępej pęsety zmniejsza ryzyko przypadkowego przebicia tętnicy płucnej lub aorty.</li>
	<li>Gdy końcówka pęsety znajdzie się pod aortą i PA, chwycić fragment nici chirurgicznej i przeciągnąć go. Zawiązać luźny węzeł chirurgiczny. Nie zaciągać nici ani nie dociągać węzła.</li>
	<li>Opcjonalnie: użyć nożyczek kątowych, aby usunąć dolną połowę ciała. Przeciąć żebra i kręgosłup; przecięcie aorty i żyły głównej spowoduje znaczny wypływ krwi – należy użyć patyczka higienicznego do zatamowania krwawienia. Umieścić w worku do utylizacji.</li>
	<li>Zapełnić kaniulę PA 4 ml medium RPMI za pomocą strzykawki 10 ml. Ponownie sprawdzić, czy w przewodach nie ma pęcherzyków powietrza. Perfuzja płuca wodą destylowaną lub pęcherzykami powietrza spowoduje obrzęk.</li>
	<li>Wyciąć niewielkie nacięcie w wolnej ścianie prawej komory i wprowadzić kaniulę PA, kierując ją w dół i w prawo. Końcówka kaniuli powinna być widoczna przez przezroczystą ścianę PA. Wprowadzić niewielką ilość RPMI, aby potwierdzić położenie. Zaciągnąć nić wokół kaniuli, aorty i PA, a następnie zawiązać węzeł. Należy pamiętać, że w tym momencie aorta jest również podwiązana, więc właściwa perfuzja nie powinna rozpocząć się do czasu zakaniulowania lewego przedsionka.</li>
</ol>
5.3. Kanulacja lewego przedsionka
<ol>
	<li>Nacinamy dolną część lewej komory i wprowadzamy kaniulę do lewego przedsionka (LA), kierując ją ku górze. Może być wymagany lekki nacisk, aby otworzyć zastawkę mitralną w tym kierunku. W przypadku prawidłowego umiejscowienia końcówka kaniuli prześliźnie się i zostanie zabezpieczona bez konieczności stosowania szwów.</li>
</ol>
5.4. Rozpoczęcie perfuzji
<ol>
	<li>Ręcznie infunduj RPMI z strzykawki 10 ml z prędkością 0,3 ml na minutę, aż RPMI pojawi się w przewodzie odpływowym (kolor różowawy w przeciwieństwie do bezbarwnego PBS). Jeśli w przewodzie odpływowym nie ma przepływu, zmień położenie kaniuli LA. Jeśli po zmianie położenia nadal nie ma odpływu, sprawdź, czy w tętnicy płucnej nie ma przecieku. Przecieku lub pęknięcia w tętnicy płucnej nie można naprawić; jest to powód do przerwania eksperymentu.</li>
	<li>Podłącz strzykawkę 60 ml do kaniuli PA poprzez system IL-1 i rozpocznij infuzję perfuzatu z prędkością 1 ml/min, sprawdzając szczelność i upewniając się, że płuca stają się białe, co świadczy o zastępowaniu krwi w płucach przez RPMI. Perfunduj z wolnym przepływem przez dwie minuty.</li>
</ol>
6. Pomiar tętniących i stałych zależności między ciśnieniem a przepływem w płucach
<ol>
	<li>W przypadku badań przepływu pulsującego, najpierw ustaw przemieszczenia tłoka pompy oscylacyjnej na pożądanych poziomach dla każdej częstotliwości w programie WinTest w oparciu o wcześniejsze eksperymenty. Ze względu na zmienność struktury i mechaniki płuc, przemieszczenia muszą być dostosowane dla każdej myszy. Ustaw przepływ stały na pożądany poziom. Otwórz zawór do pompy oscylacyjnej i rozpocznij rejestrację danych tuż przed uruchomieniem profilu przepływu oscylacyjnego (program WinTest). Otwórz plik danych i wykreśl eksperymentalny przepływ (Q) w programie Excel. Dostosuj przemieszczenia tłoka pompy oscylacyjnej dla każdej częstotliwości (program WinTest) tak, aby wartości Q max i Q min były zgodne z założeniami.</li>
	<li>W przypadku prób przepływu stałego, zamknij zawór do pompy oscylacyjnej. Jeśli ten zawór pozostanie otwarty, pompa oscylacyjna będzie działać jak kondensator, tłumiąc zmiany podczas przechodzenia z jednego natężenia przepływu do drugiego. Zbieraj dane przez co najmniej 10 sekund dla każdego natężenia przepływu lub do momentu, gdy ciśnienie w tętnicy płucnej (PA) nie zmieni się o więcej niż 5%.</li>
	<li>Zarówno podczas pomiarów przepływu pulsującego, jak i stałego, wstrzymaj wentylację przy stałym ciśnieniu przed rozpoczęciem zbierania danych. Wznów wentylację natychmiast po zakończeniu zbierania danych.</li>
