Name: Wieloparametryczne mapowanie optyczne serca królika z perfuzją Langendorffa (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-09-13T12:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 24 s
Description: Poznaj technikę wieloparametrycznego mapowania optycznego serca królika z perfuzją Langendorffa. Ta metoda umożliwia jednoczesny zapis potencjałów czynnościowych i tranzytów wapniowych w badaniach elektrofizjologii serca.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

granty NIH R01 HL085369, HL067322, HL082729, EB008999

1. Przygotowanie
<ol>
<li>Przygotować świeży roztwór Tyrodesa (w mM: 128,2 NaCl, 1,3 CaCl2, 4,7 KCl, 1,19 NaH2PO4, 1,05 MgCl2, 20,0 NaHCO3 oraz 11,1 glukozy). Aby przyspieszyć codzienne przygotowywanie roztworów, można wcześniej przygotować dwa roztwory zapasowe i przechowywać je w lodówce w temperaturze +4°C: (1) roztwór zapasowy I (w g/2L: 374,6 NaCl, 9,56 CaCl2, 17,52 KCl, 8,21 NaH2PO4, 10,67 MgCl2) oraz (2) roztwór zapasowy II (w g/2L: 84,01 NaHCO3). Aby przygotować 2L roztworu Tyrodesa wystarczającego na jeden eksperyment, należy odmierzyć 1840mL wody dejonizowanej i dodać do niej 80mL roztworu zapasowego I, 80mL roztworu zapasowego II oraz 4g glukozy.</li>
<li>Przygotować roztwory zapasowe barwników i odsprzęgaczy: (1) roztwór zapasowy blebbistatyny, odsprzęgacza sprzężenia pobudzenie-skurcz (Tocris Bioscience, roztwór 2mg/mL w DMSO); (2) roztwór zapasowy di-4-ANEPPS, barwnika wrażliwego na napięcie (Invitrogen, roztwór 1mg/mL w DMSO); (3) roztwór zapasowy RH 237, barwnika wrażliwego na napięcie (Invitrogen, roztwór 1,25mg/ml w DMSO); (4) roztwór zapasowy Rhod-2AM, wskaźnika wapnia (Invitrogen, roztwór 1mg/ml w DMSO). Pojedynczy eksperyment na króliku wymaga około 30 μL roztworu zapasowego di-4-ANEPPS, 30 μL roztworu zapasowego RH237 oraz 200 μL roztworu zapasowego Rhod-2AM. Aby uniknąć wielokrotnego zamrażania i rozmrażania, aliquoty di-4-ANEPPS o objętości 100 μL przechowujemy w temperaturze -20°C. Pozostałe barwniki są również przechowywane w -20°C. Rozpuszczoną blebbistatynę przechowywać w lodówce w temperaturze +4°C.</li>
<li>Przed pobraniem serca przelać roztwór Tyrodesa do butelki o pojemności 2L i umieścić ją w kąpieli wodnej (Fisher Scientific), która utrzymuje temperaturę roztworu na poziomie 37 °C. Roztwór jest napowietrzany mieszaniną 95% O2 - 5% CO2. Wartość pH utrzymuje się na poziomie 7,35±0,05 poprzez regulację poziomu natlenienia. Roztwór krąży w systemie perfuzji Langendorffa i jest filtrowany przez nylonowy filtr siatkowy (wielkość porów: 11μm, Millipore) umieszczony w linii perfuzyjnej przed kaniulą.</li>
<li>Przed pobraniem serca przygotować sprzęt monitorujący. Przetwornik ciśnienia (WPI) służy do monitorowania ciśnienia w aorcie podczas eksperymentu. Poziom bazowy przetwornika ciśnienia zostaje ustawiony na zero mmHg, gdy serce nie jest podłączone do systemu perfuzji. Elektrody pseudo-EKG są umieszczone w komorze, aby przybliżyć odprowadzenia I, II i III trójkąta Einhovena w EKG.</li>
</ol>
2. Pobieranie i perfuzja serc królika
<ol>
<li>Unieruchom królika w ograniczniku. Wykonaj eutanazję królika poprzez dożylny wtrysk pentobarbitalu sodu (50 mg/kg) z 2000 U heparyny. Po całkowitym uśmierceniu królika, stwierdzonym brakiem odruchu bólowego, szybko otwórz jamę klatki piersiowej i wyciśnij serce oraz płuca.</li>
<li>Wykonaj nacięcie w górnej części aorty wstępującej przed wszystkimi odgałęzieniami łuku aorty. Wypłucz powietrze z aorty wstępującej, a następnie szybko wprowadź do serca kaniulę 16G, która została wcześniej podłączona do pułapki pęcherzykowej, niezbędnej do zapobiegania przedostawaniu się powietrza do tętnic wieńcowych. Gdy serce zostanie poddane perfuzji wstecznej w niecyrkulacyjnym systemie perfuzji Langendorffa, wykonaj nacięcie, aby szybko otworzyć osierdzie.</li>
<li>Usuń płuca, tchawicę, tłuszcz oraz tkankę łączną, podczas gdy krew jest wypłukiwana przez perfuzję.</li> 
<li>Bardzo ważne! Przez żyłę płucną i zastawkę mitralną do lewej komory (LV) wprowadź rurkę silikonową (długości ok. 3cm i średnicy 2mm) i pozostaw ją tam przez cały czas trwania eksperymentu. Rurka ta odprowadza roztwór gromadzący się w LV. Brak krążenia przez wiele godzin podczas eksperymentu z perfuzją Langendorffa w mechanicznie unieruchomionym sercu może spowodować ciężkie niedokrwienie w jamie LV i doprowadzić do wystąpienia arytmii.</li>
<li>Przenieś serce z kaniulą do cyrkulacyjnego systemu perfuzji Langendorffa z aparaturą do mapowania optycznego.</li>
</ol>
3. Przeprowadzanie eksperymentów z wykorzystaniem panoramicznego systemu mapowania optycznego
<ol>
<li>Umieść serce w specjalnie wykonanej komorze sześciokątnej i podłącz kaniulę do systemu perfuzji. Utrzymuj ciśnienie aorty na poziomie 60 ± 5 mmHg, regulując szybkość przepływu pompy perfuzyjnej. Monitoruj pseudo-EKG odprowadzenia I. Utrzymuj pH na poziomie około 7,35 ± 0,05.</li>
<li>Wyłącz światło w pomieszczeniu, ponieważ blebbistatyna ulega fotoinaktywacji pod wpływem promieniowania UV oraz dolnej części (450-490 nm)17 widzialnego spektrum światła. Powoli wstrzyknij roztwór zapasowy blebbistatyny przez port wtryskowy w pułapce pęcherzyków powietrza znajdującej się nad kaniulą. Podczas każdego wstrzyknięcia bolusa powoli podawaj 0,1 ml blebbistatyny. Przed kolejnym wstrzyknięciem odczekaj do ustabilizowania się ciśnienia.</li>
<li>Ostrożnie umieść elektrodę stymulującą w miejscu określonym w projekcie eksperymentalnym.</li>
<li>Skup obraz serca na matowym szkle znajdującym się w płaszczyźnie obrazu każdej macierzy fotodiod (PDA) z trzech równomiernie rozmieszczonych kątów otaczających serce. Dostosuj położenie kaniuli oraz odległości między każdą macierzą PDA a sercem tak, aby serce mieściło się w polu widzenia wszystkich trzech macierzy PDA. Wykonaj zdjęcie każdego skupionego obrazu na matowym szkle.</li>
<li>Powoli wstrzyknij 10˜20 μL roztworu zapasowego di-4-ANEPPS przez port wtryskowy w pułapce pęcherzyków powietrza do roztworu perfuzyjnego. Odczekaj 1˜3 minuty przed rozpoczęciem pomiarów optycznych.</li>
<li>W przypadku pierwszego pomiaru włącz zielone światło LED (bez filtra wzbudzenia, LED FLOOD, LUMILEDS), wykonaj jednocześnie pomiary optyczne z trzech macierzy PDA połączonych ze specjalnie wykonanym systemem akwizycji danych,5 a następnie wyłącz światło LED. Sprawdź jakość sygnałów z różnych pikseli wszystkich trzech macierzy PDA. Jeśli w optycznym potencjale czynnościowym zauważone zostaną artefakty ruchowe, dodaj 0,1˜0,2 ml roztworu zapasowego blebbistatyny. Jeśli stosunek sygnału do szumu jest niski, dodaj kolejne 5 μL roztworu zapasowego di-4-ANEPPS.</li>
