Name: Świński model zamartwicy noworodków (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-10-11T12:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 36 s
Description: Poznaj metodę badania zmian hemodynamicznych podczas zamartwicy noworodków u prosiąt. Model ten symuluje kliniczne scenariusze asfiksji i reoksigenacji, dostarczając cennych danych translacyjnych dla terapii noworodkowej.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy chcieliby podziękować Kanadyjskim Instytutom Badań nad Zdrowiem (MOP53116) oraz Alberta Heritage Foundation for Medical Research odpowiednio za grant operacyjny i fundusz ustanowieniowy, które wsparły opracowanie tego modelu eksperymentalnego.

1. Znieczulenie
<ol>
	<li>Ustawić przepływ w aparacie do znieczulania na 2L/min. Podłączyć wylot do odsysacza próżniowego.</li>
	<li>Nasycić maskę twarzową gazem znieczulającym (izofluranem) w stężeniu 5% (ok. 3 min).</li>
	<li>Indukcję znieczulenia u noworodków prosiąt przeprowadzić za pomocą inhalacji 5% izofluranu w 100% tlenie (ok. 3 min).</li>
	<li>Utrzymywać znieczulenie przy stężeniu izofluranu 2-3%. W razie potrzeby dokonywać precyzyjnej regulacji poziomu izofluranu o 0.5%, przy czym stężenie może wynosić od 0.5 do 5% w zależności od stanu prosiąt.</li>
	<li>Po zapewnieniu dostępu naczyniowego znieczulenie inhalacyjne można zastąpić znieczuleniem dożylnym, stosując infuzje fentanylu (5-50 mcg/kg/h) i midazolamu (200-500 mcg/kg/h). W celu opanowania nadmiernych ruchów mięśni podczas operacji może być wymagany pankuronium (50-100 mcg/kg/h), przy zachowaniu możliwości obserwacji stanu zwierzęcia w celu dostosowania leków znieczulających.</li>
	<li>Stan prosięcia monitorować za pomocą pulsoksymetrii (perkutane wysycenie tlenem na poziomie 95-100%) oraz EKG (częstość akcji serca w zakresie 130-170 uderzeń/min).</li>
	<li>Temperaturę rektalną prosięcia utrzymywać w zakresie 38-40°C za pomocą koca grzewczego i promiennika ciepła.</li>
	<li>Stan znieczulenia prosięcia należy regularnie oceniać przez cały okres eksperymentu, stosując w zależności od potrzeb parametry neurologiczne (rozszerzenie źrenic, łzawienie, ruchy ciała), behawioralne (pobudzenie), sercowo-naczyniowe (tachykardia i nadciśnienie) oraz oddechowe (tachypnoe). Podaje się minimalny stopień paraliżu. Do oceny przydatne będzie wcześniejsze doświadczenie w znieczulaniu prosiąt z paraliżem i bez niego.</li>
	<li>Protokół stanowi procedurę bez przeżycia, z eutanazją zwierzęcia na koniec eksperymentu poprzez dożylne podanie przedawkowanej dawki pentobarbitalu (100 mg/kg).</li>
</ol>
2. Chirurgiczne umieszczenie cewników naczyniowych w pachwinie (Rycina 1)
<ol>
	<li>Wykonaj długie nacięcie 2-3 cm w prawym pachwinie.</li>
	<li>Wypreparuj 1 cm prawej żyły udowej oraz 1 cm prawej tętnicy udowej. Obwiąż każde naczynie dwiema nićmi 3-0.</li>
	<li>Cewnikowanie prawej żyły udowej: Podwiąż dystalny koniec żyły. Wprowadź cewnik Argyle (3,5 lub 5 French, dwulumenowy) (Covidien, Mansfield, MA) na głębokość 15 cm, co umieści go w prawym przedsionku. Zawiąż obie nici, aby unieruchomić cewnik. Cewnik może być wykorzystywany do podawania płynów podtrzymujących i leków (port wtórny) oraz do pomiaru ciśnienia w żyłach centralnych/prawym przedsionku (port pierwotny).</li>
