Name: Unieruchomienie ręczne i powszechne drogi podawania związków u myszy i szczurów (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-09-26T12:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 10 s
Description: Naucz się bezpiecznych technik unieruchamiania myszy i szczurów oraz metod podawania związków, w tym iniekcji dootrzewnowych, podskórnych i dożylnych. Te umiejętności są kluczowe dla humanitarnego prowadzenia badań in vivo.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Badania przedstawione w niniejszym opracowaniu były wspierane przez firmę Charles River.

<ol><li>Turner, P. V., Brabb, T., Pekow, C., Vasbinder, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Administration+of+substances+to+laboratory+animals%3A+routes+of+administration+and+factors+to+consider%5BTitle%5D)+AND+%22JAALAS%22%5BJournal%5D)">Administration of substances to laboratory animals: routes of administration and factors to consider.</a> JAALAS. 50, 600-613 (2011).</li>
<li>Diehl, K. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+good+practice+guide+to+the+administration+of+substances+and+removal+of+blood%2C+including+routes+and+volumes%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Toxicol%22%5BJournal%5D)">A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes.</a> J. Appl. Toxicol. 21, 15-23 (2001).</li>
<li>Hurst, J. L., West, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Taming+anxiety+in+laboratory+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Methods%22%5BJournal%5D)">Taming anxiety in laboratory mice.</a> Nat. Methods. 7, 825-826 (2010).</li>
<li>Maurer, B. M., Döring, D., Scheipl, F., Küchenhoff, H., Erhard, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+a+gentling+programme+on+the+behaviour+of+laboratory+rats+towards+humans%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Anim.+Behav.+Sci%22%5BJournal%5D)">Effects of a gentling programme on the behaviour of laboratory rats towards humans.</a> Appl. Anim. Behav. Sci. 111, 329-341 (2008).</li>
<li>Cloutier, S., Newberry, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+a+conditioning+technique+to+reduce+stress+associated+with+repeated+intra-peritoneal+injections+in+laboratory+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Anim.+Behav.+Sci%22%5BJournal%5D)">Use of a conditioning technique to reduce stress associated with repeated intra-peritoneal injections in laboratory rats.</a> Appl. Anim. Behav. Sci. 112, 158-173 (2008).</li>
<li>Romanovsky, A. A., Kulchitsky, V. A., Simons, C. T., Sugimoto, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methodology+of+fever+research%3A+why+are+polyphasic+fevers+often+thought+to+be+biphasic%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Methodology of fever research: why are polyphasic fevers often thought to be biphasic.</a> Am. J. Physiol. 275, 332-338 (1998).</li>
<li>Turner, P. V., Pekow, C., Vasbinder, M. A., Brabb, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Administration+of+substances+to+laboratory+animals%3A+equipment+considerations%2C+vehicle+selection%2C+and+solute+preparation%5BTitle%5D)+AND+%22JAALAS%22%5BJournal%5D)">Administration of substances to laboratory animals: equipment considerations, vehicle selection, and solute preparation.</a> JAALAS. 50, 614-627 (2011).</li>
<li>Lukas, G., Brindle, S. D., Greengard, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+route+of+absorption+of+intraperitoneally+administered+compounds%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharmacol.+Exp.+Ther%22%5BJournal%5D)">The route of absorption of intraperitoneally administered compounds.</a> J. Pharmacol. Exp. Ther. 178, 562-564 (1971).</li>
<li>AALAS. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Laboratory+Mouse+Handbook%22">Laboratory Mouse Handbook</a>. , AALAS. (2009).</li>
<li>AALAS. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22LAT+Training+Manual%22">LAT Training Manual</a>. , AALAS. (2009).</li>
<li>AALAS. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22LATg+Training+Manual%22">LATg Training Manual</a>. , AALAS. (2009).</li>
<li>Barnett, S. W. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBarnett%2C+SW+%22Manual+of+Animal+Technology%22">Manual of Animal Technology</a>. , Wiley-Blackwell. 440(2007).</li>
<li>Baumans, V., Pekow, C. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBaumans%2C+V+%22Handbook+of+Laboratory+Animal+Science%22">Handbook of Laboratory Animal Science</a>. Hau, J., Schapiro, S. J. 1, CRC Press. 401-446 (2010).</li>
<li>Bogdanske, J. J., Hubbard-Van Stelle, S., Riley, M. R., Schiffman, B. M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBogdanske%2C+JJ+%22Laboratory+Mouse+Procedural+Techniques%22">Laboratory Mouse Procedural Techniques</a>. , CRC Press. (2011).</li>
<li>Danneman, P., Suckow, M. A., Brayton, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aDanneman%2C+P+%22The+Laboratory+Mouse%22">The Laboratory Mouse</a>. , CRC Press. (2000).</li>
<li>Sharp, P. E., La Regina, M. C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSharp%2C+PE+%22The+Laboratory+Rat%22">The Laboratory Rat</a>. , CRC Press. (1998).</li>
</ol>

Autorzy są pracownikami firmy Charles River.

