Sekcja zwłok diagnostyczna oraz pobieranie wybranych tkanek i próbek u szczurów i myszy
7 sierpnia 2011
Ten artykuł opisuje procedury przeprowadzania podstawowego badania pośmiertnego myszy lub szczura oraz pobierania podstawowych organów, a także bardziej wymagających typów próbek do oceny histologicznej, mikrobiologicznej i PCR.
Ogólnym celem tej procedury jest przeprowadzenie podstawowej sekcji zwłok gryzoni. Osiąga się to poprzez zapisanie najpierw podstawowych informacji o zwierzęciu. Drugim krokiem zabiegu jest zbadanie wnętrzności.
Trzecim krokiem jest pobranie próbek, takich jak narządy lub krezkowe węzły chłonne. Ostatecznie stan zdrowia zwierzęcia można określić za pomocą histopatologii lub innych technik. Ogólnie rzecz biorąc, osoby, które są nowicjuszami w przeprowadzaniu sekcji zwłok, będą miały trudności, ponieważ anatomia gryzoni nauczyła się w pracy.
Metody te mogą pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania dotyczące zdrowia zwierząt w kolonii badawczej. Wizualna demonstracja tych technik jest niezbędna, ponieważ potrzeba czasu, aby nauczyć się lokalizacji różnych tkanek i jak odróżnić normalne od nieprawidłowej tkanki. Przed eutanazją zwierzęcia zbierz informacje na temat jego historii i zapisz jego aktualne cechy, takie jak kondycja fizyczna, zachowanie, płeć, wiek, waga, szczep i tak dalej.
Ten zapis jest kluczowym wiekiem dla osoby, która będzie badać tkanki przed eutanazją zwierzęcia. Należy upewnić się, że używane są odpowiednie środki ochrony osobistej. Przygotuj preparację, kleszcze do desek, nożyczki, etykiety na pojemniki, utrwalacz, pożywki i naczynia zbiorcze.
Po eutanazji zwierzęcia oceń jego stan fizyczny, sprawdź, czy nie ma nieprawidłowości skóry i sierści, wychudzenia i odwodnienia. Szukaj również dowodów na sztuczne manipulacje, implanty lub blizny chirurgiczne na zwierzęciu. Następnie, za pomocą mikroskopu preparacyjnego, szczegółowo zbadaj wszystkie zewnętrzne otwory.
Należą do nich uszy, oczy, nos, usta, odbyt i narządy płciowe. Teraz połóż zwierzę na plecach na desce preparcyjnej, podnieś jego skórę kleszczami i użyj nożyczek, aby rozciąć skórę od odbytu do podbródka. Następnie odbij skórę na boki i przetnij ścianę brzucha i klatkę piersiową.
Odsłoń wnętrzności klatki piersiowej, wykonując dwa nacięcia boczne po każdej stronie klatki piersiowej. Wytnij membranę. Następnie usuń klatkę piersiową, przecinając górną część mostka.
Teraz zbadaj odsłonięte narządy klatki piersiowej i jamy brzusznej. Poznaj wszelkie zmiany koloru, nietypowe zapachy, rozmiar, różnice oraz brakujące lub zwichnięte narządy. Zbadaj konsystencję powierzchni narządów i zwróć uwagę na wszelkie masy tkankowe lub kieszenie wypełnione płynem.
Zwróć również uwagę na obecność płynu w obu wnękach. Kontynuuj badanie z przewodem pokarmowym. Zbadaj krezkę pod kątem powiększonych węzłów chłonnych lub mas tkankowych.
Opisz zawartość przewodu pokarmowego i dokładnie sprawdź, czy nie ma zgrubiałych ścian, guzów lub krwotoku. Aby zbadać wnętrze nerek, użyj ostrza, aby wykonać podłużny przekrój lewej nerki i przekrój poprzeczny prawej nerki poza środkiem linii środkowej. Sprawdź miąższ pod kątem jakichkolwiek nieprawidłowości.
