Name: Elektrolityczny model żyły głównej dolnej (EIM) zakrzepicy żylnej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-07-12T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 3 s
Description: Poznaj elektrolityczny model zakrzepicy żylnej u myszy do badania tworzenia się zakrzepów w żyle głównej dolnej. Ta metoda pozwala analizować wpływ przepływu krwi i czynników genetycznych na rozwój zakrzepicy.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Wspierane przez NIH 1P01HL089407-01A1 (Lawrence, PI), Animal Core A, NIH 1 K01 HL080962-01A2 (Myers, PI).

1. Procedury znieczulania myszy
<ol>
 <li>Zwierzęta zostają wyjęte z klatki i umieszczone w komorze indukcyjnej do znieczulenia przedoperacyjnego w celu indukcji gazowej przy użyciu 2% izofluranu i 100% tlenu przy przepływie 0,5 litra na minutę (kontrolowanym przez parownik).</li>
 <li>Myszy zostają uspokojone w komorze indukcyjnej, po czym są z niej wyjmowane, a brzuchna strona brzucha zostaje ogolona strzygarką elektryczną; w przypadku zastosowania depilatora zwierzęta pozostają w komorze (1 min).</li>
 <li>Podczas gdy zwierzęta nadal znajdują się pod wpływem sedacji, zostają zważone, a ich oczy zostają nasmarowane sterylną maścią oftalmiczną; następnie zostają umieszczone w pozycji grzbietowej na urządzeniu grzewczym z obiegiem ciepłej wody w znieczuleniu ogólnym z maską nosową z użyciem izofluranu i tlenu. W tym momencie przepływ tlenu zostaje zmniejszony do 0,2 litra na minutę.</li>
 <li>Brzuch zostaje spryskany roztworem chlorheksydyny (diacetat chlorheksydyny wykazuje szybkie działanie bakteriobójcze i trwałe) i przetarty sterylną gazą trzykrotnie lub do momentu oczyszczenia pola operacyjnego.</li>
</ol>
2. Procedury mikrochirurgiczne i rekonwalescencyjne u myszy
<ol>
 <li>Wykonuje się nacięcie w linii środkowej brzucha (2 cm) nożyczkami irydologicznymi przez skórę i ścianę brzuszną, odsłaniając jamę brzuszną. Nasączoną sterylną solą fizjologiczną gazę 2x2 stosuje się do odsunięcia jelit na lewą stronę zwierzęcia. Stosuje się stabilizator dla myszy, umożliwiający wizualizację żyły głównej dolnej (IVC).</li>
 <li>W tym momencie stężenie izofluranu zostaje zmniejszone do poziomu podtrzymującego 2%, a przepływ tlenu pozostaje na poziomie 0,2 litrów na minutę przez resztę procedury chirurgicznej.</li>
 <li>Rozwarstwianie tępe ułatwia zastosowanie sterylnego aplikatora w formie patyczka oraz bardzo delikatnych półzakrzywionych pęset tkankowych irydologicznych. Należy zachować szczególną ostrożność podczas manipulacji tkankami myszy, ponieważ są one niezwykle delikatne.</li>
 <li>Wszystkie odgałęzienia IVC, od żył nerkowych do bifurkacji biodrowej, zostają podwiązane nieaktywnymi szwami z prolenu 7-0. Gałęzie tylne pozostają drożne.</li>
 <li>W modelu elektrolitycznym IVC (EIM) igłę ze stali nierdzewnej 25G, przytwierdzoną do miedzianego drutu powlekanego srebrem (KY-30-1-GRN, Electrospec, Dover, NJ), wprowadza się do odsłoniętego odcinka końcowego IVC (Rysunek 1) i ustawia przy ścianie przedniej (anoda).</li>
 <li>Kolejny drut implantuje się podskórnie, domykając obwód (katoda).</li>
 <li>Przez 15 minut przykładano prąd o natężeniu 250 μAmps, używając stymulatora fal prostokątnych Grass S48 oraz jednostki prądu stałego (Grass Technologies, An Astro-Med, Inc.,West Warwick, RI). Prąd stały prowadzi do powstania toksycznych produktów elektrolizy, które niszczą powierzchnię śródbłonka IVC, sprzyjając środowisku trombogenicznemu i późniejszemu tworzeniu się zakrzepu.</li>
 <li>Po 15 minutach igłę się usuwa, a w miejscu wkłucia delikatnie przytrzymuje się patyczek bawełniany, aby zapobiec krwawieniu.</li>
 <li>W zwierzętach grupy kontrolnej (sham) igłę wprowadza się do IVC, a następnie usuwa, bez przykładania prądu.</li>
 <li>Miejsce laparotomii zamyka się dwuwarstwowo. W naszym laboratorium do zamknięcia ściany brzusznej stosujemy syntetyczny szew Vicryl 5-0 w szwie ciągłym. Do zamknięcia skóry używa się kleju tkankowego. Brak jest zewnętrznych szwów wymagających usunięcia.</li>
