Barwienie ligniny: technika charakteryzowania dystrybucji ligniny w skrawkach łodyg Arabidopsis thaliana

0 wyświetleń2:44 min • July 8th, 2025

Lignina jest ważnym składnikiem strukturalnym ściany komórkowej roślin. Jest to polimer składający się głównie z alkoholi syringylowych lub jednostek ligniny S i alkoholi gwajakylowych lub jednostek G-ligniny oraz niewielkiej populacji alkoholi para-kumarylowych zwanych jednostkami ligniny H.

Zawartość S-ligniny różni się w różnych wtórnych tkankach roślinnych. Występuje głównie w naczyniach i włóknach ksylarowych oraz włóknach międzypęczkowych, gdzie zapewnia wsparcie strukturalne.

Aby wykryć obecność S-ligniny, weź przekroje poprzeczne łodyg dwuliściennych zatopionych w agarozie w probówce. Odcinki łodygi należy kolejno traktować roztworem barwiącym nadmanganianu potasu, następnie rozcieńczonym kwasem solnym, a na koniec wodorotlenkiem amonu - słabą zasadą.

Podczas tego zabiegu ugrupowanie S-ligniny obecne w ścianie komórkowej ulega szeregowi zmian, aby ostatecznie wytworzyć produkt, który wydaje się czerwony.

Intensywność czerwonego zabarwienia jest mniejsza w komórkach ksylemu ze względu na obecność mniejszej ilości S-ligniny w porównaniu z włóknami międzypęczkowymi, które wydają się głębsze czerwone. Przenieś skrawki na szkiełko i zwizualizuj je pod mikroskopem świetlnym.

Zmienność intensywności czerwieni pomaga zrozumieć względny stosunek S-ligniny w zdrewniałych tkankach roślinnych.

W przypadku barwienia Maule przenieś sekcje łodygi do probówki mikrowirówkowej. Dodaj 1 mililitr 0,5% roztworu nadmanganianu potasu do probówki zawierającej sekcje. Delikatnie odpipetować 0,5% roztwór nadmanganianu potasu w górę i w dół, najlepiej nie naruszając sekcji.

Po 2-minutowej inkubacji i powtórzeniu pipetowania odstawić probówkę do mikrowirówki, aż wszystkie sekcje się uspokoją. Za pomocą pipety o pojemności 1 mililitra wyciągnij 700 mikrolitrów 0,5% roztworu nadmanganianu potasu. Dodaj 700 mikrolitrów wody destylowanej, aby wypłukać nadmanganian potasu. Powtórz trzy do czterech razy lub do momentu, gdy roztwór wodny pozostanie klarowny.

Po wylaniu wody szybko dodaj 1 mililitr 3% kwasu solnego, aż z sekcji zostanie usunięty ciemnobrązowy kolor. Może się to zdarzyć w ciągu 3 do 5 minut lub może wymagać dwóch prań po 5 minut każde. Odpipetować cały 3% roztwór kwasu solnego i natychmiast dodać 1 mililitr stężonego roztworu wodorotlenku amonu przed obrazowaniem w jasnym świetle.

10:40

Wizualizacja dynamiki zdrewniałości w roślinach za pomocą chemii kliknięć: Podwójne etykietowanie to BŁOGOŚĆ!

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

00:07

Pomiar interakcji między sondami fluorescencyjnymi a ligniną w skrawkach roślin za pomocą sFLIM w oparciu o natywną autofluorescencję

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

10:14

Immunolokalizacja fluorescencyjna białek i pektyn arabinogalaktanu w ścianie komórkowej tkanek roślinnych

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

12:04

Kompleksowa analiza składu ścian komórkowych roślin (biomasa lignocelulozowa) Część I: Lignina

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

07:35

Bez znakowania in situ Obrazowanie lignifikacji w ścianach komórkowych roślin

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

02:30

Barwienie Wiesnera do wizualizacji ligniny: technika barwienia złogów ligniny obecnych w łodygach Arabidopsis thaliana

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

02:19

Barwienie czerwienią Kongo: technika wizualizacji osadów celulozy w sekcjach łodyg roślin

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

02:37

Barwienie Calcofluor White: prosta metoda wizualizacji fluorescencji indukowanej promieniowaniem UV osadów celulozy w ścianach komórkowych skrawków łodyg roślin dwuliściennych

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

14:43

Regulacja ligniny w dół Zea mays za pomocą dsRNAi i analizy ligniny Klason

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

10:39

Barwienie histochemiczne drugorzędowych elementów ściany komórkowej Arabidopsis thaliana

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

Ostatnia aktualizacja: 29 sierpnia 2026