Name: Mysi model niedrożności tętnicy środkowej mózgu (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-02-13T17:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 43 s
Description: Poznaj model niedrożności tętnicy środkowej mózgu u myszy przy użyciu wewnątrznaczyniowej techniki monofilamentowej. Metoda umożliwia badanie udaru niedokrwiennego i ocenę uszkodzeń mózgu barwieniem TTC.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Niniejsza praca była finansowana z grantu NIH nr NS057195, nagrody UCSF REAC oraz funduszy startowych Kent State University przyznanych W.H. Chou.

1. Metoda MCAO
Protokół ten został zatwierdzony przez Instytucjonalne Komisje ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt (Institutional Animal Care and Use Committees) na UCSF oraz Kent State University i jest zgodny z wytycznymi National Institutes of Health dotyczącymi wykorzystania zwierząt doświadczalnych.
<ol>
	<li>Potnij jednowłóknistą nić chirurgiczną 5-0 (Harvard Apparatus, Holliston, MA) na odcinki o długości 20 mm. Zaokrąglij końcówkę każdego odcinka, podgrzewając ją w pobliżu kauteryzatora (Braintree Scientific, Inc., Braintree, MA). Zmierz średnicę końcówki za pomocą mikrometru (Applied Image Inc., Rochester, NY). Dla myszy o masie ciała 25-30 g stosujemy nić o końcowej średnicy końcówki 0,21-0,22 mm.</li>
	<li>Sterylizuj wszystkie narzędzia chirurgiczne w autoklawie (minimum 121 °C, 15 PSI przez 15 min). Zdezynfekuj stół operacyjny i powiązany sprzęt za pomocą 70% etanolu.</li>
	<li>Zanurz mysz w wieku 8-12 tygodni (25-30 g) w narkozie przy użyciu 5% izofluranu (Aerrane, Baxter, Deerfield, IL) w mieszance 30% O2 / 70% N2O z wykorzystaniem systemu anestezjologicznego V-10 (VetEquip, Inc., Pleasanton, CA). Po indukcji znieczulenia zmniejsz stężenie izofluranu i utrzymuj je na poziomie 1,5%.</li>
	<li>Umieść mysz w pozycji grzbietnej na macie grzewczej. Wprowadź sondę rektalną oraz monitoruj i utrzymuj temperaturę ciała w zakresie 36,5-37,5 °C za pomocą homeotermicznego systemu regulacji temperatury TR-200 (Fine Science Tools Inc., Foster City, CA).</li>
	<li>Wygol sierść w brzusznej części szyi za pomocą strzyżarki elektrycznej (Braintree Scientific), aby odsłonić skórę. Zdezynfekuj miejsce operacyjne, aplikując trzykrotnie 70% etanol.</li>
	<li>Pod stereo-mikroskopem sekcyjnym (Nikon, Japonia) wykonaj 1 cm nacięcie wzdłuż linii środkowej szyi. Użyj rozwieraczy (Braintree Scientific), aby odsłonić pole operacyjne i zidentyfikować prawą wspólną tętnicę szyjną (CCA), tętnicę szyjną zewnętrzną (ECA) oraz tętnicę szyjną wewnętrzną (ICA). Ostrożnie odseparuj tętnice od otaczających je nerwów i powięzi.</li>
	<li>Przeprowadź dalszą sekcję ECA w kierunku dystalnym i koaguluj ECA oraz jej odgałęzienie – tętnicę tarczową górną (STA) – za pomocą koagulatora bipolarnego (Howard Instrument Inc., Tuscaloosa, AL). Przetnij ECA i STA w miejscu koagulacji.</li>
	<li>Luźno zawiąż dwie jedwabne nici 8-0 wokół kikutu ECA. Nałóż zacisk naczyniowy (Fine Science Tools) w miejscu rozwidlenia CCA na ECA i ICA.</li>