	<li>Cewnikowanie prawej tętnicy udowej: Podwiąż dystalny koniec tętnicy. Unieś proksymalną nić, aby zatrzymać przepływ krwi. Wprowadź cewnik Argyle (3,5 lub 5 French, jednolumenowy) na głębokość 5 cm. Umieści to cewnik tętniczy w aorcie poniżej nerek w celu ciągłego pomiaru średniego ciśnienia tętniczego i pobierania próbek krwi. Zawiąż obie nici, aby unieruchomić cewnik.</li>
	<li>Zamknij skórę.</li>
</ol>
3. Ustanowienie wentylacji mechanicznej (Rysunek 2)
<ol>
	<li>Wykonaj długie, poziome nacięcie szyi o długości 2-3 cm.</li>
	<li>Przeprowadź preparację i odsłoń 1 cm tchawicy. Obwiąż tchawicę dwiema nićmi 1-0.</li>
	<li>Wprowadź rurkę intubacyjną (3,0 lub 3,5) na głębokość 1 cm do tchawicy. Podłącz do respiratora i rozpocznij wentylację mechaniczną. Zabezpiecz rurkę intubacyjną.</li>
	<li>Przeprowadź preparację i odsłoń wspólną tętnicę szyjną. Opasaj naczynie ultradźwiękową sondą przepływu czasu przejścia (2SB lub 2RB, Transonic Systems Inc., Ithica, NY) w celu ciągłego pomiaru przepływu krwi.</li>
</ol>
4. Umieszczenie sond przepływowych w tętnicy krezkowej górnej (Rycina 3) i lewej tętnicy nerkowej (Rycina 4)
<ol>
	<li>Przed nacięciem skóry wymagane jest podanie dodatkowych dawek fentanylu (5-10 mcg/kg) i acepromazyny (0,01-0,02 mg/kg).</li>
	<li>Wykonaj długie nacięcie podżebrowo-boczne i ostrożnie rozdziel warstwy mięśniowe.</li>
	<li>Obnaż aortę brzuszną.</li>
	<li>Zminimalizuj manipulacje naczyniowe (skurcz naczyń) oraz uszkodzenia limfatyczne.</li>
	<li>Wypreparuj 0,5-1 cm tętnicy krezkowej górnej i umieść wokół niej sondę przepływową Transonic (3SB).</li>
	<li>Wypreparuj 0,5-1 cm lewej tętnicy nerkowej i umieść wokół niej sondę przepływową Transonic (2SB).</li>
	<li>Zamknij skórę i zabezpiecz sondę przepływową.</li>
</ol>
5. Umieszczenie cewnika tętnicy płucnej (Rysunek 5) i sondy przepływowej (Rysunek 6)
<ol>
	<li>Przed nacięciem skóry wymagane są dodatkowe dawki fentanylu (5-10 mcg/kg) i acepromazyny (0,01-0,02 mg/kg).</li>
	<li>Ułożenie zwierzęcia w pozycji bocznej prawej.</li>
	<li>Torakotomia w obrębie lewej 4. przestrzeni międzyżebrowej.</li>
	<li>Należy uważać na tętnicę i żyłę piersiową wewnętrzną, w razie potrzeby je podwiązać.</li>
	<li>Użyć patyczka stomatologicznego do odsunięcia lewego płuca i w razie potrzeby zwiększyć podaż tlenu.</li>
	<li>Otwarcie osierdzia.</li>
	<li>Zlokalizowanie przewodu tętniczego, który biegnie od tętnicy płucnej do aorty.</li>
	<li>Przewód tętniczy można podwiązać poprzez założenie klipsa lub grubego wiązania z jedwabiu „3-O” u jego nasady.</li>
	<li>Uwolnienie głównej tętnicy płucnej i założenie pętli naczyniowej przy użyciu grubego wiązania „0”.</li>
	<li>Wykonanie szwu typu „marszczącego” (prolene 5-0) u podstawy w celu wprowadzenia cewnika do tętnicy płucnej.</li>
	<li>Wprowadzenie cewnika Angiocath 20G (z 3 otworami bocznymi w odległości mniej niż 1 cm od końcówki cewnika) przez szew marszczący na maksymalną głębokość 1 cm.</li>
	<li>Sprawdzenie swobodnego przepływu krwi żylnej.</li>
	<li>Podłączenie do przetwornika ciśnienia, sprawdzenie ciśnienia w tętnicy płucnej oraz kształtu fali.</li>
	<li>Zaciśnięcie szwu marszczącego i zabezpieczenie cewnika tętnicy płucnej.</li>
	<li>Umieszczenie sondy przepływowej Transonic (6SB) wokół głównej tętnicy płucnej.</li>
	<li>Nałożenie żelu ultradźwiękowego pomiędzy sondę przepływową a tętnicę w celu zapewnienia optymalnej transdukcji sygnału.</li>
	<li>Przykrycie rany gazą zwilżoną solą fizjologiczną.</li>
</ol>
6. Protokół hipoksji i reoksygenacji
<ol>
