$$\rightleftharpoonup{xx}$$
$$\longleftharp{xx}$$,
$$\longrightharp{xx}$$,
Plazmocytoidalne komórki dendrytyczne lub pDC to komórki odpornościowe, które reagują na infekcję, wytwarzając interferon cytokin typu I.
Aby wygenerować pDC in vitro, należy pobrać zawiesinę popularnych limfatycznych komórek progenitorowych lub CLP, wyizolowanych ze szpiku kostnego myszy. CLP mogą różnicować się w limfocyty i komórki dendrytyczne.
Dodaj zawiesinę komórkową na warstwę komórek zasilających - przylegających komórek zrębu - napromieniowanych promieniami gamma w celu zahamowania proliferacji. Komórki karmiące dostarczają cytokin i kontaktu komórka-komórka wymaganego do różnicowania CLP.
Dodaj odpowiednie stężenie liganda kinazy tyrozynowej 3 podobnego do FMS lub FL - dwuwartościowej cytokiny, która wspomaga rozwój pDC - i inkubuj.
CLP migrują między komórkami zasilającymi i namnażają się, tworząc grupy komórek, zwane obszarami brukowymi.
FL w pożywce wiąże się z receptorem Flt3 - receptorem kinazy tyrozynowej - na CLP. Wiązanie indukuje dimeryzację receptora i autofosforylację reszt tyrozyny w domenie cytoplazmatycznej.
Cytoplazmatyczne białka adaptorowe wiążą się z tymi resztami i ulegają fosforylacji, przekazując sygnał do dalszych składników sygnalizacyjnych. Kaskada sygnalizacyjna powoduje różnicowanie CLP w pDC - małe okrągłe komórki, które rosną w zawiesinie - a także konwencjonalne komórki dendrytyczne lub cDC - większe komórki adherentne w kształcie wrzeciona.
Zbierz komórki. Dodaj przeciwciała przeciwko markerom powierzchniowym specyficznym dla pDC i cDC. Przeanalizuj komórki za pomocą cytometrii przepływowej.
Komórki dodatnie dla markerów specyficznych dla pDC i ujemne dla markerów specyficznych dla cDC wskazują na pomyślny rozwój pDC.
Aby przeanalizować wspólne limfoidalne czynniki progenitorowe lub CLP za pomocą cytometrii przepływowej, FC blokuje komórki anty-CD16 / 32 na jedną do dwóch minut, a następnie jednoczesnie barwi komórki odpowiednim koktajlem przeciwciał.
Po 15 minutach na lodzie umyj komórki w trzech mililitrach buforu FACS i ponownie zawieś osad w 300 mikrolitrach świeżego buforu FACS. Następnie przefiltruj zawiesinę komórek przez 40-mikrometrowe sitko i natychmiast posortuj komórki na cytometrze przepływowym za pomocą odpowiednich filtrów i napięć, zbierając interesujące komórki w 15-mililitrowej probówce zawierającej 8 mililitrów pełnego RPMI.
Aby wygenerować wysoko wzbogaconą populację pDC, kluczowe jest posortowanie odpowiedniej populacji CLP z pobranych komórek szpiku kostnego do hodowli in vitro z systemem podawania AC-6.
Pod koniec sortowania odwiruj komórki i ponownie zawieś osad ogniwa CLP z wystarczającą ilością pełnego RPMI, aby uzyskać gęstość komórek około 5 razy 10 do 4 komórek na mililitr. Następnie wysiewaj 500 komórek na studzienkę do 12-dołkowej płytki zawierającej komórki zasilające AC-6 i uzupełnij kokultury 100 nanogramami na mililitr ligandu FLT3. Następnie inkubuj komórki w temperaturze 37 stopni Celsjusza i 5% dwutlenku węgla z okresowym monitorowaniem wizualnym komórki dendrytycznej lub rozwoju DC pod mikroskopem.
W dniu 12 zbierz komórki w supernatancie kokultury i umyj każdą studzienkę jeden raz pół mililitra kompletnej pożywki RPMI, łącząc powstałe supernatanty i przemywając. Następnie dodaj pół mililitra świeżej pożywki do każdej studzienki i użyj skrobaka do komórek, aby odłączyć przylegające komórki. Połącz odłączone komórki z pływającymi komórkami i odwiruj powstałą zawiesinę komórek, ponownie zawieszając osad w 50 mikrolitrach buforu FACS.
Następnie policz komórki i wybarwij je pod kątem ekspresji CD11c, CD11b i B220 po zablokowaniuFC, jak właśnie pokazano. Współhodowane komórki można następnie przeanalizować pod kątem obecności konwencjonalnych populacji DC CD11c dodatnich, CD11b dodatnich, B220 ujemnych i plazmocytoidalnych CD11c dodatnich, CD11b ujemnych, B220 dodatnich.