 <li>Myszy są następnie wybudzane w indywidualnych klatkach pod ścisłą obserwacją pooperacyjną (od 45 minut do 2 godzin) pod lampą grzewczą (minimalna odległość 24 cale od klatki), a następnie powracają do swoich pierwotnych jednostek mieszkalnych. Można stosować leki przeciwbólowe i przeciwzapalne, o ile nie zakłócają one celu badania. Wymagane jest naukowe uzasadnienie zaniechania podawania leków przeciwbólowych oraz zgoda weterynaryjna i komisji ICUCA. W naszym laboratorium stwierdzono, że Buprenorfina w dawce 0,05-0,1 mg/kg s.c. jest doskonałym środkiem przeciwbólowym przed- i pooperacyjnym dla myszy. Dodatkowo w miejscu nacięcia można podać Lidokainę w dawce 4mg/kg (0,4 ml/kg roztworu 1%), gdy systemowe środki przeciwbólowe mogłyby zaburzyć wyniki eksperymentalne.</li>
 <li>Zazwyczaj nie obserwujemy pooperacyjnych skutków niepożądanych wynikających z zakrzepicy żył głębokich (DVT). Jednakże pooperacyjne powikłania mogą obejmować nagłą śmierć anestezjologiczną, utratę krwi podczas operacji oraz częściczny niedowład w wyniku urazu nerwów. Zwierzętom o spowolnionym powrocie do zdrowia można podawać żel Nutria Gel lub umieścić wilgotną karmę na dnie klatki, aby ułatwić rekonwalescencję. Zwierzęta z ciężkimi powikłaniami pooperacyjnymi powinny zostać humanitarnie uśpione.</li>
<li>W wyznaczonym punkcie czasowym przeprowadza się humanitarną eutanazję zgodnie z zaleceniami zawartymi w wytycznych American Veterinary Medical Association Guidelines on Euthanasia dla gryzoni.</li>
</ol>
3. Reprezentatywne wyniki
EIM to model, w którym tworzy się zakrzep w warunkach ciągłego przepływu krwi. Poniższe rysunki przedstawiają parametry badane w tym nowatorskim modelu.
 <img src="/files/ftp_upload/2737/2737fig1.jpg" alt="Schemat procedury endowaskularnej przedstawiający żyłę główną dolną, aortę oraz wprowadzenie drutu w celu uzyskania dostępu naczyniowego." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 1"> 
 Rycina 1 określa obszar anatomiczny, w który wprowadzana jest igła ze stali nierdzewnej 25G, przymocowana do miedzianego drutu powlekanego srebrem (KY-30-1-GRN, Electrospec, Dover, NJ). Należy zauważyć, że w pobliżu znajduje się węzeł chłonny, który służy jako punkt orientacyjny do zlokalizowania ogonowej części żyły głównej dolnej.
 <img src="/files/ftp_upload/2737/2737fig2.jpg" alt="Porównanie masy zakrzepu, EIM, wykres słupkowy, PAI-1, WT, ^CT, analiza statystyczna, wartości p." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 2"> 
 Rycina 2: Masa zakrzepu 2 dni po EIM u różnych szczepów. Zgodnie z oczekiwaniami, masa zakrzepu była mniejsza u myszy PAI-1 KO i większa u myszy Delta CT o zwiększonej krzepliwości (^CT).
 <img src="/files/ftp_upload/2737/2737fig3.jpg" alt="Wykres słupkowy poziomów rozpuszczalnej P-selektyny dwa dni po wysiłku fizycznym z porównaniem grup eksperymentalnych." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 3"> 
 Rysunek 3: Poziom rozpuszczalnej P-selektyny, markera zakrzepicy żył głębokich, zmierzono u różnych szczepów. Najniższe poziomy odnotowano u myszy PAI-1 KO, natomiast najwyższe u myszy delta CT z nadkrzepliwością.
 <img src="/files/ftp_upload/2737/2737fig4.jpg" alt="Wykres korelacji przedstawiający P-selektynę w stosunku do masy skrzepu; analiza danych dotyczących poziomów białek po EIM." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 4"> 
 Rycina 4 W różnych szczepach stwierdzono korelację między masą skrzepu a rozpuszczalną P-selektyną. Warto zauważyć, że w grupie, w której powstały skrzepy o najmniejszej wielkości, poziom wykrytej rozpuszczalnej P-selektyny był najniższy (myszy PAI-1 KO). W grupie, w której powstały skrzepy o największej wielkości, poziom wykrytej rozpuszczalnej P-selektyny był najwyższy (hiperkrzepliwe delta CT).
 <img src="/files/ftp_upload/2737/2737fig5.jpg" alt="Obrazowanie ultradźwiękowe, kierunek przepływu żylnego, wykrywanie zakrzepicy, analiza medyczna." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 5"> 
 Rycina 5: W celu wykazania obecności przepływu krwi u myszy poddanych EIM wykonano badanie ultradźwiękowe. Rycina 5 przedstawia badanie ultradźwiękowe wykonane u myszy 2 dni po EIM. Następnie pobrano preparat. Należy zauważyć, że kształt zakrzepu sugeruje jego powstanie w obecności przepływu