Niniejszy protokół należy traktować jako wprowadzenie do postępowania ze zwierzętami i podawania substancji, mające na celu uzupełnienie praktycznego szkolenia przeprowadzanego w placówce badawczej. Sposoby unieruchamiania oraz drogi podawania substancji powinny zostać uwzględnione w planie doświadczalnym oraz podczas sporządzania protokołu badawczego lub protokołu komisji etycznej.
Szkolenie w zakresie procedur związanych z wykorzystaniem zwierząt jest kluczowe dla sukcesu badań. Aby przeprowadzić większość eksperymentów, zwierzęta muszą być obsługiwane przez personel badawczy, a im lepsza jest technika obchodzenia się ze zwierzęciem, tym mniejszy jest jego stres 3. Przyzwyczajanie zwierząt do łagodnego kontaktu z człowiekiem może zredukować stres i sprawić, że zwierzęta staną się bardziej uległymi obiektami badawczymi 4,5. Wykazano, że stres związany z obsługą wpływa na niektóre rodzaje badań 6 i jest możliwe, że wpływa również na inne. Unieruchamianie gryzoni powinno być przeprowadzane przy ostrożnym, ale pewnym chwycie (niepewny chwyt może doprowadzić do obrażeń gryzonia oraz osoby obsługującej) i powinno trwać tak krótko, jak to praktycznie możliwe. Metody unieruchamiania są zazwyczaj dobierane w zależności od wielkości zwierzęcia lub pożądanego dostępu do jego ciała. Na przykład chwytanie dorosłych szczurów za kark, choć jest możliwe, często spotyka się z silnym oporem ze strony zwierzęcia, zwłaszcza jeśli osoba obsługująca jest niedoświadczona. Trzymanie myszy lub szczura w ręku może utrudnić dostęp do żył ogonowych, dlatego często wybiera się urządzenie do unieruchamiania, aby zwierzę pozostawało w możliwie największym bezruchu.
Podczas pracy z zwierzętami badacze często dążą do podania związku chemicznego lub preparatu biologicznego w celu przeprowadzenia dalszych badań. Droga podania substancji może wpływać na jej wchłanianie, biodostępność oraz przydatność dla konkretnego eksperymentu. Znajomość różnych dróg podania powinna umożliwić badaczom wybór najodpowiedniejszej metody aplikacji substancji dla celów ich badań. Na przykład drogi sprzyjające szybkiemu wchłanianiu substancji, takie jak dożylna lub dosytnawiczowa, nie powinny być stosowane, jeśli badacz chce podać substancję w sposób wolniej działający. Aktualne przeglądy niektórych z tych technik oraz kwestie dotyczące objętości, sprzętu i substancji rozpuszczonej można znaleźć w dwóch publikacjach autorstwa Turnera et al. 1,7
Przy każdym podawaniu substancji gryzoniom laboratoryjnym należy zwrócić uwagę na odpowiedni rozmiar sprzętu oraz objętość substancji (opisane w Table 1). Niewłaściwie dobrany sprzęt lub zbyt duże objętości mogą prowadzić do dyskomfortu, obrażeń lub śmierci zwierzęcia. Co do zasady, substancje podawane drogą parenterystyczną powinny być sterylne, chyba że cele badawcze uniemożliwiają zachowanie tej zasady (i.e. w badaniach bakteriologicznych). Związki chemiczne i substancje biologiczne powinny znajdować się w rozpuszczalniku lub nośniku, który wywrze najmniejszy wpływ na zwierzę. pH fizjologiczne (7.3 -7.4) jest zazwyczaj dobrze tolerowane, zwłaszcza w przypadku podawania podskórnego, domięśniowego i dosmaxWidthnienia. Nie fizjologiczne poziomy pH substancji podawanych tymi drogami mogą powodować ból, martwicę oraz uszkodzenia tkanek. Szersze zakresy pH są tolerowane przy podawaniu dożołądkowym i dożylnym 7. W przypadku małych gryzoni innym ważnym aspektem jest ryzyko wychłodzenia przy podawaniu dużych objętości płynów w temperaturze pokojowej. Jeśli płyny są podawane dożylnie lub dosmaxWidthnnie, zwłaszcza w celu wsparcia chorego zwierzęcia, powinny zostać ogrzane do temperatury ciała (37 °C).
Drogi podania omówione w niniejszym protokole są powszechnie stosowane w wielu programach badawczych, są łatwe do opanowania i zazwyczaj nie wymagają znieczulenia. Możliwe jest jednak niemal nieskończone zróżnicowanie dróg podania, w tym między innymi dojamczkowo, dokanałowo, znadtwardówkowo, dotchawiczo, doszpikowo oraz dostawowo. Szkolenia w zakresie tych specjalistycznych dróg podania należy odbyć u osób posiadających obszerne doświadczenie w ich stosowaniu oraz potwierdzoną skuteczność.