	<li>Obserwuj, czy w rurkach dróg oddechowych nie pojawia się pożywka RPMI; jest to dowód na wystąpienie obrzęku i stanowi powód do przerwania eksperymentu. Ponadto nie dopuść do przedostania się pożywki RPMI do czujników ciśnienia lub przepływu w drogach oddechowych, ponieważ uszkodzi to przetworniki.</li>
</ol>
7. Reprezentatywne wyniki:
Reprezentatywne wyniki stabilne:
W układzie izolowanych płuc eksperymentator ma możliwość niezależnego kontrolowania nie tylko przepływu płucnego Q, ale także ciśnienia w drogach oddechowych Pair oraz ciśnienia w lewym przedsionku LAP. Jest to korzystne, ponieważ Q, Pair i LAP wpływają na naczynia płucne i wynikające z tego ciśnienie w tętnicy płucnej PAP. Inną zaletą jest to, że uzyskane wyniki są niezależne od napięcia układu współczulnego 1, stanu objętościowego oraz znieczulenia 2.
Zmiany PAP indukowane skokowymi zmianami Q przy stałym Ppowietrze a stałe lub zmienne LAP przedstawiono na Rysunku 1. Należy zauważyć, że w preparacie izolowanego płuca kaniula LAP jest zazwyczaj połączona z drenem, który odprowadza perfuzat do pojemnika na odpady. Przy takim układzie drenu LAP jest liniowo zależne od Q ze względu na przepływ Poiseuille'a. Jednakże wysokość wylotu i pojemnika na odpady można regulować ręcznie, aby zapewnić stałe, niezerowe LAP, lub można usunąć dren, aby uzyskać zerowe LAP, niezależne od Q.
Reprezentatywne wyniki pulsacyjne:
Choć za pomocą tego systemu można generować dowolne przebiegi pulsującego przepływu, zazwyczaj generujemy przepływ w formie Q = 3 + 2 sin (2fπt) ml/min przy częstotliwościach f = 1, 2, 5, 10, 15 i 20 Hz, aby ocenić zlinearyzowaną impedancję naczyń płucnych (Rysunek 2: górny panel). Na podstawie uzyskanych pomiarów PAP, LAP i Q, moduł (Z) oraz faza (θ) impedancji naczyniowej płuc są obliczane poprzez uprzedni rozkład jednego pełnego cyklu sinusoidalnego ΔP = PAP-LAP i Q przy każdej narzuconej częstotliwości przepływu sinusoidalnego na szereg harmonicznych sinusoidalnych za pomocą transformaty Fouriera. Stosunek transformaty ciśnienia do transformaty przepływu daje impedancję naczyniową płuc, PVZ = FFT (ΔP)/FFT(Q), która posiada moduł Z i fazę θ. Impedancja wejściowa Z0, impedancja charakterystyczna ZC oraz wskaźnik odbicia fali RW są obliczane z modułu impedancji. W szczególności Z0 jest obliczane z Z dla harmonicznej 0. (f = 0 Hz) uśrednionej dla wszystkich częstotliwości, ZC jest obliczane jako średnia z Z między pierwszym minimum (5 Hz) a 20 Hz, a RW jest obliczane jako (Z0-ZC)/(Z0+ZC) 3.
<img src="/files/ftp_upload/2690/2690fig1.jpg" alt="Wykresy analizy układu sercowo-naczyniowego przedstawiające ciśnienie w funkcji przepływu, wraz z diagramami ciśnienia w czasie." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1. Przebiegi przepływu ustalonego (górny rząd) i wynikające z nich ciśnienia (drugi rząd: PAP, Pair, LAP) w funkcji czasu dla różnych kombinacji LAP i Pair. Dolny rząd przedstawia PAP w funkcji Q. W przypadkach (A) i (B) LAP wzrasta i maleje wraz z Q, ponieważ zastosowano dren odpływowy. Dren ten został usunięty w przypadku (C), aby LAP było stałe i niezależne od Q. W przypadkach (D) i (E) wysokość drenu odpływowego była regulowana ręcznie, tak aby LAP było wyższe, lecz niezależne od Q. Ciśnienie Pair odpowiadało ciśnieniu w końcu wdechu (A, C, D) lub w końcu wydechu (B, E).
<img src="/files/ftp_upload/2690/2690fig2.jpg" alt="Wykres dynamiki płynów; zależność ciśnienie-przepływ w czasie; obejmuje analizę danych PAP, LAP i Pair." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2. Pulsacyjny kształt fali przepływu Q (panel górny) i wynikające z niego ciśnienia (panel dolny: PAP, LAP oraz Pair) w funkcji czasu. Na podstawie tych pulsacyjnych zależności ciśnienie-przepływ w płucach można obliczyć PVZ, który odzwierciedla całkowite obciążenie następcze prawej komory.

