Test separacji faz białkowych: metoda optogenetyczna separacji faz zmutowanego białka wiążącego RNA w rdzeniowych neuronach ruchowych larw danio pręgowanego

0 wyświetleń4:38 min • July 8th, 2025

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Jądrowe białka wiążące RNA, RBP, są wielofunkcyjnymi białkami złożonymi z uporządkowanych regionów o dobrze zdefiniowanej, trójwymiarowej strukturze i mniej stabilnych, wewnętrznie nieuporządkowanych regionów, IDR.

W kilku chorobach neurodegeneracyjnych mutacje specyficzne dla IDR powodują nieprawidłową lokalizację RBP w cytoplazmie i nieprawidłowo angażują się w słabe interakcje, tworząc dynamiczne, pozbawione błony inkluzje - zjawisko zwane separacją faz. W końcu inkluzje te dojrzewają do postaci toksycznych, nierozpuszczalnych agregatów, co prowadzi do dysfunkcji neuronów i zwyrodnienia.

Aby zbadać separację faz RBP in vivo przy użyciu optogenetyki, należy rozpocząć od znieczulonej, zdechorionowanej transgenicznej larwy danio pręgowanego, wyrażającej zmutowany przez IDR RBP połączony z fluorescencyjnym reporterem i wrażliwą na niebieskie światło domeną fotoreceptora, w odpowiednim buforze.

Następnie zamontuj larwę bocznie na kropli stopionej agarozy w celu obrazowania rdzenia kręgowego. Pozwól agarozie zestalić się, unieruchamiając larwę. Za pomocą mikroskopu konfokalnego uzyskaj obrazy rdzenia kręgowego, aby uwidocznić fluorescencyjne RBP, zlokalizowane w jądrach neuronalnych.

Teraz usuń larwę z agarozy i przenieś do wielodołkowej płytki zawierającej bufor. Umieść płytkę na zoptymalizowanym panelu diod elektroluminescencyjnych światła niebieskiego i oświetl larwę.

Po wystawieniu na działanie niebieskiego światła zmutowane RBP błędnie lokalizują się w cytoplazmie, gdzie domeny fotoreceptorów oligomeryzują i tworzą klastry, zbliżając IDR RBP i ułatwiając ich samoasocjację w inkluzje bez błony.

Po oświetleniu osadź larwę w agarozie i zobrazuj jej rdzeń kręgowy. Fluorescencyjne RBP pojawiają się jako dyskretne przedziały rozproszone w cytoplazmie neuronalnej.

W celu obrazowania larw danio pręgowanego wykazujących ekspresję optogenetyczną TDP-43, należy zdechorionować podwójnie transgeniczne ryby i znieczulić je w buforze E3 zawierającym 250 mikrogramów na mikrolitr tricanu.

Następnie podgrzej wstępnie 1% agarozę o niskiej temperaturze topnienia zawierającą 250 mikrogramów na mikrolitr metanosulfonianu etylu 3-aminobenzoesanu w temperaturze 42 stopni Celsjusza, a następnie umieść kroplę agarozy na szklanym naczyniu podstawowym. Średnica kropli agarozy w kształcie kopuły na szklanym naczyniu powinna wynosić od 8 do 10 milimetrów.

Następnie za pomocą pipety Pasteura dodaj znieczuloną rybę do agarozy na szklanym naczyniu. Zminimalizuj ilość buforu E3 dodawanego do agarozy wraz z rybą. Następnie wymieszać kilka razy, pipetując.

Podczas krzepnięcia agarozy należy utrzymać rybę na boku za pomocą igły strzykawkowej, tak aby rdzeń kręgowy znajdował się w odpowiedniej pozycji poziomej. Po zestaleniu się agarozy dodaj kilka kropli buforu E3 na rybę w kształcie kopuły zamontowaną na agarozie.

Za pomocą mikroskopu konfokalnego wyposażonego w soczewkę obiektywową z 20-krotnym zanurzeniem w wodzie, uzyskaj szeregowe konfokalne przekroje Z rdzenia kręgowego. Uwzględnij kloakę po brzusznej stronie ryby w obszarach zainteresowania jako odniesienie do identyfikacji i porównania segmentów kręgosłupa w różnych punktach czasowych.

Jak tylko obrazowanie zostanie zakończone, użyj igły strzykawki, aby ostrożnie rozbić agarozę i usunąć rybę z agarozy. Utrzymuj jak najkrótszy czas, w którym ryba jest osadzona w agarozie, chociaż osadzanie agarozy przez mniej niż 30 minut nie wpływa na żywotność ryby.

Dodaj 7,5 mililitra buforu E3 do jednego dołka 6-dołkowego naczynia i umieść obrazowaną podwójnie transgeniczną rybę w tej studzience. Następnie umieść naczynie na panelu LED, trzymając naczynie i panel LED w odległości 5 milimetrów od siebie za pomocą przekładki i włącz niebieskie światło LED.

Trzymaj kilka podwójnie transgenicznych ryb w osobnym 6-dołkowym naczyniu pokrytym folią aluminiową dla nieoświetlonych ryb kontrolnych. Po pożądanym czasie oświetlenia wyobraź sobie rdzeń kręgowy oświetlonej ryby, jak pokazano wcześniej.

10:29

Ocena morfologiczna i funkcjonalna aksonów i ich synaps podczas śmierci aksonów u Drosophila melanogaster

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

10:48

Generacja jednostek motorycznych człowieka z funkcjonalnymi połączeniami nerwowo-mięśniowymi w urządzeniach mikroprzepływowych

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

07:52

In vivo (in vivo) Bezprzewodowa kontrola optogenetyczna wykwalifikowanych zachowań motorycznych

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

11:33

Mikroiniekcja mRNA i morfolinoowych oligonukleotydów antysensownych w embriony ryb danio pręgowanych.

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

07:29

Podwójne rejestracje metodą patch-clamp z neuronów ruchowych i docelowych mięśni szkieletowych u danio pręgowanego

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

06:55

In vivo elektroporacja morfolin do siatkówki dorosłego danio pręgowanego

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

05:10

Nieinwazyjne podejście do badania elektrofizjologii neuronów ruchowych w zarodkach danio pręgowanego

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

12:31

In vivo (in vivo) Modelowanie chorobliwego genomu ludzkiego przy użyciu Danio rerio

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

05:48

Mikromanipulacja ekspresją genów w mózgu dorosłego danio pręgowanego za pomocą mikroiniekcji oligonukleotydów morfolino do komory mózgowej

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

10:18

Biodetekcja potencjału błonowego neuronu ruchowego w żywych zarodkach danio pręgowanego

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

Ostatnia aktualizacja: 15 sierpnia 2026