U gryzoni droga donosowa jest zazwyczaj wykorzystywana do badania substancji wprowadzanych do płuc w sposób bardziej „naturalny” niż w przypadku instylacji dotchawiczej. Myszy i szczury oddychają obligatoryjnie przez nos, dlatego skłonienie ich do wdychania bardzo małych ilości płynu nie jest trudne, nawet u zwierząt przytomnych. Ponieważ błona śluzowa nosa jest dobrze ukrwiona, donosowa administracja niektórych substancji może być zbliżona do podania dożylnego. Ta droga podania nie jest jednak zalecana u zwierząt z zapaleniem błony śluzowej nosa, ponieważ może to upośledzić wchłanianie. Próby podania dużych objętości drogą donosową mogą prowadzić do duszności lub utonięcia zwierzęcia.
Iniekcje domięśniowe zapewniają szybką absorpcję substancji. W przypadku szczurów i myszy iniekcje domięśniowe mogą być trudne ze względu na ich niewielki rozmiar i odpowiadająco małe mięśnie. Są one wykonywane w kończynach tylnych. Ze względu na ryzyko uszkodzenia nerwu kulszowego, preferowanym miejscem wstrzyknięcia jest mięsień czworogłowy uda.
Choć zarówno droga podskórna, jak i śródskórna obejmują skórę, istnieją różnice w biodostępności substancji podanych do skóry w porównaniu z tkanką podskórną. Podanie podskórne jest często uważane za drogę „depozytową”, charakteryzującą się wolniejszą wchłanialnością niż w przypadku innych dróg, takich jak dożylna czy dosytrojna. Podanie śródskórne stosuje się dla bardzo małych objętości substancji, zazwyczaj substancji immunostymulujących, takich jak mieszaniny adiuwant-antygen. W obu przypadkach podawane substancje powinny mieć pH fizjologiczne i nie powinny działać drażniąco. Iniekcji śródskórnych lub podskórnych nie należy wykonywać w obrębie karku, ponieważ jest to miejsce powszechnie wykorzystywane do unieruchamiania gryzoni.
Podawanie dożylne i dootrzewnowe są często uważane za równoważne u gryzoni. Drogi podania dożylnego zapewniają jednak szybsze wchłanianie związków, podczas gdy podawanie dootrzewnowe należy uznać za mniej więcej równoważne podaniu doustnemu 8. Należy zachować ostrożność przy związkach podawanych dootrzewnowo, ponieważ mogą one powodować ból, jeśli nie zostaną odpowiednio zbuforowane. Powszechną drogą podania dożylnego w formie bolusa u gryzoni są żyły ogonowe. Jeśli wymagane jest przewlekłe podawanie substancji dożylnie, należy rozważyć implantację kaniul żylnych lub tętniczych. Substancje podawane dożylnie powinny być wprowadzane aseptycznie i winny być sprawdzone pod kątem bezpieczeństwa podania dożylnego. Na przykład substancje, które mogą wywołać hemolizę, zakrzepicę lub zapalenie naczyń, nie nadają się do podawania dożylnego.
Droga podania wewnątrzżołądkowego lub przez zgłębnik (gavage) jest często stosowana w celu odwzorowania typowej drogi podawania leków u ludzi. Pozwala ona również na precyzyjne dawkowanie substancji w porównaniu z podawaniem doustnym poprzez pokarm lub wodę. Biodostępność związków podawanych za pomocą zgłębnika różni się w zależności od stanu sytości lub głodówki zwierzęcia, a także od rozpuszczalnika lub nośnika związku lub substancji biologicznej. Igły do podawania lub karmienia powinny mieć odpowiedni rozmiar dostosowany do gatunku i wielkości zwierzęcia oraz być czyszczone pomiędzy kolejnymi osobnikami, jeśli stosowanie jednorazowych igieł nie jest praktyczne. Urazy spowodowane podawaniem przez zgłębnik nie są rzadkie i obejmują m.in. przedostanie się substancji do płuc lub przerwanie ciągłości ściany żołądka lub przełyku. Szkolenie powinno odbywać się pod nadzorem doświadczonego specjalisty i być przeprowadzane najpierw na zwierzętach uśpionych (eutanazowanych), następnie na zwierzętach pod narkozą (które zostaną poddane eutanazji), zanim przystąpi się do prób u zwierząt budzących się. Pierwsze próby podawania przez zgłębnik u zwierząt budzących się powinny obejmować osobniki o średniej wielkości i niewielkie objętości substancji, np. soli fizjologicznej, która nie spowoduje obrażeń w przypadku niepowodzenia procedury. Po zabiegu zwierzęta należy uważnie oceniać pod kątem objawów stresu lub dyskomfortu, takich jak duszność, sinica, krwawienie lub nadmierne ślinienie, i w razie potrzeby poddać eutanazji. Jeśli konieczna jest eutanazja, należy przeprowadzić sekcję zwłok zwierzęcia, aby ustalić przyczynę niepowodzenia procedury podawania przez zgłębnik.