<ol><li>Pace, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sympathetic+control+of+pulmonary+vascular+impedance+in+anesthetized+dogs%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Sympathetic control of pulmonary vascular impedance in anesthetized dogs.</a> Circ Res. 29, 555-568 (1971).</li>
<li>Ewalenko, P., Stefanidis, C., Holoye, A., Brimioulle, S., Naeije, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pulmonary+vascular+impedance+vs.+resistance+in+hypoxic+and+hyperoxic+dogs%3A+effects+of+propofol+and+isoflurane%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol%22%5BJournal%5D)">Pulmonary vascular impedance vs. resistance in hypoxic and hyperoxic dogs: effects of propofol and isoflurane.</a> J Appl Physiol. 74, 2188-2193 (1993).</li>
<li>Nichols, W. W., O'Rourke, M. F., Hartley, C., McDonald, D. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aNichols%2C+WW+%22McDonald%27s+blood+flow+in+arteries+%3A+theoretical%2C+experimental%2C+and+clinical+principles%22">McDonald's blood flow in arteries : theoretical, experimental, and clinical principles</a>. , 5th edn, Arnold. (2005).</li>
<li>Tuchscherer, H. A., Webster, E. B., Chesler, N. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pulmonary+Vascular+Resistance+and+Impedance+in+Isolated+Mouse+Lungs%3A+Effects+of+Pulmonary+Emboli%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">Pulmonary Vascular Resistance and Impedance in Isolated Mouse Lungs: Effects of Pulmonary Emboli.</a> Annals of Biomedical Engineering. 34, 660-668 (2006).</li>
<li>Tuchscherer, H. A., Vanderpool, R. R., Chesler, N. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pulmonary+vascular+remodeling+in+isolated+mouse+lungs%3A+Effects+on+pulsatile+pressure-flow+relationships%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomechanics%22%5BJournal%5D)">Pulmonary vascular remodeling in isolated mouse lungs: Effects on pulsatile pressure-flow relationships.</a> Journal of Biomechanics. 40, 993-1001 (2007).</li>
<li>Vanderpool, R., Naeije, R., Chesler, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impedance+in+Isolated+Mouse+Lungs+for+the+Determination+of+Site+of+Action+of+Vasoactive+Agents+and+Disease%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Biomed+Eng%22%5BJournal%5D)">Impedance in Isolated Mouse Lungs for the Determination of Site of Action of Vasoactive Agents and Disease.</a> Ann Biomed Eng. , (2010).</li>
<li>Vanderpool, R., Kim, A., Molthen, R., Chesler, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+acute+rho+kinase+inhibition+on+chronic+hypoxia-induced+changes+in+proximal+and+distal+pulmonary+arterial+structure+and+function%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physiology%22%5BJournal%5D)">Effects of acute rho kinase inhibition on chronic hypoxia-induced changes in proximal and distal pulmonary arterial structure and function.</a> Journal of Applied Physiology. , (2010).</li>
<li>El-Bizri, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Smooth+muscle+protein+22alpha-mediated+patchy+deletion+of+Bmpr1a+impairs+cardiac+contractility+but+protects+against+pulmonary+vascular+remodeling%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Smooth muscle protein 22alpha-mediated patchy deletion of Bmpr1a impairs cardiac contractility but protects against pulmonary vascular remodeling.</a> Circ Res. 102, 380-388 (2008).</li>
<li>Champion, H., Michelakis, E., Hassoun, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comprehensive+invasive+and+noninvasive+approach+to+the+right+ventricle-pulmonary+circulation+unit%3A+state+of+the+art+and+clinical+and+research+implications%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Comprehensive invasive and noninvasive approach to the right ventricle-pulmonary circulation unit: state of the art and clinical and research implications.</a> Circulation. 120, 992-1007 (2009).</li>
<li>Gan, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasively+assessed+pulmonary+artery+stiffness+predicts+mortality+in+pulmonary+arterial+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Chest%22%5BJournal%5D)">Noninvasively assessed pulmonary artery stiffness predicts mortality in pulmonary arterial hypertension.</a> Chest. 132, 1906-1912 (2007).</li>
<li>Mahapatra, S., Nishimura, R., Sorajja, P., Cha, S., McGoon, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Relationship+of+pulmonary+arterial+capacitance+and+mortality+in+idiopathic+pulmonary+arterial+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Coll+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Relationship of pulmonary arterial capacitance and mortality in idiopathic pulmonary arterial hypertension.</a> J Am Coll Cardiol. 47, 799-803 (2006).</li>
<li>Bogaard, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+pulmonary+artery+pressure+elevation+is+insufficient+to+explain+right+heart+failure%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Chronic pulmonary artery pressure elevation is insufficient to explain right heart failure.</a> Circulation. 120, 1951-1960 (2009).</li>
</ol>