<li>Zakończ zaplanowany protokół eksperymentalny badania funkcjonalnego. Ponownie zbarw serce, dodając kolejne 5 μL roztworu zapasowego di-4-ANEPPS, jeśli sygnał ulegnie pogorszeniu w trakcie eksperymentów z powodu fotobielenia lub wypłukiwania.</li>
<li>Po zakończeniu badania funkcjonalnego włącz światło w pomieszczeniu. Wykonaj zdjęcia serca z 36 równomiernie rozmieszczonych kątów. Osiąga się to poprzez obracanie serca w krokach co 10° przy użyciu kamery cyfrowej zamocowanej w miejscu jednej z macierzy PDA.</li>
<li>Wyjmij serce z komory. Odlej wszystkie roztwory. Przepłucz system perfuzji w kolejności: woda dejonizowana, 70% alkohol reagentowy i ponownie woda dejonizowana.</li>
<li>Analiza danych obejmuje rekonstrukcję geometrii serca na podstawie 36 zdjęć cyfrowych, rejestrację sygnału optycznego na powierzchni zrekonstruowanej geometrii oraz kwantyfikację czasu trwania potencjału czynnościowego (APD), prędkości przewodzenia (CV), fazy itp.6</li>
</ol>
4. Przeprowadzanie eksperymentów przy użyciu systemu podwójnego mapowania (Dual Mapping System)
<ol>
<li>(Kontynuacja po części 2) Umieść kanulowane serce w szklanej komorze (Radnoti) i podłącz kanulę do systemu perfuzji. Przypnij serce do silikonowego dna komory w obrębie wierzchołka komory oraz przedsionków.</li>
<li>Wyłącz światło w pomieszczeniu. Powoli wstrzyknij roztwór stokowy blebbistatyny (przez 15˜20 min, aby osiągnąć stężenie 10μM) przez port wtryskowy przed kanulą perfuzyjną, aby unieruchomić serce.</li>
<li>Umieść plastikową szalkę Petriego lub inną szklaną osłonę okienną nad powierzchnią epikardium, aby ograniczyć ruchy powierzchni roztworu.</li>
<li>Ustaw ostrość dwóch kamer CMOS w systemie mapowania podwójnego (Ultima-L, SciMedia) na to samo pole widzenia. Emitowana fluorescencja jest rozdzielana przez lustro dichroiczne (odcięcie 635nm, Omega Optical) i filtrowana za pomocą filtra długoprzepustowego 700nm (Thorlabs) dla sygnałów napięciowych oraz filtra pasmowego 590/30 nm (Omega Optical) dla sygnałów wapniowych.</li>
<li>Skieruj światłowody dwóch lamp halogenowych (Newport Oriel Instruments, Stratford, CT; SciMedia, Costa Mesa, CA) w stronę pola widzenia mapowania, aby uzyskać równomierne oświetlenie. Stosuje się filtry wzbudzenia (531/40 nm, SemRock).</li>
<li>Zbarw serce roztworem stokowym barwnika wrażliwego na napięcie RH 237 (10˜30 μL) przez port wtryskowy.</li>
<li>Wymieszaj roztwór stokowy Rhod-2AM (0,2mL) z Pluronic F-127 (Invitrogen, mieszanina 1:1). Poddaj działaniu sonikatora przez 1min w kąpieli wodnej. Wstrzyknij mieszaninę przez port pułapki pęcherzyków powietrza. Odczekaj około 20 minut, aby umożliwić deestryfikację Rhod-2 AM przed rozpoczęciem mapowania.</li>
<li>Podczas jednego pomiaru wyłącz pompę superfuzyjną, aby uniknąć ruchu na powierzchni roztworu; włącz źródło światła wzbudzenia (lampy halogenowe); wykonaj rejestrację optyczną za pomocą obu kamer podłączonych do systemu akwizycji danych (Ultima-L, SciMedia); wyłącz światło wzbudzenia i włącz pompę superfuzyjną. Sprawdź jakość sygnałów optycznych. W razie potrzeby powtórz barwienie tkanki.</li>
<li>Zakończ pozostałe etapy zaplanowanego protokołu eksperymentalnego dla danej próby.</li>
<li>Włącz światło w pomieszczeniu i zrób zdjęcie serca obejmujące pole widzenia. Wyjmij serce z komory. Odlej wszystkie roztwory. Przepłucz system perfuzji w kolejności: woda DI, 70% alkohol odczynnikowy (Fisher Scientific) i woda DI.</li>
<li>Analiza danych obejmuje pomiary APD, CV, czasu trwania przejściowego stężenia wapnia (CaTD), opóźnienia między wzrostem AP a wzrostem CaT, czasu narastania sygnału wapniowego oraz stałej czasowej dopasowania monoeksponencjalnego do spadku CaT.</li>
</ol>
Reprezentatywne wyniki:
<img src="/files/ftp_upload/3160/3160fig1.jpg" alt="Mapowanie pobudzenia serca; model serca, fazy sygnału, mapa w skali szarości, timelapse, elektrofizjologia." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 1"> Rycina 1. Reprezentatywne wyniki eksperymentu na sercu królika perfundowanym metodą Langendorffa z wykorzystaniem panoramicznego systemu mapowania optycznego. (A) Widok przedni serca królika oraz zrekonstruowana geometria serca królika w formie trójwymiarowej siatki powierzchniowej. (B) Rozwinięta powierzchnia epikardium zakodowana kolorami według fazy (uzyskanej z analizy płaszczyzny fazowej18), wskazująca front fali pobudzenia zaznaczony na czerwono podczas epizodu tachyarytmii. (C) Rejestracje optycznego potencjału czynnościowego z pięciu lokalizacji wokół osobliwości fazowej oznaczonych numerami 1-5 na panelu B. (D) Osiem migawek propagacji frontu aktywacji (kolor czerwony) podczas cyklu stabilnej arytmii reentryjnej. Front fali krąży zgodnie z ruchem wskazówek zegara wokół osobliwości fazowej, która jest widoczna na powierzchni przedniej serca. Kolor repolaryzacji (niebieski) został ustawiony jako częściowo przezroczysty, aby widoczny był tylny front fali (np. w 80ms, 100ms i 120ms). Film z tej arytmii reentryjnej znajduje się w materiałach uzupełniających (wideo 1). Metody rekonstrukcji geometrii, rejestracji sygnału, obliczania mapy fazowej oraz rozwijania powierzchni zostały szczegółowo opisane w innym opracowaniu6. 
<img src="/files/ftp_upload/3160/3160fig2.jpg" alt="Eksperyment z elektrokardiogramem serca; wykresy przebiegów AP i CaT oraz wyniki analizy danych." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 2"> Rysunek 2. Reprezentatywne wyniki eksperymentu na perfundowanym sercu królika w układzie Langendorffa z zastosowaniem systemu podwójnego mapowania (jednoczesne mapowanie potencjału czynnościowego i przejściowego stężenia wapnia). (A) Przednia powierzchnia serca z polem widzenia mapowania pokrytym czarnymi kropkami. (B) Powiększony widok rejestracji z jednego miejsca. (C) Przykładowe przebiegi potencjału czynnościowego (niebieski) i przejściowego stężenia wapnia (czerwony) z macierzy równomiernie rozmieszczonych punktów zaznaczonych czarnymi kropkami na panelu A. Należy zauważyć, że nie wszystkie rejestracje pikselowe zostały przedstawione, a rozdzielczość przestrzenna wynosi 200μm.