	<li>Wykonaj małe nacięcie na końcu kikutu ECA za pomocą sprężynowych nożyczek typu Vannas (Fine Science Tools). Zmierz i zanotuj długość jednowłóknistej nici 5-0 z zaokrągloną końcówką. Wprowadź nić do nacięcia i przesuń ją w stronę zacisku. Zaciśnij dwie jedwabne nici wokół światła naczynia na tyle, aby unieruchomić, lecz zachować mobilność wprowadzonej nici jednowłóknistej.</li>
	<li>Zdejmij zacisk z rozwidlenia. Ostrożnie przesuń nić jednowłóknistą ze światła ECA do ICA na odległość 9-10 mm poza rozwidlenie CCA, aby zamknąć ujście tętnicy środkowej mózgu (MCA). Czas trwania operacji wynosi około 30-45 min.</li>
	<li>Zszyj nacięcie na szyi i umieść mysz w inkubatorze w temperaturze 35 °C w celu wybudzenia z narkozy, a następnie przenieś ją do klatki. Wybudzenie myszy z narkozy trwa zazwyczaj 5-10 min. Aby przeprowadzić przejściowe MCAO, badacz może ponownie znieczulić mysz i wycofać nić z powrotem do kikutu ECA po określonym czasie, zazwyczaj między 0,5 a 2 h.</li>
	<li>Dwadzieścia cztery godziny po indukcji MCAO znieczul mysz 5% izofluranem i uśmierć ją poprzez zwichnięcie stawów obręczy szyjnej. Wykonaj gilotynowanie myszy i pobierz mózg. Przetnij mózg w przekrojach koronacyjnych na cztery plastry o grubości 2 mm za pomocą matrycy do mózgu (Braintree Scientific) na lodzie. Inkubuj plastry mózgu w 2% chlorku 2,3,5-trifenylotetrazolium (TTC) (Sigma-Aldrich) w 1X PBS przez 20 min w temperaturze pokojowej, aby określić wielkość i zakres zawału. Utrwal plastry mózgu w 10% neutralnym roztworze formaliny buforowanej (Sigma-Aldrich) w temperaturze 4 °C do momentu obrazowania. Zakres zawału można określić ilościowo zgodnie z opisem w protokole JoVE 955 (<a href="https://www.jove.com/index/Details.stp?ID=955">https://www.jove.com/index/Details.stp?ID=955</a>) 9.</li>
</ol>
2. Reprezentatywne wyniki
Zawały wywołane przez MCAO są widoczne w prążkowiu oraz w grzbietowo-bocznej korze. Prążkowie jest bardziej wrażliwe na niedokrwienie niż kora mózgowa. Trzydziestominutowy MCAO spowoduje zawał wyłącznie w prążkowiu, natomiast MCAO trwający ponad godzinę uszkodzi zarówno prążkowie, jak i korę. Po 24 h trwałego MCAO całkowity procent zawału wynosi ~40±5% półkuli, a śmiertelność po operacji to ~10%. Myszy są wykluczane z dalszych badań w przypadku wystąpienia nadmiernego krwawienia podczas operacji, gdy czas operacji przekroczy 90 min, gdy myszy nie wybudzą się z narkozy w ciągu 15 min lub gdy podczas badania pośmiertnego stwierdzono krwotok w skrawkach mózgu lub u podstawy kręgu Willisa.
<img src="/files/ftp_upload/2761/2761fig1.jpg" alt="Schemat progresji niedokrwienia mózgu na czterech poziomach, ilustrujący gradienty uszkodzeń tkanki." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 1"> Rysunek 1. Reprezentatywne obrazy przekrojów mózgu barwionych TTC (poziomy koronalne 1-4) po 24 h permanentnego MCAO. W żywej tkance TTC jest enzymatycznie redukowane przez dehydrogenazy do 1,3,5-trifenyloformazanu (TPF), który ma czerwony kolor, natomiast w obszarach nekrotycznych pozostaje biały z powodu braku takiej aktywności enzymatycznej. Zatem obszar zawału można zidentyfikować po białym kolorze wynikającym z braku konwersji TTC do TPF. Uwaga: TTC jest w pewnym stopniu niestabilne pod wpływem ciepła i światła, dlatego należy w miarę możliwości chronić zabarwione preparaty przed ciepłem i światłem.

