$$\rightleftharpoonup{xx}$$
$$\longleftharp{xx}$$,
$$\longrightharp{xx}$$,
Komórki poddawane apoptozie - zaprogramowanej śmierci komórki - wyświetlają sygnały zjadania na powierzchni swoich komórek, ułatwiając degradację przez fagocyty - wyspecjalizowane komórki odpornościowe. Ten proces usuwania komórek apoptotycznych nazywa się efferocytozą.
Aby wykonać test efferocytozy, najpierw weź zawiesinę podwójnie barwionych komórek apoptotycznych. Powierzchnie tych komórek są znakowane biotyną, a cytoplazma jest znakowana barwnikiem śledzącym komórki, oznaczającym apoptotyczne materiały pochodzące z komórek.
Dodaj zawiesinę komórkową do kultury przylegających komórek makrofagów, które działają jako efferocyty. Wirować, wymuszając kontakt między makrofagami a komórkami apoptozy i inkubować.
Receptory efferocytarne na makrofagach wiążą się z fosfatydyloseryną - sygnałem zjadanie - na błonie komórkowej apoptozy, ułatwiając jej pochłanianie. Małe fragmenty komórki apoptotycznej są gromadzone wewnątrz pęcherzyka związanego z błoną, zwanego efferosomem.
W ten sposób powstaje frakcja zniewieściła - część komórki apoptotycznej wewnątrz makrofaga - i frakcja nieznieefferocytozowana - niezinternalizowana część komórki apoptotycznej.
Dodaj znakowaną fluorescencyjnie streptawidynę, która wiąże się z odsłoniętymi cząsteczkami biotyny na powierzchni frakcji nieznieefferocytozowanej, różnicując niezinternalizowane i zinternalizowane części komórki apoptotycznej.
Pod mikroskopem fluorescencyjnym niezinternalizowana frakcja komórek apoptotycznych wykazuje znakowanie streptawidyną, podczas gdy efferosomy pojawiają się jako dyskretne kropki wolne od streptawidyny.
Aby określić ilościowo efferocytozę, określ liczbę dyskretnych efferosomów i zmierz intensywność efferocytozowanych i nieeferocytozowanych frakcji komórek apoptotycznych.
Po przygotowaniu ludzkich makrofagów i apoptotycznych komórek Jurkata użyj hemocytometru, aby policzyć komórki apoptotyczne. Następnie przenieś wystarczającą ilość komórek apoptotycznych do 1,5-mililitrowej probówki mikrowirówkowej.
Granulować komórki Jurkata przez odwirowanie w temperaturze 500 razy g przez 5 minut. Następnie ponownie zawieś ogniwa w 500 mikrolitrach PBS. Podczas gdy komórki Jurkata znajdują się w wirówce, wlej 10 mikrolitrów DMSO do nowej probówki do mikrowirówki.
Następnie rozpuść minimalną ilość biotyny NHS w DMSO. Następnie przenieś 500 mikrolitrów komórki apoptotycznej i zawiesiny PBS do probówki zawierającej DMSO i NHS-biotynę. Następnie należy rozcieńczyć odpowiedni barwnik śledzący komórki zgodnie z instrukcjami producenta.
Zawiesinę komórkową inkubować w temperaturze pokojowej przez 20 minut w ciemności. Następnie dodaj równą objętość RPMI 1640 z 10% FBS i inkubuj zawiesinę w temperaturze pokojowej w ciemności przez dodatkowe 5 minut.
Następnie osadzać komórki przez odwirowanie w ilości 500 razy g przez 5 minut. Następnie wyrzuć supernatant i ponownie zawieś wybarwione komórki w 100 mikrolitrach RPMI 1640 z 10% FBS. Dodaj kroplami 100 mikrolitrów barwionej zawiesiny komórkowej do każdej studzienki makrofagów. Następnie odwirować płytkę 200 razy g przez 1 minutę. Inkubować płytkę w temperaturze 37 stopni Celsjusza z 5% CO2 w inkubatorze do hodowli tkankowych.
Po odpowiednim okresie inkubacji wyjąć komórki z inkubatora. Następnie umyj komórki dwukrotnie 1 mililitrem PBS. Następnie dodać rozcieńczoną streptawidynę sprzężoną z FITC do każdej studzienki i inkubować płytkę przez 20 minut w ciemności.
Umyj komórki trzykrotnie 1 mililitrem PBS i delikatnie potrząsaj próbkami przez 5 minut po każdym płukaniu. Następnie utrwal komórki 4% paraformaldehydem w PBS przez 20 minut w temperaturze pokojowej. Przepłucz komórki raz PBS, aby usunąć nadmiar PFA.
Zamontuj szkiełka nakrywkowe na szkiełku obrazowym i przenieś szkiełko do mikroskopu fluorescencyjnego. Przechwyć stosy z wystarczającej liczby komórek w celu określenia ilościowego.