Teraz sprawdź układ moczowo-płciowy u mężczyzn. Zidentyfikuj pęcherzyki nasienne, jądra, najądrza, moczowody i gruczoły perkusyjne u kobiet. Zidentyfikuj macicę, jajniki i moczowody.
Zbadaj układ moczowo-płciowy pod kątem zatorów, kieszonek płynowych, krwotoku lub innych nieprawidłowości. Po zakończeniu tych badań należy wyizolować i wyciąć narządy docelowe do dalszych badań. Zazwyczaj serce, wątroba, nerki i śledziona są zbierane podczas ich wycinania.
Zanurz każdy narząd w utrwalaczu lub postępuj zgodnie z pierwszymi krokami protokołu wymagającego tych tkanek, takich jak zamrażanie lub immunohistochemia, aby uzyskać odpowiednie utrwalenie. Ogólnie rzecz biorąc, tkanki są zanurzane w środku konserwującym, takim jak 10% NBF, w stosunku 20 objętości utrwalacza na jedną objętość tkanki. Podczas pracy ze szczurami należy pobrać aspirat oskrzelowy przed aspiratem do nosa.
Zacznij od odbicia skóry w tkankach podskórnych z dala od obszaru szyjki macicy, odsłaniając w ten sposób gruczoły ślinowe i mięśnie szyjki macicy. Następnie usuń te tkanki, aby odsłonić tchawicę. Wykonać trzymilimetrowe nacięcie w tchawicy i włożyć pipetę wypełnioną jednym mililitrem płynu do pobierania próbek do światła tchawicy skierowanego co kwartał
.Powoli przepłukać płyn do pobierania próbek przez tchawicę i trzykrotnie do płuc. Następnie pobrać płyn do pobierania próbek i wyjąć pipetę z tchawicy. Nie cały płyn powróci do pipety.
Dlatego powtórz proces, jeśli potrzebujesz więcej płynu. Do testowania na myszach. Aby pobrać próbkę aspiratu do nosa lub aspiracji oskrzelowej, uzyskaj dostęp do ATU gardła nosa za pomocą wysterylizowanych nożyczek.
Przeciąć staw skroniowo-żuchwowy i odbić żuchwę od szczęki, odsłaniając gardło nosowe w celu zebrania aspiratu do nosa. Włóż pipetę wypełnioną jednym mililitrem płynu do pobierania próbek do atu nosowego i gardłowego myszy lub światła tchawicy szczura. Pipetę należy skierować do góry i wepchnąć.
Tak więc końcówka styka się z podniebieniem nosowym. Po dotarciu na miejsce powoli wstrzyknij płyn do pobierania próbek. Gdy płyn dostanie się do jamy nosowej, utworzy łąkotki w ujściu nosa i powinien być również widoczny przez półprzezroczyste podniebienie ustne.
Jeśli jednak płyn wydostaje się przez usta, zmień orientację pipety. Po całkowitym wstrzyknięciu należy pobrać płyn do pobierania próbek z jamy nosowej do pipety, a następnie wyjąć pipetę. Zacznij od uchwycenia tchawicy kleszczami i przetnij ją tuż nad kleszczami.
Następnie delikatnie pociągnij tchawicę do góry, przecinając połączenia tkankowe, aż będzie można wyciąć cały zestaw tkanek klatki piersiowej. Teraz połóż płuca płasko na powierzchni roboczej i luźno zawiąż kawałek szwu lub sznurka wokół tchawicy. Nie zaciskaj węzła, bo nie będziesz w stanie wprowadzić igły do tchawicy.
Teraz napełnij strzykawkę utrwalaczem i włóż igłę do otworu tchawicy, jednocześnie mocując tchawicę do igły. Za pomocą kleszczy powoli napełniaj płuca utrwalaczem, aż zostaną całkowicie napompowane. Objętość utrwalacza będzie się różnić w zależności od wieku, odmiany i stanu zdrowia zwierzęcia.