<table><tbody><tr><td>Igły</td><td>Różne</td><td>Różne</td><td>Igły są sprzedawane według średnicy (gauge) i długości. Przed zamówieniem należy sprawdzić oba parametry.</td></tr><tr><td>Strzykawki</td><td>Różne</td><td>Różne</td><td>Zawsze należy dobrać odpowiedni rozmiar do objętości podawanej substancji.</td></tr><tr><td>DecapiCones</td><td>Braintree Scientific</td><td>DC-200, DCL-120, MDC-200</td><td>Dostępne w rozmiarach dla myszy i szczurów.</td></tr><tr><td>Restryktory dla gryzoni</td><td>Harvard Apparatus, Braintree Scientific, Plas-Labs, inne</td><td></td><td>Dostępne z przezroczystego pleksiglasu, z regulowanego tworzywa sztucznego, w rozmiarach dla myszy i szczurów.</td></tr><tr><td>Probówka stożkowa 50 ml</td><td>Różne</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Igły do karmienia</td><td>VWR, Popper and Sons</td><td>Różne</td><td>Średnicę i długość igły należy dobrać do zwierząt zgodnie z powyższym opisem. Dostępne są igły do karmienia jednorazowe oraz wielorazowe.</td></tr></tbody></table>

manualne unieruchamianie i powszechne drogi podawania związków u myszy i szczurów

Manual Restraint and Common Compound Administration Routes in Mice and Rats

Umiejętność bezpiecznego i skutecznego unieruchamiania myszy i szczurów jest istotnym elementem prowadzenia badań. Pewna i humanitarna praca z myszami i szczurami wymaga podstawowych kompetencji w zakresie metod obchodzenia się z zwierzętami i ich unieruchamiania. W niniejszym artykule zostaną przedstawione podstawowe zasady niezbędne do bezpiecznego obchodzenia się z zwierzętami. Przedstawione zostaną techniki unieruchamiania jedną ręką, obiema rękami oraz przy użyciu specjalnie zaprojektowanych przyrządów do unieruchamiania. Często kolejnym etapem badań lub testów z wykorzystaniem zwierząt jest skuteczne podawanie związków myszom i szczurom. Choć istnieje wiele możliwych dróg podania (ograniczonych jedynie wielkością i organami zwierzęcia), większość z nich nie jest regularnie stosowana w badaniach. Film ten zilustruje kilka najczęstszych dróg podania, w tym dożylną, domięśniową, podskórną oraz zgłębnikową (per os). Celem niniejszego artykułu jest zapoznanie widza, który nie zna tych technik, z podstawowymi metodami unieruchamiania i drogami podawania substancji. Film ten nie zastępuje obowiązkowego szkolenia praktycznego w Państwa placówce, lecz ma na celu wzmocnienie i uzupełnienie tego szkolenia.

Bezpieczna i humanitarna praca z gryzoniami laboratoryjnymi wymaga podstawowych kompetencji w zakresie metod chwytania i unieruchamiania. Niniejszy artykuł przedstawi podstawowe zasady niezbędne do bezpiecznego obchodzenia się z myszami i szczurami oraz efektywnego podawania im związków chemicznych.

Manualne unieruchamianie i powszechne drogi podawania związków u myszy i szczurów

Umiejętność bezpiecznego i skutecznego unieruchamiania myszy i szczurów jest istotnym elementem prowadzenia badań. Pewna i humanitarna praca z myszami i ...