	<li>Zmniejsz stężenie tlenu w powietrzu wdechowym do 10%, zwiększając stężenie wdychanego azotu w celu wywołania hipoksemii.</li>
	<li>Dostosuj stężenie tlenu w powietrzu wdechowym w zakresie od 10% do 15%, aby uzyskać PaO2 na poziomie 20-40 mmHg lub SaO2 na poziomie 30-40% przez 2h.</li>
	<li>Wykonaj analizę krwi tętniczej w celu oceny PaCO2 i odpowiednio dostosuj częstotliwość pracy respiratora.</li>
	<li>Po wywołaniu hipoksemii pierwsza godzina jest przeznaczona na stopniowe indukowanie odpowiedzi tachykardycznej (oraz wzrostu rzutu serca).</li>
	<li>Kontynuuj monitorowanie zmian przepływu krwi w tętnicy szyjnej wspólnej, tętnicy krezkowej górnej oraz lewej tętnicy nerkowej.</li>
	<li>W drugiej godzinie hipoksji stres hipoksyczny jest zwiększany, aby stopniowo obniżyć rzut serca do 30-40% wartości bazowej, średnie ciśnienie tętnicze do 30-35 mmHg oraz pH krwi tętniczej do 6,95-7,05.</li>
	<li>Stres hipoksyczny można przedwcześnie przerwać lub przedłużyć o 15 min, jeśli jest to stosowne.</li>
	<li>Gwałtownie zwiększ stężenie tlenu w powietrzu wdechowym do 100% poprzez zaprzestanie podawania azotu przy jednoczesnym kontynuowaniu podawania czystego tlenu.</li>
	<li>Monitoruj rzut serca, średnie ciśnienie tętnicze oraz inne parametry hemodynamiczne w celu oceny szybkiego powrotu do normy.</li>
	<li>Resuscytację 100% tlenem można kontynuować przez 0,5h. Po tym czasie szybko zmniejsz stężenie tlenu w powietrzu wdechowym do 21%.</li>
	<li>Kontynuuj reoksygenację tlenem o stężeniu 21% przez pozostały czas trwania eksperymentu. W razie potrzeby stężenie tlenu w powietrzu wdechowym można mianować do 25%.</li>
	<li>W trakcie okresu eksperymentalnego mogą być wymagane bolusy płynów w postaci 10 ml/kg roztworu mleczana Ringera, w zależności od potrzeb. Ich stosowanie musi być ujęte w protokole.</li>
</ol>
7. Reprezentatywne wyniki:
Indukcja hipoksemii u noworodka prosięcia w ciągu pierwszej godziny hipoksji powinna zwiększyć rzut serca (przepływ w tętnicy płucnej) do 120%-130% wartości bazowej (Rysunek 7A) oraz częstotliwość akcji serca (Rysunek 7B). Zazwyczaj rzut serca powinien osiągnąć szczytową kompensację między 0,5h a 1h trwania hipoksji. Ponadto przepływ krwi powinien ulec centralizacji, co skutkuje zmniejszeniem perfuzji krezkowej i nerkowej, przy jednoczesnym zachowaniu lub zwiększeniu przepływu w tętnicy szyjnej wspólnej (Rysunek 8). W drugiej godzinie hipoksji następuje stały spadek rzutu serca, rozwija się hipotensja (Rysunek 9A) oraz spowolnienie akcji serca z lub bez wystąpienia arytmii. Hipoksja powinna wywołać nadciśnienie płucne ze zwiększonym ciśnieniem w tętnicy płucnej (Rysunek 9B), które w ostatnich 30 min hipoksji może czasem spaść wraz ze spadkiem rzutu serca.
Po reanimacji wszystkie parametry hemodynamiczne natychmiast powrócą do wartości bazowych dla stanu normoksji, z wyjątkiem przepływu krwi przez nerki, który stopniowo odzyskuje sprawność w ciągu pierwszej godziny reoksygenacji. Jednakże parametry hemodynamiczne, a w szczególności rzut serca oraz średnie ciśnienie tętnicze, będą stopniowo pogarszać się w ciągu pierwszych 2 godzin reoksygenacji, osiągając odpowiednio około 70-75% wartości bazowej dla normoksji oraz 35-45 mmHg. Ta dysfunkcja sercowo-naczyniowa wynika przynajmniej częściowo z ogłuszenia mięśnia sercowego i uzasadnia zastosowanie terapii wspomagających układ sercowo-naczyniowy, takich jak leki wazoaktywne i inotropowe.