Jeśli niedopompowane tkanki będą wydawać się płaskie, jeśli są nadmiernie napompowane, spieniony płyn będzie wyciekał z tkanki po wypełnieniu, zaciśnij materiał szwu lub sznurek otaczający tchawicę, aby zapobiec cofaniu się utrwalacza z płuc. Następnie umieść napompowane płuca w utrwalaczu. Umieść tuszę na czystej desce rozbiorowej w brzusznej pozycji leżącej i użyj nożyczek i kleszczy, aby usunąć skórę i mięśnie leżące nad cielęciem.
Następnie odetnij głowę tuszy za pomocą małych nożyczek. Włóż dolne ostrze do otworu wielkiego i przetnij linię środkową cielęcia, wykonując ruch w górę. Teraz odsłoń mózg kleszczami, rozsuwając łydkę.
Jeśli patolog woli przeciąć fragmenty mózgu w czaszce, natychmiast umieść czaszkę z odsłoniętym mózgiem w 10% NBF. W przeciwnym razie chwyć głowę wokół nosa kleszczami lub palcami i delikatnie odwróć czaszkę, aby grawitacja pomogła tkance spaść z czaszki. Ostrożnie. Przesuń kleszcze krzywej wzdłuż zewnętrznej krawędzi mózgu, zaczynając od płatów węchowych.
Kontynuuj przesuwanie kleszczy wzdłuż czaszki w kierunku móżdżku, delikatnie ściskając nerwy tymi samymi kleszczami. Kiedy mózg uwalnia miejsce do utrwalacza, aby najpierw zlokalizować węzły chłonne krezkowe, zlokalizuj dużą część jelita w kształcie komunikacji. Węzły chłonne krezkowe to żółte, jajowate lub kuliste grudki tkanki w krezce przylegającej do jelita ślepego.
Często są nieco grubsze i twardsze w teksturze niż otaczająca je krezka i tłuszcz. Luneta preparcyjna może być na początku przydatna do różnicowania tkanek, ale z doświadczeniem nie będzie to konieczne. Za pomocą kleszczy i nożyczek wyizoluj węzły chłonne krezkowe, a następnie przenieś je do probówki do przechowywania, która zostanie wykorzystana do hodowli, PCR lub histopatologii.
Po wypełnieniu protokołu, patolog lub naukowiec ma do dyspozycji pisemny raport o obiektywnym i subiektywnym stanie eutanazji. Obiektywny opis tkanek przed ich utrwaleniem, wszystkich głównych narządów jamy brzusznej i klatki piersiowej w utrwalaczu, węzłów chłonnych mózgu i krezki oraz próbek aspiratu nosa i oskrzeli. Po opanowaniu skrócona sekcja zwłok może zająć mniej niż 30 minut.
Podczas wykonywania tego zabiegu należy pamiętać o zapisywaniu swoich obserwacji dotyczących stanu zwierzęcia i jego tkanek. Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak przeprowadzić pełną sekcję zwłok gryzoni, w tym pobranie perfundowanych płuc, krezkowych węzłów chłonnych i mózgu.
Wyświetl pełny transkrypt i uzyskaj dostęp do tysięcy filmów naukowych
Przegląd
Ten artykuł opisuje procedury przeprowadzania podstawowego badania pośmiertnego myszy lub szczura. Obejmuje ono pobieranie podstawowych narządów i bardziej wymagających typów próbek do oceny histologicznej, mikrobiologicznej i PCR.
Kluczowe elementy badania
Dziedzina nauki
- Neuronauki
- Biologia
- Patologia
Tło
- Nekropsy gryzoni są niezbędne do oceny stanu zdrowia.
- Zrozumienie anatomii gryzoni jest kluczowe dla dokładnych badań.
- Histopatologia i inne techniki są używane do oceny.
- Nowi praktycy mogą napotykać na wyzwania związane z nieznajomością anatomii.
Cel badania
- Aby zapewnić szczegółowy przewodnik dotyczący przeprowadzania nekropsji gryzoni.
- Aby ułatwić zbieranie różnych próbek biologicznych.
- Aby poprawić zrozumienie technik badań pośmiertnych.