Ogólnym celem poniższego filmu jest zapoznanie widza z różnymi technikami stosowanymi do manualnej immobilizacji oraz podawania związków u myszy i szczurów. Myszy i szczury można immobilizować za pomocą szeregu technik jednoręcznych lub dwuręcznych, bądź przy użyciu plastikowych ograniczników. Przedstawiono techniki podawania związków, takie jak droga domięśniowa, podskórna, do naczynia oraz wewnątrzskórna. W filmie zademonstrowano metody iniekcji, a także zgłębnikowanie żołądka oraz podawanie donosowe.Nauka pewnego, delikatnego i bezpiecznego obchodzenia się ze zwierzętami jest istotnym elementem badań in vivo. Ze zwierzętami należy zawsze obchodzić się w sposób bezpieczny zarówno dla zwierzęcia, jak i dla badacza. Zazwyczaj osoby rozpoczynające pracę z tymi metodami mogą napotykać trudności, ponieważ osiągnięcie swobody w pracy z gryzoniami wymaga czasu.Gryzonie mogą również zastraszać lub przerażać osoby, które nie mają doświadczenia w pracy z nimi. Wizualna demonstracja technik podawania dawek oraz unieruchamiania jest kluczowa zarówno dla skutecznego podania związku, jak i zapobiegania stresowi lub obrażeniom zwierzęcia oraz osoby unieruchamiającej. Myszy można unieruchamiać manualnie, stosując technikę jednoruczną lub oburęczną.Pierwszym krokiem w obu metodach jest delikatne podniesienie myszy za nasadę ogona i umieszczenie jej na prętach pokrywy klatki lub podobnej szorstkiej powierzchni. W technice jednoręcznej nasadę ogona należy wsunąć między trzeci a czwarty palec, delikatnie pociągając ogon do tyłu. Spowoduje to, że mysz chwyci powierzchnię i pociągnie ciało do przodu.Następnie pewnie chwyć mysz za kark tą samą ręką, którą trzymasz ogon. Chwyć palcem wskazującym i kciukiem w pobliżu podstawy głowy, a następnie przesuń chwyt w dół grzbietu, dołączając palec środkowy i serdeczny.Należy zastosować na skórę wokół karku taki nacisk, który zapobiegnie obracaniu się lub wykręcaniu myszy, ale nie na tyle silny, aby zwierzę nie mogło oddychać. Technika dwuręczna jest podobna, z tą różnicą, że podczas gdy jedna ręka delikatnie odciąga ogon, druga szybko i pewnie chwyta mysz za kark, trzymając ogon w jednej ręce, a kark w drugiej. Należy podnieść mysz i wsunąć nasadę ogona między dłoń a trzeci lub czwarty palec ręki trzymającej kark.Podobnie jak poprzednio, należy upewnić się, że chwyt jest pewny, ale nadal pozwala zwierzęciu oddychać. Unieruchomienie szczura za kark zazwyczaj wykonuje się obiema rękami. Najpierw należy wyjąć szczura z klatki i umieścić go na szorstkiej powierzchni.Następnie chwyć szczura za ogon niedominującą ręką i pociągnij. Delikatnie do tyłu, trzymając ogon mocno w jednej dłoni, zbliż drugą rękę do karku szczura od tyłu. Wywieraj delikatny nacisk na grzbiet szczura, przesuwając się w górę w stronę łopatek.I na koniec, chwytanie za kark między palcami a wnętrzem dłoni. Szczury mogą wydawać dźwięki podczas unieruchamiania w ten sposób. Podczas stosowania chwytu nadramiennego, chwyć szczura za ogon dominującą ręką i delikatnie pociągnij do tyłu.Następnie umieść niedominującą dłoń na grzbiecie szczura, podchodząc od tyłu. Chwyć szczura w okolicy klatki piersiowej, używając palca serdecznego, małego oraz kciuka. Głowa szczura powinna znajdować się pomiędzy palcem wskazującym a środkowym.Inną metodą unieruchomienia jest chwyt pod barkami. Chwyć ogon dominującą ręką, tak jak pokazano wcześniej, a dłoń niedominującą ułóż na grzbiecie szczura, przykładając ją od tyłu. Następnie chwyć szczura w obrębie klatki piersiowej, bezpośrednio pod łopatkami.Przedramiona szczura należy delikatnie pchnąć do góry kciukiem i palcem wskazującym. Przedramiona powinny krzyżować się pod podbródkiem szczura, co zapobiegnie ugryzieniu. Szczura można w ten sposób trzymać jedną ręką, jeśli jego ciało jest stabilizowane przeciwko osobie wykonującej zabieg.Do unieruchomienia można również wykorzystać elastyczny, stożkowy element z cienkiego tworzywa sztucznego, tzw. stożek do zdejmowania