Nie zadeklarowano żadnych konfliktów interesów.

Kluczowe etapy operacji
Kluczowe jest zachowanie szczególnej ostrożności podczas odcinania klatki piersiowej od płuc. Płuca muszą być w pełni odsłonięte i nieograniczone przez otaczające tkanki podczas nadmuchiwania, ale nie mogą zostać uszkodzone w procesie izolacji. Aby oddalić płuca od ściany klatki piersiowej i zapewnić nożycom wolną drogę cięcia, można wykorzystać płaski przedmiot, np. tylną część pęsety. Kolejnym krytycznym krokiem jest założenie szwu wokół tętnicy płucnej i aorty. Użycie ...

<table><tbody><tr><td>strzykawka 1 ml</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-829-10F</td><td></td></tr><tr><td>strzykawka 10 ml</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-823-2A</td><td></td></tr><tr><td>strzykawka 60 ml</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-689-8</td><td></td></tr><tr><td>RPMI z GLN 6/PK</td><td>Fisher Scientific</td><td>MT10040CV</td><td></td></tr><tr><td>filtry nakręcane na butelkę</td><td>Fisher Scientific</td><td>09-761-57</td><td></td></tr><tr><td>Ficoll PM 70</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F2878-100g</td><td></td></tr><tr><td>Heparyna</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Y27632</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Y0503</td><td></td></tr><tr><td>kątowe nożyczki tęczówkowe typu Ball Iris</td><td>Fine Science Tools</td><td>14109-09</td><td></td></tr><tr><td>nożyczki sprężynowe Vannasa – ostrza 4 mm</td><td>Fine Science Tools</td><td>15018-10</td><td></td></tr><tr><td>precyzyjne nożyczki tęczówkowe – proste</td><td>Fine Science Tools</td><td>14106-09</td><td></td></tr><tr><td>pinceta Dumont #5/45</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-35</td><td></td></tr><tr><td>pinceta Dumont do biologii medycznej</td><td>Fine Science Tools</td><td>11254-20</td><td></td></tr><tr><td>Lauda E100 ECO-line 003 </td><td>VWR international</td><td>Comparable to Lauda-Brinkmann E-103, 62400-922</td><td></td></tr><tr><td>system izolowanej perfuzji płuc myszy IL-1</td><td>Harvard Apparatus</td><td>739904</td><td></td></tr><tr><td>przetwornik ciśnienia krwi P75 do modułu PLUGSYS</td><td>Harvard Apparatus</td><td>730020</td><td></td></tr><tr><td>moduły przepływowe TS410</td><td>Transonic</td><td>TS410</td><td></td></tr><tr><td>precyzyjne czujniki przepływu wewnątrzprzewodowego ME 4 PXN Precision PXN</td><td>Transonic</td><td>ME 4 PXN</td><td></td></tr><tr><td>wielostrzykawkowe pompy Cole-Parmer</td><td>Cole-Parmer</td><td>EW-74900-20</td><td></td></tr><tr><td>Nembutal 50 mg/ml, fiolka 20 ml</td><td>Amatheon</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

charakterystyka izolowanego, wentylowanego i opomiarowanego płuca mysiego poddanego perfuzji przepływem pulsacyjnym

Characterization of the Isolated, Ventilated, and Instrumented Mouse Lung Perfused with Pulsatile Flow

Preparat izolowanych, wentylowanych i oprzyrządowanych płuc myszy umożliwia pomiar stałych i pulsacyjnych zależności ciśnienie-przepływ w naczyniach płucnych przy niezależnej kontroli szybkości przepływu w tętnicy płucnej, kształtu fali przepływu, ciśnienia w drogach oddechowych oraz ciśnienia w lewym przedsionku. Opór naczyniowy płuc oblicza się na podstawie wielopunktowych, stałych krzywych ciśnienie-przepływ; impedancję naczyniową płuc oblicza się z pulsacyjnych krzywych ciśnienie-przepływ uzyskanych w zakresie różnych częstotliwości. Jak obecnie uznaje się w praktyce klinicznej, impedancja jest lepszą miarą obciążenia następczego prawej komory niż opór, ponieważ uwzględnia ona wpływ podatności naczyniowej, która nie jest pomijalna, szczególnie w krążeniu płucnym. Trzy istotne wskaźniki impedancji – impedancja przy zerowej częstotliwości Z0, impedancja charakterystyczna ZC oraz wskaźnik odbicia fali RW – dostarczają odpowiednio informacji o dostępnym dla przepływu przekroju poprzecznym tętnic dystalnych, sztywności tętnic proksymalnych oraz niedopasowaniu impedancji w górę i w dół biegu naczynia. Wszystkie wyniki uzyskane w izolowanych, wentylowanych i perfundowanych płucach są niezależne od napięcia układu nerwowego współczulnego, stanu objętościowego oraz efektów znieczulenia. Wykorzystaliśmy tę technikę do ilościowego określenia wpływu zatorów płucnych i przewlekłej hipoksji na opór i impedancję, a także do różnicowania miejsc działania (tj. proksymalnych vs dystalnych) czynników naczynioruchowych i procesów chorobowych przy użyciu zależności ZC od ciśnienia. Co więcej, zastosowanie tych technik w płucach genetycznie zmodyfikowanych szczepów myszy pozwala określić wpływ defektów na poziomie molekularnym na strukturę i funkcję naczyń płucnych.