<ol><li>Howard, G., Howard, V. J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHoward%2C+G+%22Distribution+of+stroke%3A+hetrogeneity+of+stroke+by+age%2C+and+sex%22">Distribution of stroke: hetrogeneity of stroke by age, and sex</a>. , Elsevier Inc. New York. 3-12 (2004).</li>
<li>Thom, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+disease+and+stroke+statistics--2006+update%3A+a+report+from+the+American+Heart+Association+Statistics+Committee+and+Stroke+Statistics+Subcommittee%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Heart disease and stroke statistics--2006 update: a report from the American Heart Association Statistics Committee and Stroke Statistics Subcommittee.</a> Circulation. 113, e85-e151 (2006).</li>
<li>Mohr, J. P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMohr%2C+JP+%22Middle+cerebral+artery+disease%22">Middle cerebral artery disease</a>. , Elsevier Inc. New York. 123-166 (2004).</li>
<li>Longa, E. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reversible+middle+cerebral+artery+occlusion+without+craniectomy+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats.</a> Stroke. 20, 84-91 (1989).</li>
<li>Chou, W. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neutrophil+protein+kinase+Cdelta+as+a+mediator+of+stroke-reperfusion+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">Neutrophil protein kinase Cdelta as a mediator of stroke-reperfusion injury.</a> J. Clin. Invest. 114, 49-56 (2004).</li>
<li>Hudgins, W. R., Garcia, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+electrocautery%2C+atmospheric+exposure%2C+and+surgical+retraction+on+the+permeability+of+the+blood-brain-barrier%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">The effect of electrocautery, atmospheric exposure, and surgical retraction on the permeability of the blood-brain-barrier.</a> Stroke. 1, 375-380 (1970).</li>
<li>Carmichael, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rodent+models+of+focal+stroke%3A+size%2C+mechanism%2C+and+purpose%5BTitle%5D)+AND+%22NeuroRx%22%5BJournal%5D)">Rodent models of focal stroke: size, mechanism, and purpose.</a> NeuroRx. 2, 396-409 (2005).</li>
<li>Durukan, A., Tatlisumak, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+ischemic+stroke%3A+overview+of+major+experimental+rodent+models%2C+pathophysiology%2C+and+therapy+of+focal+cerebral+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacol.+Biochem.+Behav%22%5BJournal%5D)">Acute ischemic stroke: overview of major experimental rodent models, pathophysiology, and therapy of focal cerebral ischemia.</a> Pharmacol. Biochem. Behav. 87, 179-197 (2007).</li>
<li>Taniguchi, H., Andreasson, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+hypoxic-ischemic+encephalopathy+model+of+perinatal+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">The hypoxic-ischemic encephalopathy model of perinatal ischemia.</a> J Vis Exp. , (2008).</li>
</ol>

Nie mamy żadnych potencjalnych konfliktów interesów do ujawnienia.