nasadek. Przesuwaj zwierzę do przodu, aż jego nos wystanie przez otwór na końcu stożka; następnie przytrzymaj worek zamknięty wokół ogona lub użyj gumki recepturki bądź opaski skręcanej, aby zabezpieczyć zwierzę w tej pozycji. Po unieruchomieniu iniekcje można podawać przez tworzywo sztuczne; sztywny pojemnik plastikowy jest przydatny w sytuacjach, gdy wymagany jest dostęp do ogona.Umieść szczura w urządzeniu zgodnie z instrukcją producenta. W przypadku tego typu ogranicznika szczura delikatnie wciąga się do wnętrza urządzenia, chwytając za ogon. Zamknij przednią część urządzenia i dostosuj zamknięcie tak, aby ograniczyć ruchy zwierzęcia.Jeśli zwierzęta wydają się pobudzone, można zastosować unieruchomienie za pomocą ręcznika; ciemność i łagodne ograniczenie ruchów zapewnione przez ręcznik mogą uspokoić agresywnego szczura. Delikatnie połóż ręcznik na szczurze, a następnie ostrożnie chwyć go za tułów. Owiń szczura ręcznikiem, uważając, aby nie zakryć jego nosa.Odsuń ręcznik tak, aby odsłonić część ciała przeznaczoną do iniekcji. Przed zastosowaniem którejkolwiek z poniższych technik podawania zaleca się przećwiczenie obsługi strzykawki. W idealnych warunkach jedną ręką operuje się strzykawką, podczas gdy druga unieruchamia zwierzę; igły należy wprowadzać do ciała zwierzęcia ściętym końcem skierowanym do góry, szczególnie w przypadku iniekcji dożylnych.Cienkie igły są podatne na uszkodzenia podczas wbijania w korki fiolek. Należy użyć igły o większej średnicy do pobrania materiałów, a następnie zastąpić ją cieńszą igłą do iniekcji. Podawanie donosowe jest stosowane w przypadku niektórych rodzajów czynników zakaźnych w badaniach nad alergią i astmą, a także w niektórych badaniach dotyczących płuc.Podawanie donosowe nie wymaga znieczulenia ani zabiegu chirurgicznego, w przeciwieństwie do instylacji dotchawiczej. W przypadku podawania donosowego należy unieruchomić zwierzę w sposób opisany wcześniej, a następnie za pomocą strzykawki lub pipety wprowadzić niewielką ilość materiału do inhalacji do nozdrzy zwierzęcia. Należy obserwować, aż materiał zostanie wchłonięty przez nozdrza i w razie potrzeby powtórzyć czynność.Związki podaje się domięśniowo, jeśli wymagane jest ich szybkie wchłanianie i mogą być one podane w bardzo małych objętościach. Unieruchomienie do iniekcji domięśniowej może wymagać udziału dwóch osób, ponieważ jedna tylna kończyna musi pozostać wolna i stabilna w celu wykonania zastrzyku. Wprowadź igłę prostopadle do skóry w obrębie mięśnia czworogłowego uda lub bocznej masy mięśniowej uda zwierzęcia.Należy uważać, aby nie wstrzykiwać preparatu w tylną masę mięśniową, ponieważ istnieje ryzyko uszkodzenia nerwu kulszowego. Podanie doszprytnowe wybiera się w przypadku konieczności podania dużej objętości związku, jeśli szybkość wchłaniania jest akceptowalna i zbliżona do tej przy podaniu doustnym.Aby wykonać zastrzyk doszpikowy, unieruchom zwierzę i skieruj czubek jego nosa w stronę podłogi. Aby odsłonić jamę brzuszną, zlokalizuj linię środkową ciała zwierzęcia i mentalnie podziel brzuch na ćwiartki.Wybierz miejsce iniekcji w dolnych kwadrantach, w szczególności w prawym dolnym kwadrancie zwierzęcia; użyj strzykawki i igły o odpowiednim rozmiarze, aby wstrzyknąć materiał do organizmu zwierzęcia. Podawanie substancji podskórnie stosuje się w sytuacjach, gdy pożądana jest powolna absorpcja.Myszy i szczury mają dużą ilość luźnej skóry, dzięki czemu podskórnie można podać im stosunkowo większe objętości płynów niż u ludzi. W przypadku iniekcji podskórnych, należy lekko unieruchomić zwierzę w sposób pokazany wcześniej. Chwyć skórę i delikatnie pociągnij ją ku górze.Tworząc tzw. namiot ze skóry za pomocą odpowiednio dobranej strzykawki i igły, wprowadź igłę pod kątem od 30 do 45 stopni w uniesioną skórę i wstrzyknij materiał. Mały obrzęk pod skórą jest oznaką prawidłowego wykonania iniekcji. Jeśli zwierzęta mają być rutynowo manipulowane po iniekcji podskórnej, nie chwyć ich za