Poniższy protokół opisuje proces izolacji, wentylacji i instrumentacji płuc myszy w celu pomiaru stacjonarnych lub pulsacyjnych zależności między ciśnieniem a przepływem w naczyniach płucnych, aby określić wpływ przepływu krwi, przepływu powietrza, zmian w drogach oddechowych i zmian naczyniowych na obciążenie następcze prawej komory.

Charakterystyka izolowanego, wentylowanego i opomiarowanego płuca mysiego poddanego perfuzji przepływem pulsacyjnym

Izolowany, wentylowany i opomiarowany preparat płuca myszy pozwala na pomiar stałych i pulsacyjnych zależności między ciśnieniem a przepływem w naczyniach płucnych...

Celem badania jest analiza zależności między pulsacyjnym przepływem a ciśnieniem w płucach. Niniejszy protokół wyjaśnia sposób izolacji, wentylacji i perfuzji płuc myszy. W celu umożliwienia wentylacji przeprowadzane jest chirurgiczne odsłonięcie tchawicy.Następnie izoluje się serce i płuca, aby umożliwić kaniulację tętnicy płucnej i lewego przedsionka. Następnie przeprowadzana jest perfuzja układu płucnego. Eksperymenty wykonuje się poprzez zmianę przepływu w tętnicy płucnej, jego amplitudy, kształtu fali lub częstotliwości.Otrzymane przebiegi fal ciśnienia w tętnicy płucnej i lewym przedsionku są rejestrowane i obrazują pulsacyjne zależności między ciśnieniem a przepływem w płucach. Główną zaletą tej techniki w porównaniu z istniejącymi metodami, takimi jak preparaty in vivo, jest to, że pulsacyjne zależności między ciśnieniem a przepływem można uzyskać bez wpływu zmian stanu objętościowego, napięcia współczulnego układu nerwowego, aktywności oraz efektów znieczulenia.Ponadto większość izolowanych preparatów płuc mierzy jedynie stacjonarne zależności między ciśnieniem a przepływem, podczas gdy nasza technika pozwala na wyznaczenie pulsacyjnych zależności ciśnienia i przepływu. Metoda ta może pomóc w odpowiedzi na kluczowe pytania z zakresu fizjologii płuc, takie jak: w jaki sposób choroby naczyniowe płuc wpływają na pulsacyjną hemodynamikę płucną lub jak zwiększona sztywność tętnicy płucnej wpływa na obciążenie następcze prawej komory? Wizualna prezentacja tej metody jest kluczowa, ponieważ odsłonięcie serca i płuc oraz zabezpieczenie kaniuli w tętnicy płucnej są trudne do opanowania.Nadmierne ciśnienie generowane przez aparaturę może spowodować obrzęk płuc, a nieprawidłowe umieszczenie kaniuli może doprowadzić do przebicia tętnicy płucnej. Przed rozpoczęciem eksperymentu konieczne jest przygotowanie systemu IL one, służącego do wentylacji i perfuzji izolowanego płuca. Przewody należy podłączyć do przetworników ciśnienia.Przy użyciu pojedynczej pompy i przepływomierza całkowicie przepłucz system wodą destylowaną podgrzaną do 37 °C i usuń wszelkie pęcherzyki powietrza z drenów. Następnie nasyć dreny pompy Endur tech 1% PBS. Teraz wyzeruj urządzenie.Zmierz ciśnienie dla każdego przetwornika P 75, najpierw zamykając jego zawór prowadzący do układu IL one, a następnie otwierając zawór prowadzący do atmosfery. Następnie użyj wzmacniacza plug SIS, aby automatycznie wyzerować ciśnienie. Przed przygotowaniem zwierzęcia nawilż zestaw IO one, namaczając ceramiczny element porowaty w wodzie destylowanej. Po znieczuleniu myszy ustabilizuj ją do operacji, przypinając przednie łapy do korkowej tablicy.Następnie spryskaj klatkę piersiową 95% alkoholami. Użyj pęsety prostej, aby chwycić skórę w okolicy szyi i wykonaj otwór o szerokości jednego centymetra za pomocą nożyczek prostych. Po odsłonięciu wnętrza szyi wytnij białą tkankę gruczołową w mięśniach