Model MCAO u myszy jest powszechnie stosowany do modelowania ogniskowego niedokrwienia mózgu u ludzi. Wykorzystanie myszy w badaniach nad udarem stało się częstsze ze względu na dostępność szczepów transgenicznych i knockout. W protokole należy zwrócić uwagę na kilka kluczowych szczegółów:
<ol>
	<li>Niezbędne jest utrzymanie temperatury ciała myszy podczas operacji oraz do momentu pełnego wybudzenia z anestezji. Temperatura ciała wpływa na zakres zawału; hipotermia zmniejsza, a hipertermia zwiększa wielkość obszaru zawału.</li>
	<li>Podczas odsłaniania i izolowania tętnicy szyjnej wspólnej (CCA) oraz tętnicy szyjnej zewnętrznej (ECA) należy unikać uszkodzenia pobliskiego nerwu błędnego i tchawicy, co mogłoby zwiększyć wielkość zawału i zmniejszyć przeżywalność.</li>
	<li>Nigdy nie należy wprowadzać nici monofilamentowej więcej niż 10 mm poza miejsce rozwidlenia. Nić wprowadzona zbyt głęboko może perforować przednią tętnicę mózgową i doprowadzić do krwotoku do mózgu. Opór jest wyczuwalny, gdy nić zostanie przesunięta o około 9-10 mm poza punkt rozwidlenia. W takim przypadku badacz powinien zaprzestać wprowadzania nici i potwierdzić odległość.</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>Izofluran</td><td>Odczynnik chemiczny</td><td>Baxter Internationl Inc.</td><td>95045-588</td><td></td></tr><tr><td>System anestezjologiczny V-10</td><td>Sprzęt</td><td>VetEquip</td><td>901807</td><td></td></tr><tr><td>Kontroler temperatury TR-200</td><td>Sprzęt</td><td>Fine Science Tools</td><td>21060</td><td></td></tr><tr><td>Trymer elektryczny</td><td>Sprzęt</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>CLP-9931</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskopysekcyjny</td><td>Sprzęt</td><td>Nikon Instruments</td><td>SMZ745T</td><td></td></tr><tr><td>System retraktorów</td><td>Sprzęt</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>ACD-014</td><td></td></tr><tr><td>Koagulator bipolarny</td><td>Sprzęt</td><td>Howard Instrument</td><td>64000</td><td></td></tr><tr><td>Nici jedwabne</td><td>Materiał</td><td>Harvard Apparatus</td><td>510479</td><td></td></tr><tr><td>Nici monofilamentowe</td><td>Materiał</td><td>Harvard Apparatus</td><td>723351</td><td></td></tr><tr><td>Zacisk naczyniowy</td><td>Sprzęt</td><td>Fine Science Tools</td><td>00396-01</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki Vannasa</td><td>Sprzęt</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-08</td><td></td></tr><tr><td>Podkładka pod mózg</td><td>Sprzęt</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>BS-2000C</td><td></td></tr><tr><td>Chlorek 2,3,5-trifenylo-tetrazoliu</td><td>Odczynnik chemiczny</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T8877</td><td></td></tr><tr><td>10% neutralny bufor formaliny</td><td>Odczynnik chemiczny</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>HT5011</td><td></td></tr></tbody></table>

myszy model udaru niedokrwiennego wywołanego zamknięciem tętnicy środkowej mózgu

Mouse Model of Middle Cerebral Artery Occlusion

Udar mózgu jest najczęstszą śmiertelną chorobą neurologiczną w Stanach Zjednoczonych 1. Większość udarów (88%) wynika z zablokowania naczyń krwionośnych w mózgu (udar niedokrwienny) 2. Ponieważ większość udarów niedokrwiennych (~80%) występuje w obszarze tętnicy środkowej mózgu (MCA) 3, wiele opracowanych zwierzęcych modeli udaru koncentrowało się na tej tętnicy. Wewnątrznaczyniowy model okluzji tętnicy środkowej mózgu (MCAO) z użyciem monofilamentu polega na wprowadzeniu chirurgicznego filamentu do tętnicy szyjnej zewnętrznej i przesunięciu go do tętnicy szyjnej wewnętrznej (ICA), aż jego końcówka zablokuje ujście MCA, co prowadzi do zatrzymania przepływu krwi i następczego zawału mózgu w obszarze MCA 4. Technikę tę można stosować do modelowania okluzji trwałej lub przejściowej 5. Jeśli szew zostanie usunięty po określonym czasie (30 min, 1 h lub 2 h), następuje reperfuzja (przejściowy MCAO); jeśli filament pozostanie na miejscu (24 h), procedura ta służy jako model trwałego MCAO. Technika ta nie wymaga kraniektomii, czyli neurochirurgicznego zabiegu usunięcia części czaszki, co mogłoby wpłynąć na ciśnienie wewnątrzczaszkowe i temperaturę 6. Stała się ona najczęściej stosowaną metodą naśladownia trwałego i przejściowego ogniskowego niedokrwienia mózgu u szczurów i myszy 7,8. Aby ocenić zakres zawału mózgu, barwimy skrawki mózgu chlorkiem 2,3,5-trifenylotetrazolium (TTC) w celu zidentyfikowania niedokrwionej tkanki mózgowej 9. W tym filmie prezentujemy metodę MCAO oraz określanie wielkości zawału za pomocą barwienia TTC.