<ol><li>Efimov, I. R., Nikolski, V. P., Salama, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+imaging+of+the+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Optical imaging of the heart.</a> Circ Res. 95, 21-33 (2004).</li>
<li>Panfilov, A. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Is+heart+size+a+factor+in+ventricular+fibrillation%3F+Or+how+close+are+rabbit+and+human+hearts%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Heart+Rhythm%22%5BJournal%5D)">Is heart size a factor in ventricular fibrillation? Or how close are rabbit and human hearts?</a> Heart Rhythm. 3, 862-864 (2006).</li>
<li>Maier, L. S., Bers, D. M., Pieske, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differences+in+Ca%282%2B%29-handling+and+sarcoplasmic+reticulum+Ca%282%2B%29-content+in+isolated+rat+and+rabbit+myocardium%5BTitle%5D)+AND+%22J+Mol+Cell+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Differences in Ca(2+)-handling and sarcoplasmic reticulum Ca(2+)-content in isolated rat and rabbit myocardium.</a> J Mol Cell Cardiol. 32, 2249-2258 (2000).</li>
<li>Bray, M. A., Lin, S. F., Wikswo, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Three-dimensional+surface+reconstruction+and+fluorescent+visualization+of+cardiac+activation%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Trans+Biomed+Eng%22%5BJournal%5D)">Three-dimensional surface reconstruction and fluorescent visualization of cardiac activation.</a> IEEE Trans Biomed Eng. 47, 1382-1391 (2000).</li>
<li>Qu, F., Ripplinger, C. M., Nikolski, V. P., Grimm, C., Efimov, I. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Three-dimensional+panoramic+imaging+of+cardiac+arrhythmias+in+rabbit+heart%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Opt%22%5BJournal%5D)">Three-dimensional panoramic imaging of cardiac arrhythmias in rabbit heart.</a> J Biomed Opt. 12, 044019-044019 (2007).</li>
<li>Lou, Q., Ripplinger, C. M., Bayly, P. V., Efimov, I. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+panoramic+imaging+of+epicardial+electrical+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Biomed+Eng%22%5BJournal%5D)">Quantitative panoramic imaging of epicardial electrical activity.</a> Ann Biomed Eng. 36, 1649-1658 (2008).</li>
<li>Kay, M. W., Amison, P. M., Rogers, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Three-dimensional+surface+reconstruction+and+panoramic+optical+mapping+of+large+hearts%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Trans+Biomed+Eng%22%5BJournal%5D)">Three-dimensional surface reconstruction and panoramic optical mapping of large hearts.</a> IEEE Trans Biomed Eng. 51, 1219-1229 (2004).</li>
<li>Li, W., Ripplinger, C. M., Lou, Q., Efimov, I. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiple+monophasic+shocks+improve+electrotherapy+of+ventricular+tachycardia+in+a+rabbit+model+of+chronic+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Heart+Rhythm%22%5BJournal%5D)">Multiple monophasic shocks improve electrotherapy of ventricular tachycardia in a rabbit model of chronic infarction.</a> Heart Rhythm. 6, 1020-1027 (2009).</li>
<li>Ripplinger, C. M., Lou, Q., Li, W., Hadley, J., Efimov, I. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Panoramic+imaging+reveals+basic+mechanisms+of+induction+and+termination+of+ventricular+tachycardia+in+rabbit+heart+with+chronic+infarction%3A+implications+for+low-voltage+cardioversion%5BTitle%5D)+AND+%22Heart+Rhythm%22%5BJournal%5D)">Panoramic imaging reveals basic mechanisms of induction and termination of ventricular tachycardia in rabbit heart with chronic infarction: implications for low-voltage cardioversion.</a> Heart Rhythm. 6, 87-97 (2009).</li>
<li>Efimov, I. R., Rendt, J. M., Salama, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+maps+of+intracellular+%5BCa2%2B%5Di+transients+and+action-potentials+from+the+surface+of+perfused+guinea-pig+hearts+%28abstract%29%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Optical maps of intracellular [Ca2+]i transients and action-potentials from the surface of perfused guinea-pig hearts (abstract).</a> Circulation. 90, 632-632 (1994).</li>
<li>Choi, B. R., Salama, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simultaneous+maps+of+optical+action+potentials+and+calcium+transients+in+guinea-pig+hearts%3A+mechanisms+underlying+concordant+alternans%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Simultaneous maps of optical action potentials and calcium transients in guinea-pig hearts: mechanisms underlying concordant alternans.</a> J Physiol. 529, 171-188 (2000).</li>
<li>Fast, V. G., Ideker, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simultaneous+optical+mapping+of+transmembrane+potential+and+intracellular+calcium+in+myocyte+cultures%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cardiovasc+Electrophysiol%22%5BJournal%5D)">Simultaneous optical mapping of transmembrane potential and intracellular calcium in myocyte cultures.</a> J Cardiovasc Electrophysiol. 11, 547-556 (2000).</li>
<li>Laurita, K. R., Singal, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mapping+action+potentials+and+calcium+transients+simultaneously+from+the+intact+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Mapping action potentials and calcium transients simultaneously from the intact heart.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 280, 2053-2060 (2001).</li>
<li>Choi, B. R., Burton, F., Salama, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cytosolic+Ca2%2B+triggers+early+afterdepolarizations+and+Torsade+de+Pointes+in+rabbit+hearts+with+type+2+long+QT+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Cytosolic Ca2+ triggers early afterdepolarizations and Torsade de Pointes in rabbit hearts with type 2 long QT syndrome.</a> J Physiol. 543, 615-631 (2002).</li>
<li>Hwang, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracellular+calcium+and+vulnerability+to+fibrillation+and+defibrillation+in+Langendorff-perfused+rabbit+ventricles%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Intracellular calcium and vulnerability to fibrillation and defibrillation in Langendorff-perfused rabbit ventricles.</a> Circulation. 114, 2595-2603 (2006).</li>
<li>Lou, Q., Efimov, I. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhanced+susceptibility+to+alternans+in+a+rabbit+model+of+chronic+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Conf+Proc+IEEE+Eng+Med+Biol+Soc%22%5BJournal%5D)">Enhanced susceptibility to alternans in a rabbit model of chronic myocardial infarction.</a> Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 4527-4530 (2009).</li>
<li>Kolega, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phototoxicity+and+photoinactivation+of+blebbistatin+in+UV+and+visible+light%5BTitle%5D)+AND+%22Biochem+Biophys+Res+Commun%22%5BJournal%5D)">Phototoxicity and photoinactivation of blebbistatin in UV and visible light.</a> Biochem Biophys Res Commun. 320, 1020-1025 (2004).</li>
<li>Bray, M. A., Wikswo, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Considerations+in+phase+plane+analysis+for+nonstationary+reentrant+cardiac+behavior%5BTitle%5D)+AND+%22Phys+Rev+E+Stat+Nonlin+Soft+Matter+Phys%22%5BJournal%5D)">Considerations in phase plane analysis for nonstationary reentrant cardiac behavior.</a> Phys Rev E Stat Nonlin Soft Matter Phys. 65, 051902-05 (2002).</li>
<li>Fast, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recording+action+potentials+using+voltage-sensitive+dyes%5BTitle%5D)+AND+%22Practical+methods+in+cardiovascular+research%22%5BJournal%5D)">Recording action potentials using voltage-sensitive dyes.</a> Practical methods in cardiovascular research. , 233-255 (2005).</li>
<li>Knisley, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transmembrane+voltage+changes+during+unipolar+stimulation+of+rabbit+ventricle%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Transmembrane voltage changes during unipolar stimulation of rabbit ventricle.</a> Circ Res. 77, 1229-1239 (1995).</li>
<li>Bishop, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+photon+scattering+in+optical+signal+distortion+during+arrhythmia+and+defibrillation%5BTitle%5D)+AND+%22Biophys+J%22%5BJournal%5D)">The role of photon scattering in optical signal distortion during arrhythmia and defibrillation.</a> Biophys J. 93, 3714-3726 (2007).</li>
<li>Efimov, I. R., Fedorov, V. V., Joung, B., Lin, S. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mapping+cardiac+pacemaker+circuits%3A+methodological+puzzles+of+the+sinoatrial+node+optical+mapping%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Mapping cardiac pacemaker circuits: methodological puzzles of the sinoatrial node optical mapping.</a> Circ Res. 106, 255-271 (2010).</li>
<li>Fedorov, V. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Application+of+blebbistatin+as+an+excitation-contraction+uncoupler+for+electrophysiologic+study+of+rat+and+rabbit+hearts%5BTitle%5D)+AND+%22Heart+Rhythm%22%5BJournal%5D)">Application of blebbistatin as an excitation-contraction uncoupler for electrophysiologic study of rat and rabbit hearts.</a> Heart Rhythm. 4, 619-626 (2007).</li>
</ol>