powierzchownych, poszukując przełyku i tchawicy.Wyizolować przełyk i tchawicę z otaczających je tkanek po obu stronach oraz od strony grzbietowej i zawiązać luźny szew wokół tchawicy. Aby przeprowadzić kaniulację tchawicy, ostrożnie wyciąć niewielkie nacięcie w kształcie litery V w jednej z jej ścian za pomocą małych nożyczek. Następnie przenieść mysz do systemu IL one, używając pęsety tępiej.Chwyć kaniulę tchawiczą i wprowadź ją do tchawicy. Zabezpiecz kaniulę szwem. Rozpocznij wentylację najpierw powietrzem atmosferycznym, spryskaj klatkę piersiową alkoholem, a następnie usuń skórę za pomocą pęsety prostej i nożyczek prostych.Nacinamy skórę w górę wzdłuż mostka. Unosimy skórę po obu stronach i nacinamy ją wzdłuż linii dolnych żeber. Następnie chwytamy pęsetą wyrostek xifoideus i za pomocą nożyczek z tępym czubkiem wycinamy otwór w przeponie w miejscu, w którym styka się ona z dolną częścią mostka.Chwyć przeponę i odetnij ją od żeber. Używając nożyczek z tępymi końcami, ponownie uchwyć wyrostek mieczowaty i ostrożnie przetnij mostek przez żebra, nie uszkadzając płuc, serca ani naczyń krwionośnych. Aby odsłonić serce, chwyć lewe żebra i odetnij ich końce.Teraz powoli wstrzyknij do prawej komory 0.1 milliliters heparyny. Po zastrzyku odetnij pozostałe żebra. Używając grzbietowej lub zaokrąglonej końcówki pęsety, delikatnie odsuwaj płuca od żebra podczas ich wycinania pod mikroskopem. Usuń tkankę gruczołową znajdującą się w tłuszczu na powierzchni serca.Używając pęsety, odsunąć tkanki i je przyciąć. Przy pomocy nożyczek sprężynowych nałożyć szew wokół aorty i tętnicy płucnej, delikatnie podważając serce tępą pęsetą. Opór powinien być niewielki.Teraz zawiąż luźny szew za pomocą podwójnego splotu. Następnie odetnij dolną część brzucha. Używając nożyczek kątowych, przetnij żebra i kręgosłup.Spowoduje to znaczny krwotok. Należy użyć patyczka higienicznego, aby zahamować krwawienie. Po zatrzymaniu przepływu krwi, należy przepłukać system IL czterema mililitrami RPMI za pomocą strzykawki wypełnionej 10 mililitrami RPMI.Warto upewnić się, że w przewodzie nie ma pęcherzyków powietrza. Teraz należy przeprowadzić kaniulację prawej komory, wycinając niewielką szczelinę w pobliżu wierzchołka i wprowadzając kaniulę. Należy skierować ją w dół do prawej komory, aby dotrzeć do tętnicy płucnej. Końcówka sondy powinna być widoczna przez niemal przezroczystą ścianę tętnicy płucnej.Następnie zaciśnij szew wokół kaniuli, aorty i tętnicy płucnej, aby przeprowadzić kaniulację lewej komory. Wytnij nacięcie w wierzchołku i wprowadź kaniulę, kierując ją w górę w stronę lewego przedsionka. Może być konieczny lekki nacisk, aby zlokalizować zastawkę, ale po jej znalezieniu kaniula prześlizgnie się przez nią i zostanie zabezpieczona bez konieczności stosowania szwu.Ręcznie podawaj medium RPMI z strzykawki 10 ml z prędkością 0,3 ml na minutę, aż pojawi się przepływ w przewodzie odpływowym. Jeśli w przewodzie odpływowym nie ma przepływu, skoryguj położenie kaniuli lewej komory. Jeśli jednak w płucach nie ma przepływu, przerwij eksperyment, ponieważ prawdopodobnie występuje nieszczelność tętnicy płucnej.Po pełnym zakanulowaniu serca, podłącz strzykawkę o pojemności 60 ml do systemu IL 1. Używając pompy do stałego przepływu, wprowadź RPMI Perfuse 8 z prędkością 1 ml na minutę. Podczas wstępnej perfuzji sprawdź, czy nie występują wycieki.Stopniowo perfunduj płuca przez kolejne dwie minuty, podczas których płuca zmienią kolor na biały. W przypadku badań przepływu pulsacyjnego najpierw ustaw przemieszczenie