W materiale wideo demonstrujemy metodę wywołania zatoru w środkowej tętnicy mózgowej u dorosłych myszy z wykorzystaniem wewnątrzluminalnego monofilamentu. Pokazujemy również, jak oceniać zakres zawału mózgu za pomocą barwienia chlorkiem 2,3,5-trifenylotetrazolu (TTC).

Myszy model udaru niedokrwiennego wywołanego zamknięciem tętnicy środkowej mózgu

Udar mózgu jest najczęstszą śmiertelną chorobą neurologiczną w Stanach Zjednoczonych 1. Większość udarów (88%) jest wynikiem zablokowania naczyń krwionośnych w ...

Cześć, nazywam się Terrence Jam. Nazywam się Hai Joe. Dzisiaj pokażemy wam, jak przeprowadzić model zatorowości tętnicy środkowej mózgu u myszy.Zacznijmy zatem. Ten eksperyment rozpoczyna się od przygotowania nici chirurgicznej. Należy zacząć od pocięcia nici na odcinki o długości 20 milimetrów.Następnie owiń końcówkę, przesuwając szew w stronę kauteryzatora. Po tym kroku zmierz końcówkę szwu. Teraz jesteśmy gotowi do rozpoczęcia operacji z maską umieszczoną na plecach.Wykonaj nacięcie wzdłuż linii środkowej. Użyj pęsety, aby odsłonić ECA. Tętnica szyjna zewnętrzna wzdłuż ECA posiada wiele odgałęzień.Jedną z tych gałęzi jest STA, górna tętnica tarczycy. Tętnicę STA należy koagulować za pomocą kleszczy bipolarnych. Następnie należy przeciąć STA, aby umożliwić lepszą izolację ECA.Następnie tętnicę szyjną zewnętrzną (ECA) koaguluje się w miejscu oddalonym od tętnicy szyjnej wspólnej (CCA) tak bardzo, jak to możliwe. Na tym etapie można wyizolować ECA, aby uzyskać lepszy dostęp. Następnie wokół ECA luźno zawiązuje się dwie szwy w odległości kilku milimetrów od siebie.Nałóż zacisk w miejscu rozgałęzienia tętnicy szyjnej wspólnej (CCA) na tętnicę szyjną zewnętrzną (ECA) i wewnętrzną (ICA). Następnie przystąp do podwiązania końca kikuta ECA. W kolejnym kroku przemieść ECA tak, aby była w jednej linii z ICA.Pozwala to na ciągłe prowadzenie nici chirurgicznej od ECA do ICA. Przed wprowadzeniem należy zmierzyć całkowitą długość nici. Wprowadź nić chirurgiczną do otworu powstałego po podwiązaniu kikut ECA.Gdy szew przejdzie przez węzeł dystalny, zabezpiecz węzeł, zaciągając go. Następnie zdejmij zacisk i wprowadź szew głębiej do ECA. Gdy szew przejdzie przez węzeł proksymalny, zabezpiecz węzeł, zaciągając go.Po zabezpieczeniu obu węzłów ostrożnie wprowadź szew wzdłuż tętnicy, aż zostanie przeprowadzonych od 9 do 10 mm szwu. Punkt rozwidlenia można wyznaczyć, odejmując długość szwu do punktu rozwidlenia od całkowitej długości szwu, gdy szew dotrze do początku MCA.Tętnica środkowa mózgu (MCA) zostaje zamknięta. Po 24 godzinach zwierzęta są uśpiewane, a mózgi izolowane. W celu przeprowadzenia barwienia TTC izolowany mózg umieszcza się w formie i przecina żyletką.Następnie mózg umieszcza się w 2% TTC na 20 minut w temperaturze pokojowej. Na koniec mózg utrwala się przez noc w neutralnym buforze formalinowym.Przygotowanie szwu to delikatny proces. Oto kilka pomocnych wskazówek. Ustaw szew i kauteryzator w następujący sposób.Następnie, utrzymując kauteryzator w bezruchu, powoli przysuń szew. Następnie zmierz szew, aby upewnić się, że ma odpowiedni rozmiar. Rozmiar szwu wykorzystywanego w tym eksperymencie wynosi około 0.21 do 0.22 Millimeters.Aby rozpocząć zabieg, należy położyć maskę na grzbiecie i wprowadzić w stan anestezji za pomocą 30% oxygen i 70% nitrogen. Należy wykonać nacięcie wzdłuż linii środkowej, a następnie zastosować rozieracze, aby uzyskać dostęp do obszaru operacyjnego. Powinno to wyglądać w następujący sposób.Ostrożnie rozdziel tkankę za pomocą pęsety. Następnie odsłoń i wyizoluj tętnicę szyjną zewnętrzną (ECA) za pomocą pęsety; w procesie izolacji ECA należy koagulować i przeciąć tętnicę ponadczasową powierzchowną (STA). Pozwala to na wyizolowanie dłuższego odcinka ECA.Następnie należy poddać ECA koagulacji za pomocą pęsety bipolarnej. Po koagulacji ECA należy przeciąć. Następnie izolujemy ECA i luźno zawiązujemy dwa szwy wokół ECAA w odstępach kilku milimetrów. Wynik powinien wyglądać w ten sposób.Następnie załóż zacisk na rozwidlenie CCA na ICA i ECA. Upewnij się, że zacisk całkowicie blokuje przepływ krwi do ECA. Następnie zabezpiecz klipsem koniec kikuta ECA.Zmierz szew przed wprowadzeniem go do otworu wykonanego w ECA. Wprowadź szew przez otwór, przesuwając go poza dystalny węzeł. Po przejściu szwu przez dystalny węzeł, zaciśnij węzeł.Następnie zdejmij zacisk. Po upewnieniu się, że węzeł dystalny jest bezpieczny, wprowadź szew dalej wzdłuż ECA, poza węzeł proksymalny. Następnie zaciśnij węzeł proksymalny.Teraz ostrożnie wprowadź szew wzdłuż ECA do ICA. Kontynuuj wprowadzanie szwu wzdłuż ICA, aż zostanie on przesunięty o 9–10 mm poza punkt rozwidlenia. Można to zrobić, odejmując długość szwu do punktu rozwidlenia od całkowitej długości szwu.Następnie przytnij szew tak, aby nie uszkodził on otaczającej tkanki. Po tym zaszyj nacięcie i pozwól Myszy na rekonwalescencję. Przygotuj się do barwienia TTC 24 godziny po zabiegu.Zacznij od uśmiercenia myszy poprzez zwichnięcie stawów szyjnych. Następnie wyizoluj mózg z czaszki i umieść go w formie. Po tym przetnij mózg żyletką, a następnie zabarw go w 2%TTC przez 20 minut w temperaturze pokojowej.Następnie utrwalaj przez noc w 10% neutralnym buforze do melin. To wszystko. Dziękujemy za oglądanie i powodzenia w eksperymentach.