Nie zadeklarowano konfliktów interesów.

W oparciu o nasze doświadczenie, kluczowymi czynnikami dla powodzenia eksperymentu z wykorzystaniem perfuzji serca królika metodą Langendorffa są: prawidłowo przygotowany roztwór Tyrode'a, szybki pobór serca, utrzymanie stabilnego ciśnienia perfuzyjnego oraz odpowiednie pH natlenionego roztworu w systemie perfuzyjnym. Aby zarejestrować sygnał z jak najwyższym stosunkiem sygnału do szumu, należy wziąć pod uwagę takie czynniki jak źródło światła, filtry optyczne, optykę ogniskującą, fotodetektory itp.19. Szczegóły tych aspektów omówiono w innej publikacji19. Można wykorzystać młode króliki (wiek: 4-5 miesięcy; waga: 7-9 funtów), aby uniknąć obecności tłuszczu nadprzykrzeźnego, który obniża stosunek sygnału do szumu w sygnałach optycznych. 
Sygnał rejestrowany przez każdy piksel jest ważoną całką światła emitowanego z określonej objętości tkanki. Głębokość tej objętości tkanki zależy od długości fal wzbudzenia i emisji zastosowanego barwnika. W przypadku di-4-ANEPPS szacowana głębokość penetracji w sercu królika wynosi 300μm20. W związku z tym interpretacja sygnału optycznego powinna być przeprowadzana z ostrożnością w przypadku występowania lokalnej heterogeniczności funkcji elektrycznej w węźle zatokowo-przedsionkowym, węźle przedsionkowo-komorowym oraz podczas arytmii komorowej 1,21,22.
Jednym z ograniczeń techniki mapowania optycznego w porównaniu z rejestracją elektrodową jest fakt, że faza repolaryzacji optycznego potencjału czynnościowego jest często zniekształcona przez artefakt ruchowy wywołany skurczem serca. Do redukcji artefaktu można zastosować ograniczenia mechaniczne, jednak nie eliminują one go całkowicie. W porównaniu z nimi farmakologiczne odsprzęgacze pobudzenia i skurczu są skuteczne w usuwaniu artefaktu ruchowego. Niemniej jednak odsprzęgacze te (np. 2,3-butanodion monoxym) mogą wywoływać istotne efekty uboczne elektrofizjologiczne. Wykazano, że blebbistatyna nie wywołuje niekorzystnych skutków ubocznych w zakresie elektrofizjologii serca w przypadku serca zdrowego23, co czyni ją obiecującym odsprzęgaczem w mapowaniu optycznym. Należy zauważyć, że przyspieszenie obrzęku wynikające z zniesienia skurczu może również wpływać na elektrofizjologię.

<table><tbody><tr><td>NaCl</td><td>Fisher Scientific</td><td>S271-1</td><td></td></tr><tr><td>CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; (2H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O)</td><td>Fisher Scientific</td><td>C79-500</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Fisher Scientific</td><td>S217-500</td><td></td></tr><tr><td>MgCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; (6H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O)</td><td>Fisher Scientific</td><td>M33-500</td><td></td></tr><tr><td>NaH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt; (H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O)</td><td>Fisher Scientific</td><td>S369-500</td><td></td></tr><tr><td>NaHCO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;</td><td>Fisher Scientific</td><td>S233-3</td><td></td></tr><tr><td>D-glukoza</td><td>Fisher Scientific</td><td>D16-1</td><td></td></tr><tr><td>Blebbistatyna</td><td>Tocris Bioscience</td><td>1760</td><td></td></tr><tr><td>Di-4-ANEPPS</td><td>Invitrogen</td><td>D1199</td><td></td></tr><tr><td>RH237</td><td>Invitrogen</td><td>S1109</td><td></td></tr><tr><td>Rhod-2AM</td><td>Invitrogen</td><td>R1244</td><td></td></tr><tr><td>Pluronic F127</td><td>Invitrogen</td><td>P3000MP</td><td></td></tr><tr><td>Dimetylosulfotlenek (DMSO)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D2650</td><td></td></tr></tbody></table>

multiparametryczne mapowanie optyczne serca królika perfundowanego metodą langendorffa