tłoka pojedynczej pompy na pożądanych poziomach.Następnie ustaw stałą szybkość przepływu. Teraz otwórz zawór do pompy osli i rozpocznij rejestrację danych bezpośrednio przed uruchomieniem profilu przepływu osli. Po zakończeniu otwórz plik wyjściowy danych i wykreśl przepływ eksperymentalny na podstawie przepływów eksperymentalnych z próby wstępnej.Dostosuj skok tłoka pompy oscylacyjnej przy każdej częstotliwości tak, aby wartość Q max była zgodna z założeniami. Utrzymuj wentylację przy stałym ciśnieniu. Podczas gromadzenia danych dla prób przepływu stacjonarnego zamknij zawór prowadzący do pompy solitarnej i ustaw prędkość przepływu stacjonarnego na pożądanym poziomie. Rozpocznij rejestrację danych i wykonaj kolejne kroki protokołu przepływu stacjonarnego.Zbieraj dane przez co najmniej 10 s dla każdego przepływu pomiędzy próbami. Przywróć przepływ do wartości 0,5 ml/min. Należy upewnić się, że podczas zbierania danych wentylacja odbywa się pod stałym ciśnieniem.Jeśli wymagane są próby z zerowym ciśnieniem w lewym przedsionku, należy usunąć dren odpływowy podczas ich przeprowadzania. Należy uważnie monitorować, czy pożywka RPMI nie przedostaje się do drenu dróg oddechowych. Nie wolno dopuścić do dostania się RPMI do przetworników ciśnienia w drogach oddechowych, ponieważ uległyby one uszkodzeniu.Poniżej przedstawiono wyniki perfuzji o stałym przepływie z przepływem Q w górnym rzędzie oraz wynikającymi z niego ciśnieniami w tętnicy płucnej i lewym przedsionku w drugim rzędzie w różnych warunkach. W dwóch pierwszych panelach ciśnienie w lewym przedsionku wzrastało i spadało wraz z Q, ponieważ zastosowano dren odpływowy; pierwszy panel przedstawia ciśnienie powietrza w końcowej fazie wdechu, a drugi ciśnienie powietrza w końcowej fazie wydechu. Następnie usunięto dren, tak aby ciśnienie w lewym przedsionku było stałe i niezależne od Q. Potem ręcznie dostosowano wysokość drenu odpływowego w taki sposób, aby ciśnienie w lewym przedsionku było wyższe.Niezależnie od Q, na pierwszym panelu przedstawiono ciśnienie powietrza na końcu wdechu (ciśnienie inspiracyjne), a na drugim ciśnienie powietrza na końcu wydechu (ciśnienie ekspiracyjne). Wynikowe, ustalone zależności między ciśnieniem a przepływem w tętnicy płucnej dla każdego przypadku można uzyskać, wykreślając ciśnienie w funkcji przepływu.Poniżej przedstawiono wyniki perfuzji z przepływem pulsującym, gdzie w górnym panelu ukazano przepływ Q oraz wynikające z niego ciśnienia w tętnicy płucnej, lewym przedsionku i w powietrzu. W dolnym panelu zaprezentowano zależności między pulsującym ciśnieniem płucnym a przepływem, na podstawie których można obliczyć impedancję naczyniową płuc, odzwierciedlającą całkowite obciążenie następcze prawej komory.Po opanowaniu tej techniki procedura ta zajmuje od 20 do 30 minut. Podczas jej wykonywania ważne jest, aby nie spieszyć się i zachować spokój, co zapewni stabilność dłoni. Gdy płuca zostaną odpowiednio ukrwione, najtrudniejszy etap jest już za nami.Po zastosowaniu tej procedury można przeprowadzić inne techniki, takie jak histologia lub analizy biochemiczne tkanki płucnej, aby odpowiedzieć na dodatkowe pytania, na przykład dotyczące tego, jakie mechanizmy molekularne odpowiadają za obserwowane zmiany w relacjach między pulsacyjnym przepływem a ciśnieniem w płucach. Technika ta otwiera drogę badaczom z dziedziny fizjologii płuc do zgłębiania roli konkretnych genów i białek w rozwoju i progresji chorób naczyniowych płuc z wykorzystaniem genetycznie zmodyfikowanych myszy.