<ol><li>Diaz, J. A., Hawley, A. E., Alvarado, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thrombogenesis+with+continuous+blood+flow+in+the+inferior+vena+cava.+A+novel+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Thromb+Haemost%22%5BJournal%5D)">Thrombogenesis with continuous blood flow in the inferior vena cava. A novel mouse model.</a> Thromb Haemost. 104, 366-375 (2010).</li>
<li>Eitzman, D. T., Westrick, R. J., Nabel, E. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plasminogen+activator+inhibitor-1+and+vitronectin+promote+vascular+thrombosis+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">Plasminogen activator inhibitor-1 and vitronectin promote vascular thrombosis in mice.</a> Blood. 95, 577-580 (2000).</li>
<li>Myers, D., Farris, D., Hawley, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selectins+influence+thrombosis+in+a+mouse+model+of+experimental+deep+venous+thrombosis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Selectins influence thrombosis in a mouse model of experimental deep venous thrombosis.</a> J Surg Res. 108, 212-221 (2002).</li>
<li>Myers, D. D., Hawley, A. E., Farris, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((P-selectin+and+leukocyte+microparticles+are+associated+with+venous+thrombogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vasc+Surg%22%5BJournal%5D)">P-selectin and leukocyte microparticles are associated with venous thrombogenesis.</a> J Vasc Surg. 38, 1075-1089 (2003).</li>
<li>Pierangeli, S. S., Barker, J. H., Stikovac, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+human+IgG+antiphospholipid+antibodies+on+an+in+vivo+thrombosis+model+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Thromb+Haemost%22%5BJournal%5D)">Effect of human IgG antiphospholipid antibodies on an in vivo thrombosis model in mice.</a> Thromb Haemost. 71, 670-674 (1994).</li>
<li>Pierangeli, S. S., Liu, X. W., Barker, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+thrombosis+in+a+mouse+model+by+IgG%2C+IgM+and+IgA+immunoglobulins+from+patients+with+the+antiphospholipid+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22Thromb+Haemost%22%5BJournal%5D)">Induction of thrombosis in a mouse model by IgG, IgM and IgA immunoglobulins from patients with the antiphospholipid syndrome.</a> Thromb Haemost. 74, 1361-1367 (1995).</li>
</ol>

Nie zadeklarowano konfliktów interesów.