Multiparametric Optical Mapping of the Langendorff-perfused Rabbit Heart

Obrazowanie optyczne i sondy fluorescencyjne znacząco usprawniły metodologię badawczą w dziedzinie elektrofizjologii serca w sposób, który nie byłby możliwy do osiągnięcia za pomocą innych podejść1. Dzięki zastosowaniu barwników wrażliwych na wapń i napięcie, mapowanie optyczne umożliwia pomiar potencjałów czynnościowych błony komórkowej oraz przejściowych zmian stężenia wapnia z wysoką rozdzielczością przestrzenną, bez konieczności fizycznego kontaktu z tkanką. Pozwala to na pomiary aktywności elektrycznej serca w wielu warunkach, w których zastosowanie elektrod jest niewygodne lub niemożliwe1. Na przykład rejestracje optyczne dostarczają dokładnych informacji o zmianach morfologicznych potencjału błony podczas i bezpośrednio po stymulacji oraz defibrylacji, podczas gdy konwencjonalne techniki elektrodowe są obarczone artefaktami wywołanymi stymulacją w trakcie i po impulsach, co wynika z polaryzacji elektrod1.
Serca królika perfundowane metodą Langendorffa stanowią jeden z najczęściej badanych modeli fizjologii i patofizjologii ludzkiego serca. W modelu serca królika można odtworzyć wiele typów arytmii obserwowanych w praktyce klinicznej. Wykazano, że wzorce fal w sercu królika podczas arytmii komorowych, determinowane przez efektywny rozmiar serca i długość fali reentry, są bardzo podobne do tych występujących w ludzkim sercu2. Wykazano również, że kluczowe aspekty sprzężenia pobudzenie-skurcz (EC) w mięśniu sercowym królika, takie jak względny wkład siateczki sarkoplazmatycznej (SR), są bardzo zbliżone do ludzkiego sprzężenia EC3. W niniejszej pracy przedstawiamy podstawowe procedury eksperymentów z mapowaniem optycznym w sercach królika perfundowanych metodą Langendorffa, w tym konfigurację systemu perfuzji Langendorffa, konfigurację systemów mapowania optycznego, izolację i kaniulację serca, perfuzję i barwienie serca barwnikiem, rozprzęganie mechanizmu pobudzenie-skurcz oraz zbieranie sygnałów optycznych. Metody te można zastosować również do serca innych gatunków niż królik, po wprowadzeniu odpowiednich korekt w zakresie przepływów, optyki, roztworów itp.
Opisano dwa systemy mapowania optycznego. Panoramiczny system mapowania jest wykorzystywany do mapowania całego epicardium serca królika4-7. System ten zapewnia globalny wgląd w ewolucję obwodów reentry podczas arytmogenezy i defibrylacji oraz był wykorzystywany do badania mechanizmów arytmii i terapii przeciwarytmicznej8,9. Podwójny system mapowania służy do jednoczesnego mapowania potencjału czynnościowego (AP) i przejściowego wzrostu stężenia wapnia (CaT) z tego samego pola widzenia10-13. Podejście to pogłębiło naszą wiedzę o istotnej roli wapnia w alternansie elektrycznym oraz w indukcji arytmii14-16.

Niniejszy artykuł opisuje podstawowe procedury przeprowadzania eksperymentów mapowania optycznego w sercu królika perfundowanym metodą Langendorffa z wykorzystaniem panoramicznego systemu obrazowania oraz podwójnej modalności obrazowania (napięciowego i wapniowego).

Multiparametryczne mapowanie optyczne serca królika perfundowanego metodą Langendorffa

Obrazowanie optyczne i sondy fluorescencyjne znacząco rozwinęły metodologię badań w dziedzinie elektrofizjologii serca w sposób, który nie byłby możliwy...