<img alt="Procedura chirurgiczna przedstawiająca schemat implantacji z przewodami w tkance zwierzęcej, do badań biomedycznych." src="/files/ftp_upload/3166/3166fig1.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1: Nacięcie w pachwinie wraz z umieszczeniem cewników tętnicy i żyły udowej
<img alt="Procedura chirurgiczna, operacja weterynaryjna, zbliżenie, instrumenty medyczne, tkanka, nacięcie, wprowadzenie sondy." src="/files/ftp_upload/3166/3166fig2.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2: Nacięcie szyi z umieszczeniem rurki endotrachealnej i sondy przepływowej wokół wspólnej tętnicy szyjnej
<img alt="Procedura chirurgiczna, operacja tkanki ludzkiej, użycie kleszczyków, wizualizacja anatomiczna, szczegółowa dyssekcja." src="/files/ftp_upload/3166/3166fig3.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3: Nacięcie boku z izolacją tętnicy krezkowej górnej
<img alt="Procedura chirurgiczna na tkance z użyciem zacisków i sondy, przedstawiająca konfigurację eksploracji anatomicznej." src="/files/ftp_upload/3166/3166fig4.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 4"> 
Rysunek 4: Nacięcie boczne z izolacją lewej tętnicy nerkowej
<img alt="Procedura chirurgiczna odsłaniająca organ z wprowadzonym cewnikiem, prezentująca użycie sprzętu biomedycznego." src="/files/ftp_upload/3166/3166fig5.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 5"> 
Rysunek 5: Torakotomia z wprowadzeniem cewnika tętnicy płucnej
<img alt="Schemat procedury chirurgicznej przedstawiający intubację i sprzęt do zarządzania drogami oddechowymi w analizie oddechowej." src="/files/ftp_upload/3166/3166fig6.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 6"> 
Rysunek 6: Torakotomia z umieszczeniem sondy przepływu Transonic wokół głównej tętnicy płucnej
<img alt="Wykres rzutu serca i częstotliwości akcji serca; wpływ hipoksji-reoksygenacji na grupy z hipoksją i grupę pozorowaną." src="/files/ftp_upload/3166/3166fig7.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 7"> 
Rycina 7: Zmiany czasowe w (A) rzucie serca (przepływie w tętnicy płucnej) i (B) częstotliwości akcji serca podczas hipoksji i reoksygenacji
<img alt="Wykresy przepływu tętniczego; badanie efektu hipoksji-reoksygenacji w tętnicach szyjnych, krezkowych i nerkowych." src="/files/ftp_upload/3166/3166fig8.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 8"> 
Rysunek 8: Zmiany czasowe przepływu krwi w (A) wspólnej tętnicy szyjnej, (B) górnej tętnicy krezkowej i (C) lewej tętnicy nerkowej podczas hipoksji i reoksygenacji
<img alt="Wykres ciśnienia podczas hipoksji i reoksygenacji; systemiczne oraz płucne ciśnienie tętnicze w czasie; analiza danych." src="/files/ftp_upload/3166/3166fig9.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 9"> 
Rysunek 9: Zmiany czasowe (A) średniego ciśnienia tętniczego oraz (B) ciśnienia w tętnicy płucnej podczas hipoksji i reoksygenacji

<ol><li>Borke, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+myocardial+matrix+metalloproteinases+in+hypoxic+newborn+pigs+during+resuscitation%3A+effects+of+oxygen+and+carbon+dioxide%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">Increased myocardial matrix metalloproteinases in hypoxic newborn pigs during resuscitation: effects of oxygen and carbon dioxide.</a> Eur. J. Clin. Invest. 34, 459-466 (2004).</li>
<li>Munkeby, B. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resuscitation+of+hypoxic+piglets+with+100%25+O2+increases+pulmonary+metalloproteinases+and+IL-8%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatr.+Res%22%5BJournal%5D)">Resuscitation of hypoxic piglets with 100% O2 increases pulmonary metalloproteinases and IL-8.</a> Pediatr. Res. 58, 542-548 (2005).</li>
<li>Haaland, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Posthypoxic+hypothermia+in+newborn+piglets%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatr.+Res%22%5BJournal%5D)">Posthypoxic hypothermia in newborn piglets.</a> Pediatr. Res. 41, 505-512 (1997).</li>
<li>Haase, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resuscitation+with+100%25+oxygen+causes+intestinal+glutathione+oxidation+and+reoxygenation+injury+in+asphyxiated+newborn+piglets%5BTitle%5D)+AND+%22Ann.+Surg%22%5BJournal%5D)">Resuscitation with 100% oxygen causes intestinal glutathione oxidation and reoxygenation injury in asphyxiated newborn piglets.</a> Ann. Surg. 240, 364-373 (2004).</li>