kark.Zamiast tego należy wykorzystać skórę na grzbiecie w okolicy krocza. Jeśli zwierzęta mają otrzymać wiele iniekcji podskórnych, należy zmieniać miejsca wstrzykiwania. Unieruchomienie zwierząt podczas podawania do skóry właściwej może być trudne i wymagać zastosowania sedacji chemicznej. W przypadku użycia środka znieczulającego należy upewnić się, że nie wpływa on na cele badawcze.Podczas wykonywania zastrzyku wewnątrzskórnego najpierw usuń owłosienie z miejsca wkłucia, tak aby skóra w tym obszarze była wyraźnie widoczna. Wprowadź igłę o odpowiedniej wielkości w skórę pod kątem od 15 do 30 stopni. Nie wprowadzaj igły zbyt głęboko.Jeśli iniekcja została wykonana prawidłowo, podczas wprowadzania igły powinien pojawić się opór. W przypadku sukcesu widoczna będzie niewielka pęcherzykowata wypukłość (bleb), która jest bledsza od otaczającej skóry. Należy zastosować delikatny ucisk, aby zapobiec cofaniu się materiału.Podawanie do naczyniowe jest stosowane w przypadku szerokiej gamy związków i jest najlepszą drogą podania, gdy związek może zostać odpowiednio sformułowany, a pożądany jest bardzo szybki efekt. W celu wykonania wstrzyknięcia do naczyniowego do bocznej żyły ogonowej, unieruchom zwierzę w stożku do dekapiatacji lub plastikowym ograniczniku dla gryzoni. Jak pokazano wcześniej, chwyć ogon zwierzęcia za końcówkę niedominującą ręką, aby go wyprostować i obrócić. Obróć go o jedną czwartą obrotu, tak aby żyły ogonowe znalazły się po stronie grzbietowej.Zidentyfikuj jedną z dwóch bocznych żył ogonowych w celu wykonania iniekcji, unikając przy tym brzusznej tętnicy ogonowej. Wprowadź igłę w dystalną część ogona pod kątem od 15 do 20 stopni i wstrzyknij materiał. Prawidłowo wykonana iniekcja objawia się bezoporowym wprowadzaniem materiału do żyły oraz blaknięciem żyły ogonowej przez cały czas trwania wstrzykiwania.Umieszczenie miejsca iniekcji bardziej dystalnie pozwala zachować nieuszkodzony odcinek żyły, który można wykorzystać w przypadku niepowodzenia pierwszej próby. Podawanie dożołądkowe lub zgłębnikowanie jest wykonywane wyłącznie u unieruchomionych zwierząt w stanie czuwania, ponieważ znieczulenie lub sedacja zwiększają ryzyko aspiracji; związki testowane pod kątem bezpieczeństwa podawania doustnego u ludzi są często podawane w ten sposób. Należy rozpocząć od wyboru igły do karmienia doustnego o odpowiednim rozmiarze.Długość wyznacza się, trzymając unieruchomione zwierzę w pozycji pionowej i mierząc od kącika pyska. Kulista końcówka igły do karmienia powinna sięgać do ostatniego żebra zwierzęcia; unieruchom zwierzę tak, aby jego głowa i ciało tworzyły prostą linię pionową.Pozwala to na wyprostowanie przełyku, co ułatwia wprowadzenie igły do karmienia. Wprowadź kulistą końcówkę igły do pyska zwierzęcia nad język. Po umieszczeniu igły przesuń ją wraz ze strzykawką w górę, lekko dociskając do podniebienia, tak aby nos zwierzęcia był skierowany ku górze.Igłę może być konieczne lekko przekierować podczas przechodzenia przez tylną część gardła. Jakiekolwiek napięcie igły wskazuje na potrzebę skorygowania jej pozycji; należy kontynuować wprowadzanie igły, aż do osiągnięcia ustalonej odległości. Igła powinna przechodzić łatwo, a zwierzę nie powinno łapać powietrza ani dławić się podczas podawania substancji.W przypadku wystąpienia oporu lub gdy zwierzę łapie powietrze, dławi się lub sinieje, należy natychmiast przerwać czynność i wyjąć igłę. Po opanowaniu tych technik będzie można bezpiecznie podawać dawki zarówno szczurom, jak i myszom, a także skutecznie je unieruchamiać. Podczas wykonywania tych procedur należy pamiętać, że prawidłowe unieruchomienie zwierzęcia zapewnia bezpieczeństwo zarówno zwierzęciu, jak i osobie przeprowadzającej zabieg.Należy pamiętać, że praca ze zwierzętami w nauce jest przywilejem i odpowiedzialnością. Wybór właściwej metody unieruchomienia oraz odpowiednich dróg podania jest przejawem zarówno rzetelności naukowej, jak i dbałości o dobrostan zwierząt.

