Mikroskopia lokalizacji fotoaktywowanej sprzężona z fluorescencją fluorescencji bimolekularnej

0 views • 5:02 min • July 8th, 2025

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W swojej aktywnej postaci monomer Ras związany z błoną plazmatyczną ― białko wiążące nukleotydy guaniny ― rekrutuje Raf, nieaktywną kinazę białkową, która wiąże się z Ras poprzez domenę wiążącą Ras.

To wiązanie powoduje powstanie funkcjonalnego kompleksu Ras-Raf, który wyzwala dalszy proces sygnalizacji.

Aby zobrazować wewnątrzkomórkową interakcję Ras-Raf, zacznij od zawieszenia genetycznie zmodyfikowanych komórek w dobrze wyposażonym szkiełku. Komórki te wyrażają dwa niefluorescencyjne białka fuzyjne - jedno składa się z Ras połączonego z jedną połową fotoaktywowanego fluoroforu za pośrednictwem jego N-końca, a drugie to Raf połączony z drugą połową tego samego fluoroforu na jego C-końcu.

Wewnątrz komórek białka fuzyjne zawierające Ras dokują się do błony plazmatycznej i oddziałują z białkami fuzyjnymi zawierającymi Raf, odtwarzając fragmenty białka fluorescencyjnego w kompletny fotoaktywowany fluorofor. Brak wiązania Ras i Raf utrzymuje dwie połówki fluoroforu oddzielone.

Dodać odczynnik utrwalający do szkiełka. Cząsteczki utrwalające tworzą wiązania krzyżowe z białkami i stabilizują kompleksy białkowe.

Usunąć odczynnik utrwalający i dodać bufor do obrazowania. Umieść szkiełko pod zestawem mikroskopu fluorescencyjnego do mikroskopii lokalizacyjnej aktywowanej fotoaktywem, PALM. Oświetl komórki laserem o wysokiej intensywności, aktywując niewielki podzbiór cząsteczek fluorescencyjnych.

Wyobraź sobie losowo pochodzącą fluorescencję wytwarzaną przez każdy nanowymiarowy, pojedynczy kompleks Ras-Raf znakowany fluoroforem, widoczny jako fluorescencyjne kropki o wysokiej rozdzielczości.

Aby przygotować próbkę do obrazowania, należy umieścić około 5,5 x 104 stabilnych komórek ekspresyjnych na studzienkę 8-dołkowego szkiełka podstawowego ze szklanym dnem, w 350 mikrolitrach DMEM bez czerwieni fenolowej. Użyj świeżego paraformaldehydu z aldehydem glutarowym, aby utrwalić komórki, a po zastąpieniu utrwalacza PBS lub buforem obrazowania, odwiruj 100-nanometrowe cząsteczki złota i dodaj 35 mikrolitrów na studzienkę, aby śledzić dryf etapu podczas obrazowania.

Podejdź do mikroskopu i włącz lasery 405 i 561 nm. Trzymając żaluzje zamknięte w tym momencie, upewnij się, że lustro dichroiczne 561 nm i filtr wycinający są na swoim miejscu. Otwórz oprogramowanie do akwizycji obrazów.

Włącz kamerę EMCCD i pozwól jej ostygnąć, a następnie ustaw czas ekspozycji na 100 milisekund, a wzmocnienie EMCCD na odpowiednią wartość. Dodaj olejek immersyjny do obiektywu i zabezpiecz próbkę na stoliku mikroskopu. Następnie, za pomocą jasnego pola lub lasera 561 nm, ustaw ostrość próbki.

Do obrazowania Ras i innych białek błonowych należy użyć apochromatycznego obiektywu TIRF 60X z aperturą numeryczną 1,49 i ustawić mikroskop w konfiguracji TIRF.

Wyreguluj laser wzbudzenia tak, aby był wyśrodkowany po uderzeniu w tylny otwór obiektywu TIRF, co spowoduje odchylenie lasera po dotarciu do interfejsu bufora szkiełka nakrywkowego. Kontynuuj regulację pozycji padania lasera, aż zostanie osiągnięty krytyczny kąt, a laser zostanie odbity z powrotem.

Wyszukaj komórkę do zobrazowania z kilkoma cząsteczkami złota w polu widzenia. Następnie ustaw obszar zainteresowania, który otacza komórkę lub jej obszar i cząsteczki złota.

W przypadku, gdy wystarczająca aktywacja już występuje z powodu wysokiego poziomu ekspresji, rozpocznij akwizycję z wyłączonym laserem 405 nm i włączonym laserem 561. W przeciwnym razie włącz laser 405-nanometrowy przy najniższym fabrycznym ustawieniu mocy i stopniowo zwiększaj, aż w jednej klatce będą dziesiątki cząsteczek lub tak, aby pojedyncze cząsteczki były dobrze oddzielone.

W miarę kontynuowania zbierania danych stopniowo zwiększaj moc lasera 405 nm, aby utrzymać gęstość plamki na mniej więcej stałym poziomie. Kontynuuj akwizycję obrazu, aż wysoka moc 405 nie zainicjuje już żadnych zdarzeń aktywacji.

11:11

Analiza cytometryczna cytometrii dwucząsteczkowej komplementacji fluorescencji: wysokoprzepustowa metoda ilościowa do badania interakcji białko-białko

Related Videos

0 Views

11:15

Przewodnik po oświetleniu strukturalnym Mikroskopia TIRF z dużą prędkością i wieloma kolorami

Related Videos

0 Views

10:44

Anizotropia fluorescencyjna jako narzędzie do badania oddziaływań białko-białko

Related Videos

0 Views

08:54

Dwucząsteczkowa komplementacja fluorescencji

Related Videos

0 Views

13:13

Nano-fEM: Lokalizacja białek za pomocą mikroskopii lokalizacyjnej aktywowanej światłem i mikroskopii elektronowej

Related Videos

0 Views

08:47

Obrazowanie w superrozdzielczości maszynerii podziału bakteryjnego

Related Videos

0 Views

12:51

Jednoczesne wielobarwne obrazowanie struktur biologicznych z fluorescencyjną mikroskopią lokalizacji fotoaktywacji

Related Videos

0 Views

16:21

Wizualizacja interakcji białko-DNA w żywych komórkach bakteryjnych za pomocą fotoaktywowanego śledzenia pojedynczych cząsteczek

Related Videos

0 Views

11:10

Interakcje białko-białko uwidocznione przez dwucząsteczkową komplementację fluorescencyjną w protoplastach i liściach tytoniu

Related Videos

0 Views

15:27

Internalizacja i obserwacja biomolekuł fluorescencyjnych w żywych mikroorganizmach za pomocą elektroporacji

Related Videos

0 Views

Last updated: 18 July 2026