mouse-model-of-middle-cerebral-artery-occlusion

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Model myszy zamknięcia środkowej tętnicy mózgowej

Włóknista okluzja tętnicy środkowej mózgu jest powszechnie stosowanym modelem badania udaru niedokrwiennego u myszy.

Modelowanie udaru u myszy – zator tętnicy środkowej mózgu z wykorzystaniem modelu filamentowego

Model intraluminalnego zamknięcia tętnicy środkowej mózgu (MCAO) jest najczęściej stosowanym modelem wśród eksperymentalnych modeli udaru niedokrwiennego. W niniejszym materiale szczegółowo zaprezentujemy cały model z wykorzystaniem laserowej flowmetrii dopplerowskiej oraz przedstawimy reprezentatywne wyniki.

Model wewnątrznaczyniowego zamknięcia tętnicy środkowej mózgu (MCAO) w udarze niedokrwiennym u myszy z prowadzeniem za pomocą laserowej dopplerometrii przepływu

W niniejszej pracy przedstawiono model intraluminalnego zamknięcia tętnicy środkowej mózgu u myszy. Zakres zawału mózgu oceniano za pomocą skali neurologicznej oraz barwienia fioletem krezylowym, który stanowi alternatywę dla barwienia TTC, oferując znaczącą zaletę w postaci możliwości równoległego badania wielu interesujących markerów.