Mysz jest doskonałym narzędziem badawczym do eksperymentów in vivo. W związku z tym konieczne jest opracowywanie modeli mysich, które ściśle naśladują choroby lub stany patologiczne. Do badania zakrzepicy żył głębokich (DVT) wykorzystywano kilka modeli mysich, w tym: fotochemiczny (2), zastoinowy (3-4) oraz model urazu mechanicznego (5-6). Żaden z tych modeli nie wykorzystuje jednak wewnętrznego bodźca śródbłonkowego do generowania zakrzepu przy zachowaniu ciągłego przepływu krwi. Model EIM, wykorzystujący bodziec elektrolityczny w obrębie żyły głównej dolnej (IVC), promuje trombogenezę żylną poprzez aktywację śródbłonka w obecności przepływu krwi (1). Jest on technicznie prosty, łatwo powtarzalny i charakteryzuje się wysokim wskaźnikiem przeżywalności (99%). Pomimo zastosowania prądu elektrycznego do wywołania elektrolizy, nie dochodzi do generowania ciepła (1). Model EIM ściśle symuluje kliniczną zakrzepicę żył głębokich i tym samym stanowi cenny instrument do badania wewnętrznych mechanizmów powstawania i rozpuszczania zakrzepów. Model EIM jest również użyteczny w opracowywaniu nowych podejść terapeutycznych w leczeniu chorób zakrzepowych.

<table><tbody><tr><td>DMEM</td><td>Invitrogen</td><td>ABCD1234</td><td></td></tr></tbody></table>

elektrolityczny model żyły głównej dolnej (eim) zakrzepicy żylnej

Electrolytic Inferior Vena Cava Model (EIM) of Venous Thrombosis

Modele zwierzęce odgrywają kluczową rolę w badaniach nad zakrzepicą żył głębokich (DVT), umożliwiając badanie tworzenia się i rozpuszczania zakrzepów oraz testowanie potencjalnych związków terapeutycznych (1). Obecnie opracowywane są nowe związki, które mogłyby zostać wykorzystane w leczeniu i zapobieganiu DVT. Problematyczne okazało się dostarczanie potencjalnych terapeutycznych związków antagonistycznych do zajętej zakrzepem żyły. W kontekście zastosowań terapeutycznych opracowano niedawno model wykorzystujący częściową stazę, który w sposób powtarzalny generuje zakrzepy w obrębie głównej żyły. Elektrolityczny model żyły głównej dolnej (EIM) to mysi model DVT, który umożliwia formowanie się zakrzepów przy zachowaniu ciągłego przepływu krwi. Model ten pozwala na dynamiczny kontakt środków terapeutycznych z zakrzepem i jest bardziej czuły niż inne modele DVT (1). Ponadto model ten ściśle symuluje kliniczne sytuacje powstawania zakrzepów i jest idealny do badania aktywacji komórek śródbłonka żylnego, migracji leukocytów, trombogenezy żylnej oraz do testowania zastosowań terapeutycznych (1). Model EIM jest prosty technicznie, łatwo reprodukowalny, tworzy zakrzepy o powtarzalnych rozmiarach i pozwala na pobranie dużej próbki (np. zakrzepu i ściany żyły), co jest niezbędne do celów analitycznych.

Elektrolityczna indukcja aktywacji śródbłonka wewnętrznej powierzchni żyły głównej dolnej prowadzi do powstania zakrzepu typu żylnego w wyniku aktywacji śródbłonka oraz częściowej stagnacji krwi, które są dwoma komponentami triady Virchowa.

Elektrolityczny model żyły głównej dolnej (EIM) zakrzepicy żylnej

Modele zwierzęce odgrywają kluczową rolę w badaniach nad zakrzepicą głębokich żył (DVT), umożliwiając badanie powstawania i rozpuszczania zakrzepów oraz testowanie potencjalnych...