Ogólnym celem tej procedury jest badanie właściwości elektrofizjologicznych serca, takich jak przewodzenie, repolaryzacja, arytmogeneza i gospodarka wapniowa, przy użyciu technik mapowania optycznego w perfundowanym sercu królika w układzie Langendorf. Jest to realizowane poprzez izolację i perfuzję wsteczną całego serca królika poprzez aortę. Kolejnym krokiem procedury jest odsłonięcie powierzchni serca, zniesienie skurczów serca poprzez zastosowanie stanu hamowania sprzężenia pobudzenia ze skurczem oraz odpowiednie barwienie mięśnia sercowego za pomocą wskaźników fluorescencyjnych wrażliwych na napięcie oraz wapń.Następnie, przy użyciu panoramicznego systemu mapowania optycznego, rejestrowane są optyczne potencjały czynnościowe z dużej części epikardium komór. Sygnały optyczne są następnie nanoszone na zrekonstruowaną geometrię 3D powierzchni epikardialnej serca. Na tym etapie, przy użyciu niepanoramicznego podwójnego systemu obrazowania, można jednocześnie rejestrować optyczny potencjał czynnościowy oraz przejściowe stężenie wapnia.Niniejsza procedura dostarcza ilościowych danych dotyczących przestrzennych i czasowych właściwości mięśnia sercowego, pobudzenia i repolaryzacji, a także spójnych parametrów gospodarki wapniowej, które mogą być analizowane zarówno podczas prawidłowego rytmu, jak i w przypadku arytmii przedsionkowych i komorowych. Witam, nazywam się dr Iger Eov. Jestem profesorem inżynierii biomedycznej na Washington University w St. Louis.Przedstawiona dzisiaj technika optyczna to unikalna technologia, która posiada szereg zalet w porównaniu do tradycyjnych mikro- i mikroelektrogramów, ponieważ pozwala na jednoczesną rejestrację dziesiątek i dziesiątek tysięcy potencjałów czynnościowych oraz przejściowych zmian stężenia wapnia. Ponadto technologia ta jest odporna na artefakty powstające podczas stymulacji elektrycznej i defibrylacji, które silnie zniekształcają potencjały czynnościowe rejestrowane przez wszelkie elektrogramy. Co więcej, przejściowe zmiany stężenia wapnia mogą być rejestrowane wyłącznie za pomocą tej techniki.Po prostu nie ma alternatywy. Metoda ta może pomóc w odpowiedzi na kluczowe pytania w dziedzinie elektrofizjologii serca, takie jak mechanizmy indukcji, utrzymywania i przerywania zagrażających życiu arytmii przedsionkowych i komorowych, a także modelowanie funkcji w obrębie przewodzenia i sprzężenia pobudzenia z kurczem w chorobach takich jak wrodzone wady serca, choroby metaboliczne i niewydolność serca. Po przygotowaniu do operacji, przeprowadzić eutanazję królika za pomocą mieszanki pentobarbitalu sodu i heparyny.Gdy tylko królik przestanie reagować na odruch bólowy, otwórz klatkę piersiową i wyciśnij serce oraz płuca. Wykonaj nacięcie na górnym odcinku aorty wstępującej, przed odgałęzieniami łuku aorty, a następnie włącz pompę, aby rozpocząć przepływ roztworu Tyro w systemie perfuzji LRF bez recyrkulacji. Szybko zamocuj serce do kaniuli aorty o rozmiarze 16 G podłączonej do systemu perfuzji LOR.Wypłucz powietrze z aorty i zawiąż kaniulę aorty po całkowitej perfuzji. Bezzwłocznie rozetnij osierdzie. Następnie usuń tłuszcz otaczający serce w obrębie tchawicy i płuc oraz tkanki łączną.Bardzo ważne jest zapobieganie gromadzeniu się płynu w lewej komorze, co mogłoby doprowadzić do niedokrwienia. Należy zatem wprowadzić silikonową rurkę drenażową przez żyłę płucną i zastawkę mitralną do lewej komory. Następnie przenieść serce wraz z kaniulą do systemu perfuzji Langendorfa z recyrkulacją, wyposażonego w system mapowania optycznego.Umieść serce w specjalnie wykonanej komorze sześciokątnej i podłącz kaniulę do układu perfuzyjnego. Monitoruj ciśnienie aortalne za pomocą przetwornika ciśnienia i utrzymuj je na poziomie około 60 ± 5 mmHg, regulując szybkość przepływu pompy perfuzyjnej. Utrzymuj pH na poziomie około 7,35 ± 0,05.Wyłączyć światło w pomieszczeniu i powoli wstrzyknąć światłoczuły roztwór zapasu BLEs statyny przez port wtryskowy w pułapce pęcherzyków powietrza znajdującej się nad kaniulą. Aby osiągnąć stężenie 10 µM BLEs statyny, powoli wstrzyknąć 0,1 ml BLEs statyny. Po każdym wstrzyknięciu dawką bolusa należy odczekać, aż ciśnienie się ustabilizuje przed kolejnym wstrzyknięciem.Ustaw matryce fotodiod lub PDA pod trzema równomiernie rozłożonymi kątami wokół serca. Następnie, na każdej PDA, ustaw ostrość obrazu serca na matowym szkle płaszczyzny