manual-restraint-common-compound-administration-routes-mice

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Ręczne obejmowanie i częste drogi podawania związków chemicznych u myszy i szczurów

Tutaj opisujemy podawanie leków za pomocą mikropipet (MDA) jako alternatywną metodę do doustnego podawania leków, która zachęca zwierzę badawcze do łatwego przyjmowania leków przy minimalnym stresie i dyskomforcie.

Stosowanie podawania leków pod kontrolą mikropipet jako metody alternatywnej dla doustnego podawania przez zgłębnik w modelach gryzoni

Opóźniona nadwrażliwość (DTH) jest reakcją zapalną pośredniczoną przez limfocyty T pamięci efektorowej (TEM) wykazujące ekspresję CCR7. W niniejszym materiale demonstrujemy, jak aktywować swoiste dla antygenu komórki TEM, indukować adopcyjną reakcję DTH u szczurów linii Lewis oraz monitorować odpowiedź zapalną.

Indukcja i monitorowanie adoptywnej nadwrażliwości opóźnionej u szczurów

Nasz protokół opisuje sposób wycinania brzusznego gruczołu mlekowego szczura oraz przygotowywania preparatów całych gruczołów mlekowych. Opisuje on również analizę morfologii gruczołu mlekowego z wykorzystaniem trzech punktów końcowych (liczba pąków końcowych, elongacja nabłonka i różnicowanie) oraz wykorzystanie tych wyników do przewidywania ryzyka raka piersi u szczurów poddanych modyfikacjom diety in utero lub w okresie przedpokwitaniowym.

Zmiany w morfologii gruczołów mlekowych a ryzyko raka piersi u szczurów

Niniejszy artykuł opisuje procedury przeprowadzania podstawowego badania pośmiertnego myszy lub szczura oraz pobierania podstawowych organów, a także trudniejszych do pozyskania typów próbek do oceny histologicznej, mikrobiologicznej i PCR.

Diagnostyczna sekcja zwłok oraz pobieranie wybranych tkanek i próbek u szczurów i myszy

Przedstawiono metodę owariektomii oraz następującego po niej uzupełniania 17β-estradiolu za pomocą kapsułek silastycznych i podawania Nutelli drogą doustną u szczurów i myszy.

Owarektomia i suplementacja 17&beta;-estradiolu u szczurów i myszy: demonstracja wizualna

W 2001 roku naukowcy z UCLA opisali izolację populacji dorosłych komórek macierzystych, określanych jako komórki macierzyste pochodzące z tkanki tłuszczowej lub ASC. W tym artykule przedstawiono izolację ASC z lipoaspiratów przy użyciu ręcznego, enzymatycznego protokołu trawienia z użyciem kolagenazy.

Ręczna izolacja komórek macierzystych pochodzących z tkanki tłuszczowej z ludzkich lipoaspiratów

Test qPCR został opracowany do wykrywania Escherichia coli O157:H7 z unikalnym markerem genetycznym, Z3276. qPCR połączono z leczeniem monoazydkiem propidyny (PMA) w celu wykrywania żywych komórek. Protokół ten został zmodyfikowany i dostosowany do formatu płytki 96-dołkowej w celu łatwej i spójnej obsługi wielu...

Wykrywanie żywych komórek Escherichia coli O157:H7 metodą PMA-qPCR

Obiekt dla danio pręgowanego nadający się do hodowli i badań in vivo jest zbudowany w łatwy i niedrogi sposób. Konserwacja jest minimalna. To miejsce jest idealne do angażowania studentów i niezależnych badań.

Budowa niedrogiego i łatwego w budowie obiektu do połowu danio pręgowanego

Analizy ekspresji promotorów są kluczowe dla lepszego zrozumienia regulacji genów i czasoprzestrzennej ekspresji docelowych genów. W niniejszym artykule przedstawiamy protokół identyfikacji, izolacji i klonowania promotora roślin. Ponadto opisujemy charakterystykę promotora specyficznego dla guzków w owłosionych korzeniach fasoli zwyczajnej.

Analiza promotora roślin: identyfikacja i charakterystyka promotora specyficznego dla brodawek korzeniowych w fasoli zwyczajnej

Ten artykuł demonstruje zasady szybkiego, minimalnie inwazyjnego wstrzykiwania mikrocząsteczek fluorescencyjnych do układu krążenia małych ryb oraz wizualizacji in vivo mikrocząsteczek we krwi ryb.

Proste i skuteczne podawanie i wizualizacja mikrocząstek w układzie krążenia małych ryb za pomocą iniekcji nerki

Naucz się bezpiecznych technik unieruchamiania myszy i szczurów oraz metod podawania związków, w tym iniekcji dootrzewnowych, podskórnych i dożylnych. Te umiejętności są kluczowe dla humanitarnego prowadzenia badań in vivo.

Manualne unieruchamianie i powszechne drogi podawania związków u myszy i szczurów

Przeglądaj więcej filmów