Ogólnym celem tej procedury jest wywołanie zakrzepicy żylnej u myszy z wykorzystaniem elektrolitycznego modelu dolnej żyły głównej (IVC). Osiąga się to poprzez uprzednie otwarcie jamy brzusznej w celu odsłonicia dolnej żyły głównej (IVC). Następnie przeprowadza się podwiązanie odgałęzień IVC.Następnie wprowadza się anodę i katodę, a następnie przykłada się impuls elektryczny w celu wywołania zakrzepu. Na koniec zwierzę zostaje zszyte i pozostawione do rekonwalescencji. W rezultacie można uzyskać wyniki wykazujące powstanie zakrzepu żylnego w dolnej części żyły głównej (IVC) myszy w obecności przepływu krwi oraz korelację między poziomami pektyny a wielkością zakrzepu w różnych szczepach myszy.Dr Lucchesi opublikował koncepcję tej techniki w 1980 roku i z sukcesem zastosował ją w układzie tętniczym. Po dołączeniu do laboratorium na Uniwersytecie Michigan otrzymałem zadanie zmodyfikowania tej oryginalnej techniki w celu zastosowania jej w układzie żylnym. W trakcie tego procesu, biorąc pod uwagę kierunek przepływu, uznałem, że igłę należy wprowadzić blisko ujścia IVC.Aby wywołać zakrzepicę głęboką żył u myszy, należy rozpocząć od zanieczulenia zwierzęcia w przedoperacyjnej komorze indukcyjnej przy użyciu 5% isofluranu i 100% tlenu z przepływem 0,5 litra na minutę. Po uspokojeniu myszy należy wyjąć ją z komory indukcyjnej i ogolić brzuch od strony brzusznej za pomocą strzyżarki elektrycznej. Następnie należy zważyć mysz.Następnie zastosuj maść oftalmiczną i umieść zwierzę na grzbiecie na podgrzewaczu z cyrkulacją ciepłej wody w znieczuleniu ogólnym izofluranem i 100% tlenem. Aby zdezynfekować obszar nacięcia, spryskaj brzuch roztworem chlorheksydyny i przetrzyj sterylną gazą. Powtórz tę czynność trzykrotnie lub do momentu oczyszczenia pola operacyjnego.Aby rozpocząć zabieg chirurgiczny, za pomocą nożyczek irydowych wykonaj dwucentymetrowe nacięcie w linii środkowej brzucha przez skórę i ścianę brzuszną, odsłaniając jamę brzuszną. Używając nasączonego sterylną solą fizjologiczną kawałka gazy o wymiarach dwóch na dwie cale, odsuń jelita na lewą stronę zwierzęcia. Następnie zamocuj stabilizator myszy, aby odsłonić żyłę główną dolną (IVC).Od tego momentu należy stosować poziom podtrzymujący składający się z 2% isofluranu i 0,2 litra na minutę tlenu. Używając sterylnego tamponu aplikacyjnego oraz wyjątkowo delikatnych, półzakrzywionych pęsetek irydowych do tkanek, należy przeprowadzić tępe rozdzielenie powięzi po obu stronach żyły głównej dolnej (IVC), aby uzyskać pełny dostęp do IVC i jej odgałęzień. Należy zauważyć, że w pobliżu znajduje się węzeł chłonny, który może posłużyć jako punkt orientacyjny do znalezienia IVC w celu jej podwiązania przy użyciu nieabsorbowalnych szwów z prolenu o rozmiarze 7-0.Przewiąż wszystkie odgałęzienia boczne IVC od żył nerkowych do rozwidlenia tętnic biodrowych. Pozostaw odnogi tylne otwarte. Następnie wprowadź igłę ze stali nierdzewnej o rozmiarze 25 