obrazu. Dostosuj położenie kaniuli w komorze sześciokątnej oraz każdej PDA, aż serce zmieści się w polu widzenia wszystkich trzech PDA.Następnie wykonaj zdjęcie każdego obrazu po ustawieniu ostrości na szkle matowym. Powoli wstrzyknij od 10 do 20 µL roztworu stokowego D four Anep do roztworu perfuzyjnego poprzez port wtryskowy w pułapce pęcherzyków powietrza. Odczekaj trzy minuty.Następnie ostrożnie umieść elektrodę stymulującą w wybranym miejscu. W tym przypadku została ona umieszczona w centrum serca w widoku przednim. Rozpocznij jednoczesny zapis optyczny z urządzeń PDA.Upewnij się, że w sygnale optycznym nie występują artefakty ruchu oraz że stosunek sygnału do szumu jest wystarczający do późniejszej analizy danych. Po zakończeniu włącz oświetlenie pomieszczenia i wykonaj dokumentację fotograficzną serca, robiąc jedno zdjęcie co 10 stopni obrotu aparatem umieszczonym w miejscu jednego z PDA. Następnie przystąp do czyszczenia systemu perfuzji.Umieść kanulowane serce w szklanej komorze i podłącz kanulę do systemu perfuzji. Przymocuj serce do silikonowego dna komory w okolicy wierzchołka komory oraz przedsionków. Aby unieruchomić serce, wyłącz światło w pomieszczeniu i powoli wstrzyknij statynę BLEs przez port wtryskowy, aby zmniejszyć ruchy powierzchni roztworu.Umieść szklaną płytkę osłonową nad powierzchnią epicardialną. Ta część procedury jest zazwyczaj wykonywana w ciemności, lecz tutaj przeprowadzana jest przy świetle. Aby poprawić jakość obrazu wideo, przesuń system obrazowania podwójnego na wierzch serca.Teraz ustaw ostrość obu kamer CMO na to samo pole widzenia. Następnie ustaw prowadnice świetlne dla dwóch lamp halogenowych z filtrem wzbudzenia. Przebarw serce, dodając od 10 do 20 µL barwnika wrażliwego na napięcie RH 2 37 przez port wstrzykiwania.Następnie dodaj 200 µL roztworu 2:00 AM z onic F1 27 w mieszaninie jeden do jednego przez port pułapki pęcherzykowej. Odczekaj około 20 minut, aby umożliwić dyfuzyjną stabilizację roztworu 2:00 AM przed rozpoczęciem mapowania. Teraz wykonaj nagranie próbne.Wyłącz pompę superfuzyjną, aby uniknąć ruchu na powierzchni roztworu. Włącz lampy halogenowe i wykonaj zapis optyczny obiema kamerami. Następnie wyłącz światło wzbudzenia.Włącz pompę do superfuzji i sprawdź jakość sygnałów optycznych. Jeśli sygnał jest słaby, ponownie zabarw serce, stosując dodatkowy RH 2 37 i road 2:00 AM. W przypadku wystąpienia artefaktów ruchowych dodaj dodatkową statynę BLEs, aby wyeliminować ruch. Gdy wszystko będzie w porządku, przystąp do zaplanowanego eksperymentu i oczyść system.Po zakończeniu procesu wykorzystano panoramiczny system mapowania optycznego, aby przedstawić ten widok przedni perfundowanego serca królika w układzie Langa-Endorfa. Dla porównania, rekonstrukcja geometrii serca przedstawia ten sam widok przedni. Pokazana tutaj rozwinięta powierzchnia epikardium została zakodowana kolorami według fazy.Serce znajdowało się w epizodzie szybkiej arytmii z pięciu lokalizacji wokół rotora. Przedstawiono optyczne potencjały czynnościowe. Tutaj, na czerwono, widoczny jest front aktywacji rozprzestrzeniający się podczas cyklu stabilnej arytmii z reentry.Front fali obraca się zgodnie z ruchem wskazówek zegara wokół osobliwości fazowej na przedniej powierzchni serca. Repolaryzacja jest zaznaczona przezroczystym kolorem niebieskim, aby umożliwić wizualizację frontów fal na tylnej powierzchni. Serce zostało przeanalizowane przy użyciu systemu mapowania podwójnego, aby wykazać jednoczesne mapowanie potencjałów czynnościowych i przejściowych zmian poziomu wapnia.Zbliżenie na rejestracje z jednego miejsca pokazuje potencjały czynnościowe w kolorze niebieskim, a przejściowe zmiany stężenia wapnia w kolorze czerwonym. Przedstawiono zestaw przykładowych przebiegów z grupy równomiernie rozmieszczonych punktów, zaznaczonych kropkami na tym widoku przednim. Dane te zostały zebrane przy rozdzielczości optycznej wynoszącej 200 microns na 200 microns na piksel.Implikacje tej terapii rozszerzają terapię defibrylacją w przypadku arytmii przedsionkowych i komorowych, ponieważ możemy bezpośrednio wizualizować efekt silnych impulsów elektrycznych podczas elektroterapii. Żadna alternatywna metoda nie jest w stanie tego zapewnić. Wykorzystując tę metodę, opracowaliśmy i zwalidowaliśmy nową, bezbolesną terapię defibrylacji niskonapięciowej w migotaniu przedsionków i tachykardii komorowej.

