$$\rightleftharpoonup{xx}$$
$$\longleftharp{xx}$$,
$$\longrightharp{xx}$$,
Osteoklasty, wielojądrzaste makrofagi, ułatwiają resorpcję kości - rozkład tkanki kostnej i uwalnianie minerałów kostnych.
Aby określić ilościowo resorpcję osteoklastów in vitro, należy wyhodować ludzkie komórki jednojądrzaste krwi obwodowej w czynniku stymulującym tworzenie kolonii makrofagów, M-CSF, zawierającym pożywkę do różnicowania w komórki progenitorowe osteoklastów i przyłączania. Zbierz progenitory osteoklastów i odwiruj.
Odpipetować zawieszoną zawiesinę komórkową w pożywce, uzupełnioną M-CSF i aktywatorem receptora liganda czynnika jądrowego kappa-Β, RANKL, do wielodołkowych studzienek płytkowych pokrytych fosforanem wapnia, naśladując nieorganiczny składnik kostny. M-CSF i RANKL powodują różnicowanie progenitorów osteoklastów i fuzję z osteoklastami, aktywując resorpcję.
Aktywowane osteoklasty przyczepiają się do powłoki fosforanu wapnia, reorganizując swój cytoszkielet, tworząc strefę uszczelniającą bogatą w aktynę i rozwijają pofałdowane granice, które wydzielają protony i hydrolazy kwasowe. Powstałe kwaśne środowisko rozpuszcza powłokę fosforanu wapnia, uwalniając jony wapnia i fosforanu i tworząc dół resorpcyjny.
Po inkubacji umyj studzienki, usuwając rozpuszczone jony. Napraw i przepuszczalność osteoklastów do późniejszego barwienia. Wybarwić włókna aktyny odpowiednim barwnikiem. Przeciwbarwić jądra barwnikiem wiążącym DNA. Wybarwić wapń w studzience powlekającej barwnikiem wiążącym wapń.
Pod mikroskopem fluorescencyjnym funkcjonalne osteoklasty wykazują wiele jąder fluorescencyjnych i pierścieni aktynowych, kluczowych dla funkcji resorpcyjnej. Wgłębienia resorpcyjne pojawiają się jako czarne obszary na fluorescencyjnej powłoce fosforanu wapnia nałożonej na pierścienie aktynowe.
Za pomocą odpowiedniego oprogramowania określ ilościowo obszar wgłębienia, określając resorpcję osteoklastów.
Zawiesić PBMC w kompletnym alfa-MEM zawierającym 20 ng / ml czynnika stymulującego tworzenie kolonii makrofagów i wysiać 2,5 x 105 komórek/cm2 PBMC w kolbie. Inkubować płytki pokryte fosforanem wapnia z 50 mikrolitrami płodowej surowicy bydlęcej w temperaturze 37 stopni Celsjusza przez jedną godzinę.
Następnie przemyć kolbę dwukrotnie PBS w celu odłączenia prekursorów osteoklastów od martwych lub nieprzylegających komórek. Następnie dodaj 4 mililitry trypsyny na 75 cm2 kolbę. Po 30 minutach przerwij trawienie, dodając 4 mililitry kompletnego alpha-MEM. Następnie ostrożnie odłącz komórki za pomocą skrobaka do komórek.
Przenieś komórki do 50-mililitrowej probówki i policz całkowitą liczbę komórek za pomocą komory liczącej. Odwirować probówkę o sile 350 x g przez siedem minut, aby osadzać komórki, i ponownie zawiesić osad w pełnym alfa-MEM zawierającym M-CSF i RANKL, aby uzyskać 1 x 106 komórek/ml.
Odessać płodową surowicę bydlęcą z płytki pokrytej fosforanem wapnia i odpipetować 200 mikrolitrów zawiesiny komórkowej na dołek. Po inkubacji przemyć komórki dwukrotnie PBS. Utrwal komórki 4% paraformaldehydem przez 10 minut i ponownie umyj PBS.
W celu barwienia dodaj bufor przepuszczalny do utrwalonych komórek i inkubuj je przez pięć minut.
Aby wybarwić włókna aktynowe, inkubuj komórki ze 100 mikrolitrami roztworu falloidyny znakowanego AlexaFluor 546 w PBS przez 30 minut. Następnie odessać roztwór barwiący i wybarwić jądra za pomocą 100 mikrolitrów Hoechst przez 10 minut.
Zabarwić powłokę fosforanu wapnia 100 mikrolitrami 10 mikromolowej kalceiny w PBS przez 10 minut. Po trzykrotnym umyciu PBS uchwyć obrazy.