G, przymocowaną do miedzianego drutu powlekanego srebrem, do odsłoniętej IVC i ustaw ją przy ścianie przedniej.To jest anoda. Następnie należy podskórnie wprowadzić drugą igłę z przewodem, aby domknąć obwód. To jest katoda.Używając stymulatora prostokątnych impulsów Grass S 48 oraz jednostki prądu stałego, należy przyłożyć prąd o natężeniu 250 microamps przez 15 minut. Spowoduje to erozję powierzchni śródbłonka IVC i utworzenie zakrzepu kontrolnego. Zwierzęta. Wprowadź igłę do IVC na 15 minut bez przyłożenia prądu; podczas procedury zazwyczaj obserwuje się minimalne zmiany, takie jak niewielkie czarne punkty w pobliżu igły, co potwierdza powodzenie zabiegu.Po 15 minutach wyjmij igłę, przesuwając ją w kierunku grzbietowym i pozwalając krwi ponownie wypełnić światło IVC wokół igły, używając do tego patyczka bawełnianego powyżej miejsca wprowadzenia igły. Podczas wyciągania igły uciskaj żyłę. Delikatnie przykładaj patyczek bawełniany do miejsca wkłucia, aż do ustania krwawienia.Aby zamknąć miejsce laparotomii, należy użyć syntetycznej nici Vicryl 5-0, stosując szew ciągły do zamknięcia ściany brzusznej. Następnie należy zastosować klej tkankowy do zamknięcia skóry. Pozostaw myszy do rekonwalescencji w oddzielnych klatkach pod lampą grzewczą i ściśle je monitoruj przed powrotem do ich pierwotnych jednostek mieszkalnych.EIM to model, w którym dochodzi do powstania zakrzepu w warunkach ciągłego przepływu krwi. Na poniższych rysunkach przedstawiono parametry zbadane w tym nowym modelu. Masa zakrzepu, będąca miarą jego wielkości, jest zaprezentowana dla szczepów myszy dwa dni po EIM, zgodnie z oczekiwaniami.Masa zakrzepu była niższa u myszy z knockoutem PA I one, u których stwierdzono zwiększoną fibrynolizę i w konsekwencji powstanie małego zakrzepu, a wyższa u hiperkoagulabilnych myszy delta CT przy zastosowaniu rozpuszczalnej pektyny ELA. Zmierzono marker zakrzepicy żył głębokich u różnych szczepów. Najniższe poziomy odnotowano u myszy z knockoutem PI one, natomiast najwyższe u hiperkoagulabilnych myszy delta CT.Wykres ten przedstawia korelację między masą zakrzepu a zawartością rozpuszczalnej pektyny u różnych szczepów myszy, w tym u myszy z nokautem PI one, które wytworzyły zakrzepy o mniejszym rozmiarze. Stwierdzono najniższy poziom rozpuszczalnej pektyny w tej grupie, podczas gdy myszy delta CT wytworzyły największe zakrzepy, a wykryte u nich poziomy rozpuszczalnej pektyny były najwyższe. W celu wykazania obecności przepływu krwi u myszy poddawanych EIM przeprowadzono badanie ultrasonograficzne.Rysunek ten przedstawia wyniki badania ultrasonograficznego myszy dwa dni po EIM. Należy zauważyć, że kształt zakrzepu sugeruje, iż powstał on w obecności przepływu podczas tej procedury. Ważne jest, aby stale monitorować pacjenta.Hipotermia jest najważniejszym czynnikiem, który może poważnie wpłynąć na stan zwierzęcia w okresie pooperacyjnym, zagrażając jego życiu oraz wynikom przeprowadzonych badań.