multiparametric-optical-mapping-langendorff-perfused-rabbit

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Wieloparametrowe optyczne mapowanie przepłukiwanego preparatem Langendorffa krolika serca

Niniejszy artykuł opisuje technikę o wysokiej rozdzielczości czasowej i przestrzennej do obrazowania optycznego przemieszczania się potencjału czynnościowego na powierzchni serca szczura perfundowanego metodą Langendorffa z wykorzystaniem barwnika potencjometrycznego (di-8-ANEPPS).

Mapowanie optyczne serc szczurzych perfundowanych metodą Langendorffa

Niniejszy raport zawiera szczegółowy opis metodologii i wyników jednoczesnego endokardialnego i epikardialnego mapowania optycznego wzbudzenia elektrycznego w nienaruszonym lewym przedsionku serca owczego perfundowanego metodą Langendorffa podczas indukowanego rozciąganiem migotania przedsionków.

Optyczne mapowanie wysokiej rozdzielczości wsierdzia i osierdzia w owczym modelu migotania przedsionków wywołanego rozciąganiem

Niniejszy artykuł szczegółowo opisuje procedurę sekcji, konfigurację aparatury oraz warunki eksperymentalne podczas mapowania optycznego potencjału błonowego (Vm) i wewnątrzkomórkowych przejściowych zmian stężenia wapnia (CaT) w nienaruszonych, izolowanych sercach myszy perfundowanych metodą Langendorffa.

Mapowanie optyczne potencjałów czynnościowych i przejściowych zmian stężenia wapnia w sercu myszy

W tym filmie wykonujemy retrogradacyjną perfuzję Langendorffa izolowanego serca myszy. Podczas zabiegu czynność serca jest utrzymywana poprzez jego wsteczne perfuzję roztworem perfuzyjnym przez tętnice wieńcowe za pomocą kaniuli wprowadzanej do aorty wstępującej. Model służy do badania patofizjologii serca serca.

Wsteczna perfuzja serca Langendorffa: technika ex vivo perfuzji izolowanego serca myszy

Ten artykuł opisuje szczegółowy protokół i sprzęt niezbędny do podwójnego optycznego mapowania potencjału transbłonowego (Vm) i wolnej retikulum wewnątrzsarkoplazmatycznego (SR) Ca2+ w sercu królika z perfundacją Langendorffa. Metoda ta pozwala na bezpośrednią obserwację i kwantyfikację dynamiki Vm i SR Ca2+ w nienaruszonym sercu.

Mapowanie optyczne retikulum wewnątrzsarkoplazmatycznego Ca2+ i potencjału transbłonowego w sercu królika perfundowanym metodą Langendorffa

Tutaj prezentujemy protokół optycznego mapowania aktywności elektrycznej z prawego przedsionka myszy, a zwłaszcza węzła zatokowo-przedsionkowego, w wysokiej rozdzielczości przestrzennej i czasowej.

Mapowanie optyczne węzła zatokowo-przedsionkowego myszy w wysokiej rozdzielczości

Ten protokół opisuje elektrofizjologiczną ocenę przedsionków myszy za pomocą optycznego systemu mapowania o wysokiej rozdzielczości czasowej i przestrzennej, w tym podwójne zapisy napięcia membranowego i Ca2+ przejściowego pod zaprogramowaną stymulacją przez specjalistyczny cewnik elektrodowy.

Elektrofizjologiczna ocena przedsionków myszy z mapowaniem optycznym o wysokiej rozdzielczości

Tutaj przedstawiamy metodę użycia wewnątrzkomorowego cewnika optycznego w perfundowanych sercach do wykonywania spektroskopii absorbancji przez ścianę serca. Uzyskane dane dostarczają solidnych informacji na temat napięcia tlenu w tkankach, a także wykorzystania substratu i potencjału błonowego jednocześnie z pomiarami wydolności serca w tym wszechobecnym preparacie.

Wewnątrzsercowy cewnik świetlny do bocznego zapłonu do monitorowania metabolizmu komórkowego za pomocą przezściennej spektroskopii absorpcji perfundowanych serc ssaków

Celem tego badania było ustalenie metody badania dynamiki serca za pomocą translacyjnego modelu zwierzęcego. Opisane podejście eksperymentalne obejmuje optokardiografię podwójnej emisji w połączeniu z badaniem elektrofizjologicznym w celu oceny aktywności elektrycznej w izolowanym, nienaruszonym modelu serca świni.

Badania optokardiograficzne i elektrofizjologiczne serca perfundowanego ex vivo Langendorffem

Ten protokół wprowadza dwubarwne optyczne mapowanie serc myszy uzyskanych od zwierząt typu dzikiego i knock-in dotkniętych katacholaminergicznym polimorficznym częstoskurczem komorowym, w tym elektrofizjologiczne pomiary napięcia transbłonowego i wewnątrzkomórkowych stanów przejściowych Ca2+ o wysokiej rozdzielczości czasowej i przestrzennej.

Podwójnie barwnikowe mapowanie optyczne serc z myszy RyR2R2474S Knock-In z kataecholaminergicznym polimorficznym częstoskurczem komorowym

Poznaj technikę wieloparametrycznego mapowania optycznego serca królika z perfuzją Langendorffa. Ta metoda umożliwia jednoczesny zapis potencjałów czynnościowych i tranzytów wapniowych w badaniach elektrofizjologii serca.

Multiparametryczne mapowanie optyczne serca królika perfundowanego metodą Langendorffa

Przeglądaj więcej filmów