Model mysi wewnątrzluminalnego MCAO: ocena zawału mózgu za pomocą barwienia fioletem krezylu

Różne mysie modele zamknięcia tętnicy środkowej mózgu (MCAO) są szeroko stosowane w eksperymentalnych badaniach mózgu. W tym miejscu demonstrujemy model przezczaszkowego stałego dystalnego MCAO, który powoduje konsekwentny zawał kory mózgowej o wielkości odpowiadającej uszkodzeniom spowodowanym przez większość udarów niedokrwiennych u ludzi.

Modelowanie udaru u myszy: trwała koagulacja dalszej tętnicy środkowej mózgu

Mysi model niedokrwienia i reperfuzji mózgu został stworzony w celu zbadania patofizjologii udaru. Podwiązujemy dystalnie prawą środkową tętnicę mózgową i prawą tętnicę szyjną wspólną i przywracamy przepływ krwi po 10 lub 40 minutach niedokrwienia.

Mysi model zamknięcia dwóch naczyń niedokrwienia mózgu-reperfuzji

Różne modele niedrożności tętnicy środkowej mózgu (MCAo) są używane w eksperymentalnych badaniach nad udarem. W tym miejscu opisano eksperymentalny model udaru przejściowego MCAo przez tętnicę szyjną zewnętrzną (ECA), który ma na celu naśladowanie udaru u człowieka, w którym skrzeplina naczyniowo-mózgowa jest usuwana w wyniku spontanicznej lizy skrzepu lub terapii.

Modelowanie udaru u myszy: przejściowe zamknięcie tętnicy środkowej mózgu przez tętnicę szyjną zewnętrzną

Ten protokół demonstruje unikalny model udaru myszy ze średniej wielkości zawałem i doskonałym wskaźnikiem przeżycia. Model ten pozwala przedklinicznym badaczom zajmującym się udarem mózgu wydłużyć czas trwania niedokrwienia, wykorzystać starzejące się myszy i ocenić długoterminowe wyniki funkcjonalne.

Zmodyfikowany przezczaszkowy model niedrożności tętnicy środkowej mózgu do badania wyników udaru u starszych myszy

Ten protokół opisuje model przejściowego ogniskowego niedokrwienia mózgu u myszy poprzez śródświetlne zamknięcie środkowej tętnicy mózgowej. Dodatkowo przedstawiono przykłady oceny wyników z wykorzystaniem rezonansu magnetycznego i testów behawioralnych.

Przejściowy model niedrożności tętnicy środkowej mózgu

Tutaj prezentujemy protokół do ustalenia modelu dystalnej niedrożności tętnicy środkowej mózgu (dMCAO) poprzez przezczaszkową elektrokoagulację u myszy C57BL/6J i oceny późniejszego zachowania neurologicznego i cech histopatologicznych.

Indukcja ostrego udaru niedokrwiennego u myszy przy użyciu techniki niedrożności dystalnej tętnicy środkowej

Obecny protokół opisuje szczurzy model okluzji/reperfuzji tętnicy środkowej mózgu, który zachowuje anatomiczną strukturę naczyń mózgowych bez powodowania uszkodzeń.

Szczurzy model niedrożności/reperfuzji tętnicy środkowej mózgu bez uszkadzania struktury anatomicznej naczyń mózgowych

Celem niniejszej pracy było ustalenie reprodukowalnej metody wykonywania kraniektomii z późniejszym trwałym, selektywnym zamknięciem tętnicy mózgowej środkowej u szczurów dla zastosowania w badaniach eksperymentalnych nad deficytami ruchowymi i przestrzenną pamięcią.

Selektywne i trwałe zatorowanie środkowej tętnicy mózgowej u szczurów: eksperymentalne podejście do badania niedoborów motorycznych i przestrzennej pamięci

Poznaj model niedrożności tętnicy środkowej mózgu u myszy przy użyciu wewnątrznaczyniowej techniki monofilamentowej. Metoda umożliwia badanie udaru niedokrwiennego i ocenę uszkodzeń mózgu barwieniem TTC.

Myszy model udaru niedokrwiennego wywołanego zamknięciem tętnicy środkowej mózgu

Przeglądaj więcej filmów