characterization-isolated-ventilated-instrumented-mouse-lung-perfused

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Charakterystyka izolowanych, wentylowanych i instrumentowanych płuc myszy perfundowanych skocznym przepływem

Ten film pokazuje technikę ex vivo izolowanej perfuzji płuc. Jest to narzędzie do badań płuc, które pomoże w badaniach nad różnymi mechanizmami fizjologicznymi i patologicznymi związanymi z procedurami przeszczepiania płuc.

Perfuzja płuc ex vivo: technika badań płuc na modelu królika

Niedotlenienie naczyń płucnych (HPV) jest ważnym zjawiskiem fizjologicznym, dzięki któremu przy niedotlenieniu pęcherzyków płucnych perfuzja płuc jest dopasowana do wentylacji. Głównym segmentem naczyniowym przyczyniającym się do HPV jest tętnica wewnątrzgroniasta. W tym miejscu opisujemy nasz protokół analizy HPV mysich naczyń płucnych o średnicach 20-100 μm.

Analiza wideomorfometryczna niedotlenionego zwężenia naczyń płucnych tętnic wewnątrzpłucnych przy użyciu mysich precyzyjnie wyciętych plastrów płuc

Izolowany preparat płucny z perfuzją krwi umożliwia wizualizację sieci mikronaczyń na powierzchni płuc. W tym miejscu opisujemy podejście do ilościowego określania przepuszczalności pojedynczych mikronaczyń w izolowanych płucach za pomocą obrazowania fluorescencyjnego w czasie rzeczywistym.

Kwantyfikacja przepuszczalności pojedynczych mikronaczyń w izolowanym preparacie płuc szczura z perfuzją krwi

Perfuzja płuc Ex-Vivo (EVLP) umożliwiła przeszczep płuc u ludzi dzięki umożliwieniu oceny narządów i rozszerzeniu puli dawców. W tym miejscu opisujemy rozwój programu EVLP dla szczurów i udoskonalenia, które pozwalają na stworzenie powtarzalnego modelu do przyszłej rozbudowy.

Metoda izolowanej perfuzji płuc ex vivo w modelu szczurzym: wnioski wyciągnięte z opracowania programu EVLP dla szczurów

Celem tej metody jest przedstawienie prostej i efektywnej metody perfuzji, napełniania i utrwalania płuc myszy w celu zbadania patologii guza płuc i oceny przerzutów do płuc.

Perfuzja i inflacja płuca myszy w celu histologii guza

Preparat z izolowanych płuc królika jest złotym standardem w badaniach płuc. Niniejsza publikacja ma na celu opisanie techniki opracowanej do badania fizjologicznych i patologicznych mechanizmów związanych z reaktywnością dróg oddechowych, zachowaniem płuc oraz badaniami przedklinicznymi w zakresie transplantacji płuc i obrzęku płuc.

Izolowany system perfuzji płuc w modelu królika

Ten artykuł opisuje model wentylacji podciśnieniowej ex situ u świń, w tym zaopatrzenie, mocowanie i zarządzanie na platformie stworzonej na zamówienie. Nacisk kładziony jest na techniki anestezjologiczne i chirurgiczne, a także rozwiązywanie problemów.

Normothermiczna wentylacja podciśnieniowa ex situ Perfuzja płuc: ocena czynności płuc i metabolizmu

Płuca ex vivo są przydatne do różnych eksperymentów do zbierania danych fizjologicznych, jednocześnie wykluczając zmienne zakłócające eksperymentów in vivo. Konfiguracje komercyjne są często drogie i mają ograniczone rodzaje danych, które mogą gromadzić. Opisujemy metodę budowania w pełni modułowej konfiguracji, którą można dostosować do różnych projektów badań.

Opracowanie i wdrożenie szczurzego modelu perfuzji płuc ex vivo

Dla mysich wątrob stworzono normotermiczny system perfuzji wątroby ex vivo (NEVLP). System ten wymaga doświadczenia w mikrochirurgii, ale pozwala na uzyskanie powtarzalnych wyników perfuzji. Możliwość wykorzystania wątroby myszy ułatwia badanie szlaków molekularnych w celu identyfikacji nowych dodatków perfuzatu i umożliwia przeprowadzanie eksperymentów skoncentrowanych na naprawie narządów.

Normothermiczna perfuzja płuc ex vivo w wątrobie u myszy

Tutaj opisujemy niezbędne kroki do ustanowienia modelu EVLP u szczurów oraz pokazujemy profil zapalny związany z przekroczonymi płucami. Celem jest propagowanie wiedzy i doświadczeń na temat modelu EVLP szczurów, umożliwiając integralne zrozumienie biologicznych odpowiedzi związanych z tą rewolucyjną techniką.

Ustanowienie modelu szczura perfuzyjnego płuc ex vivo dla wglądów translacyjnych w transplantację płuc

Celem jest opracowanie nowego modelu perfuzji płuc ex vivo (EVLP) u szczurów, który może utrzymać stałą czynność płuc przez 4 godziny przez cały czas trwania EVLP i dostarczyć branży specyfiki implementacji, która zapewni solidną metodę stosowania EVLP na modelach gryzoni.

Opracowanie nowatorskiego systemu perfuzji płuc ex vivo dla płuc szczurów po śmierci krążeniowej

Poznaj izolację, wentylację i perfuzję płuc myszy w celu badania pulsacyjnych zależności ciśnienie-przepływ w naczyniach płucnych. Ta metoda pozwala mierzyć obciążenie prawej komory serca.

Charakterystyka izolowanego, wentylowanego i opomiarowanego płuca mysiego poddanego perfuzji przepływem pulsacyjnym

Przeglądaj więcej filmów