Stosowane metody
- Rejestrowanie podstawowych informacji o zwierzęciu.
- Badanie wnętrzności gryzonia.
- Zbieranie próbek, takich jak narządy lub węzły chłonne trzewne.
- Wykorzystanie histopatologii do określenia stanu zdrowia.
Główne wyniki
- Pomyślne pobranie próbek narządów do analizy.
- Identyfikacja problemów zdrowotnych poprzez wyniki nekropsji.
- Poprawa zrozumienia anatomii gryzoni wśród praktyków.
- Ułatwienie dalszych badań poprzez zbieranie próbek.
Wnioski
- Nekropsia gryzoni jest cennym narzędziem w badaniach biologicznych.
- Właściwe szkolenie może poprawić dokładność badań.
- Techniki histopatologiczne są kluczowe dla oceny stanu zdrowia.
Często zadawane pytania
Executive Industry Relevance
Comprehensive necropsy and targeted tissue collection in rodents underpin the reliability of preclinical disease models and infectious agent surveillance in biopharma R&D. Standardized protocols for organ, lymph node, and aspirate sampling directly impact the interpretability of histopathology, microbiology, and molecular diagnostics. These capabilities are essential for mechanistic de-risking and translational continuity across discovery and preclinical workflows.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Enables objective assessment of animal health and experimental integrity in disease models.
- Supports mechanistic de-risking by providing high-quality tissues for histopathology and molecular analysis.
- Facilitates detection of subclinical infections that may confound target validation studies.
Screening & Assay Development
- Provides validated biological samples for downstream histological, microbiological, and PCR-based assays.
- Ensures reproducibility and standardization in sample preparation for quantitative readouts.
- Enables reliable evaluation of compound effects on organ systems and infectious status.
Translational & Preclinical Research
- Aligns tissue and fluid sampling with translational biomarker strategies for infectious disease and toxicology studies.
- Maintains continuity from discovery through preclinical validation by supporting robust sample archiving and analysis.
- Reduces biological risk by enabling early detection of confounding variables in animal colonies.
Pipeline & Workflow Integration
This necropsy and tissue collection protocol is positioned at the interface of in vivo discovery biology and preclinical validation, supporting workflows from hypothesis testing to lead identification and translational research.
- Discovery Biology: Provides objective tissue and aspirate samples for hypothesis-driven interrogation of disease mechanisms and infectious status.
- Screening: Delivers standardized, reproducible samples for assay development and compound screening.
- Analytics: Enables quantitative histopathological, microbiological, and PCR-based measurements for comparative analysis.
- Translational Research: Supports biomarker alignment and continuity across preclinical studies when infectious status or tissue pathology is a variable.
- Enterprise Reuse: Establishes a reusable protocol for consistent sample collection across studies and teams.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Increases predictive confidence and reduces mechanistic ambiguity in preclinical models.
- Operational Value: Standardizes necropsy and sample collection, improving reproducibility and scalability.
- Strategic Value: Enables informed go/no-go decisions and reduces late-stage biological risk by early detection of confounders.
- Portfolio Impact: Supports risk-adjusted prioritization and advancement of discovery and preclinical programs.
Implementation Considerations
- Requires technical expertise in rodent anatomy and necropsy technique.
- Necessitates access to dissection tools, fixatives, and analytical infrastructure for histology, culture, and PCR.
- Demands cross-team standardization to ensure sample comparability and data integrity.
- Adaptation may be needed for different rodent strains, ages, or disease models.
- Careful handling is essential to avoid tissue damage and ensure diagnostic quality.
Biopharma FAQs
Chapters in this video
0:05
Title
0:49
Examinations and Postmortem Collection of the Heart, Lung, Liver, Kidney and Spleen
4:01
Postmortem Collection of Respiratory Aspirate
5:43
Postmortem Collection and Perfusion of the Lungs
6:42
Postmortem Collection of the Brain and the Mesenteric Lymph Nodes
8:13
Representative Organ Collection
8:41
Conclusion