electrolytic-inferior-vena-cava-model-eim-of-venous-thrombosis

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Model elektrolitowej dolnej żyły głównej (EIM) zakrzepicy żył

Myszie kompletne model stazy w zakrzepicy żyły głównej dolnej pozwala na uzyskanie mierzalnych ilości tkanki ściany żyły oraz zakrzepu. Model ten okazał się użyteczny w ocenie oddziaływań między ścianą żyły a zakrzepem zamykającym światło naczynia oraz w analizie przejścia od stanu ostrego do chronicznego stanu zapalnego.

Myszy w całkowitym modelu zastoju zakrzepicy żyły głównej dolnej

Opisujemy tutaj zwężenie w żyle głównej dolnej jako mysi model zakrzepicy żył głębokich. Model ten podsumowuje ograniczenie przepływu krwi, jeden z głównych czynników wywołujących zakrzepicę żylną u ludzi.

Zwężenie żyły głównej dolnej: mysi model zakrzepicy żył głębokich

Obecny protokół opisuje kroki do uzyskania zakrzepicy żylnej za pomocą modelu zastoju. Ponadto stosujemy nieinwazyjną metodę pomiaru powstawania skrzepliny i ustępowania w czasie.

Zakrzepica żył głębokich wywołana zastojem u myszy monitorowanych za pomocą ultrasonografii wysokiej częstotliwości

Dokładna echokardiografia wewnątrzsercowa (ICE) wykazuje znaczną dokładność w szacowaniu struktury lewego przedsionka, co jest perspektywiczną i obiecującą metodą szacowania struktury serca. W tym miejscu proponujemy protokół trójwymiarowego modelowania lewego przedsionka i żył płucnych z ICE i szybką przebudową cewnika do mapowania anatomicznego (FAM).

Trójwymiarowe modelowanie lewego przedsionka i żył płucnych z precyzyjnym podejściem do echokardiografii wewnątrzsercowej

Ten artykuł ma na celu przedstawienie zoptymalizowanej metody oceny zakrzepicy żylnej w modelu raka myszy, przy użyciu klipsów naczyniowych do uzyskania podwiązania żylnego. Optymalizacja minimalizuje zmienność pomiarów związanych z zakrzepicą i zwiększa znaczenie dla zakrzepicy żylnej związanej z rakiem u ludzi.

Test zakrzepicy żylnej w mysim modelu raka

Protokół przedstawia model gryzonia przeżywającego do testowania interwencji balonem venoplasty (VB) w żyłach głębokich niezakrzepowych, zakrzepowych i pozakrzepowych.

Model balonu do Vena Cava Vena Cava Gryzonia

Niniejsze badanie przedstawia protokół umożliwiający ustanowienie powtarzalnego, minimalnie inwazyjnego modelu zakrzepicy zatoki strzałkowej górnej u szczura wywołanego chlorkiem żelaza, wykorzystując metodę szu jedwabnego w połączeniu z laserowym obrazowaniem z rozróżnieniem oraz ultrasonografią wysokiej rozdzielczości do oceny.

Ustanowienie zmodyfikowanej zakrzepicy zatoki strzałkowej wywołanej chlorkiem żelaza

Opisano zoptymalizowaną technikę mikrosurgicalnego tworzenia tętniaków rozwidleń tętniczych, naśladujących ludzkie tętniaki rozwidleń naczyń mózgowych. Torebka żylna zostaje wszyta w sztucznie stworzone prawdziwe rozwidlenie obu tętnic szyjnych wspólnych. Zastosowanie ułatwionych technik mikrosurgicalnych oraz agresywnego przeciwkrzeplenia i analgezji pooperacyjnej prowadzi do zminimalizowania wskaźników zachorowalności oraz wysokiego stopnia drożności tętniaków.

Mikrochirurgiczne tętniaki rozwidleń tętniczych z wykorzystaniem zastawki żylnej w modelu królika: aspekty techniczne

Aby poszerzyć naszą wiedzę na temat komórkowego i molekularnego tworzenia się nowotworów, niedawno opracowano mysi model TEVG. Przeszczepy wszczepiono jako przeszczepy z interpozycją żyły głównej podnerkowej u myszy C57BL/6. Model ten osiąga wyniki podobne do tych osiągniętych w naszym badaniu klinicznym, ale w znacznie krótszym czasie.

Implantacja przeszczepu interpozycji żyły głównej dolnej w modelu mysim

Rak jest złożoną chorobą, na którą wpływ ma tkanka otaczająca guz, a także lokalne mediatory pro- i przeciwzapalne. Dlatego ortotropowe modele iniekcyjne, a nie modele podskórne, mogą być przydatne do badania progresji raka w sposób, który lepiej naśladuje ludzką patologię.

Ortotopowe wstrzyknięcie komórek raka piersi do poduszeczki tłuszczowej sutka myszy w celu zbadania wzrostu guza.

Poznaj elektrolityczny model zakrzepicy żylnej u myszy do badania tworzenia się zakrzepów w żyle głównej dolnej. Ta metoda pozwala analizować wpływ przepływu krwi i czynników genetycznych na rozwój zakrzepicy.

Elektrolityczny model żyły głównej dolnej (EIM) zakrzepicy żylnej

Przeglądaj więcej filmów