<li>Stevens, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resuscitation+with+21%25+or+100%25+oxygen+is+equally+effective+in+restoring+perfusion+and+oxygen+metabolism+in+hypoxic+newborn+piglet+liver%5BTitle%5D)+AND+%22Shock%22%5BJournal%5D)">Resuscitation with 21% or 100% oxygen is equally effective in restoring perfusion and oxygen metabolism in hypoxic newborn piglet liver.</a> Shock. 27, 657-662 (2007).</li>
<li>Johnson, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((N-acetylcysteine+improves+the+hemodynamics+and+oxidative+stress+in+hypoxic+newborn+pigs+reoxygenated+with+100%25+oxygen%5BTitle%5D)+AND+%22Shock%22%5BJournal%5D)">N-acetylcysteine improves the hemodynamics and oxidative stress in hypoxic newborn pigs reoxygenated with 100% oxygen.</a> Shock. 28, 484-490 (2007).</li>
<li>Chapados, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plasma+cortisol+response+to+ACTH+challenge+in+hypoxic+newborn+piglets+resuscitated+with+21%25+and+100%25+oxygen%5BTitle%5D)+AND+%22Shock%22%5BJournal%5D)">Plasma cortisol response to ACTH challenge in hypoxic newborn piglets resuscitated with 21% and 100% oxygen.</a> Shock. 33, 519-525 (2010).</li>
<li>Cheung, P. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Platelet+dysfunction+in+asphyxiated+newborn+piglets+resuscitated+with+21%25+and+100%25+oxygen%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatr.+Res%22%5BJournal%5D)">Platelet dysfunction in asphyxiated newborn piglets resuscitated with 21% and 100% oxygen.</a> Pediatr. Res. 59, 636-640 (2006).</li>
<li>Martin-Ancel, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiple+organ+involvement+in+perinatal+asphyxia%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pediatr%22%5BJournal%5D)">Multiple organ involvement in perinatal asphyxia.</a> J. Pediatr. 127, 786-793 (1995).</li>
<li>Swindle, M. M., Smith, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+anatomy+and+physiology+of+the+pig%5BTitle%5D)+AND+%22Scan.+J.+Lab.+Anim.+Sci.+Suppl%22%5BJournal%5D)">Comparative anatomy and physiology of the pig.</a> Scan. J. Lab. Anim. Sci. Suppl. 25, 11-22 (1998).</li>
<li>Chapados, I., Cheung, P. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Not+all+models+are+created+equal%3A+Animal+models+to+study+hypoxic-ischemic+encephalopathy+of+the+newborn%5BTitle%5D)+AND+%22Neonatology%22%5BJournal%5D)">Not all models are created equal: Animal models to study hypoxic-ischemic encephalopathy of the newborn.</a> Neonatology. 94, 300-303 (2008).</li>
<li>Liu, J. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+post-resuscitation+treatment+with+N-acetylcysteine+on+cardiac+recovery+in+hypoxia-injured+newborn+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Effects of post-resuscitation treatment with N-acetylcysteine on cardiac recovery in hypoxia-injured newborn pigs.</a> PLoS ONE. 5, e15322-e15322 (2010).</li>
<li>Cheung, P. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardio-renal+recovery+of+hypoxic+newborn+pigs+after+18%25%2C+21%25+and+100%25+reoxygenation%5BTitle%5D)+AND+%22Intensive+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Cardio-renal recovery of hypoxic newborn pigs after 18%, 21% and 100% reoxygenation.</a> Intensive Care Med. 34, 1114-1121 (2008).</li>
<li>Temesvari, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modulation+of+the+blood-brain+barrier+permeability+in+neonatal+cytotoxic+brain+edema%3A+laboratory+and+morphological+findings+obtained+on+newborn+piglets+with+experimental+pneumothorax%5BTitle%5D)+AND+%22Biol.+Neonate%22%5BJournal%5D)">Modulation of the blood-brain barrier permeability in neonatal cytotoxic brain edema: laboratory and morphological findings obtained on newborn piglets with experimental pneumothorax.</a> Biol. Neonate. 46, 198-208 (1984).</li>
<li>Domoki, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reventilation+with+room+air+or+100%25+oxygen+after+asphyxia+differentially+affects+cerebral+neuropathology+in+newborn+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22Acta.+Paediatr%22%5BJournal%5D)">Reventilation with room air or 100% oxygen after asphyxia differentially affects cerebral neuropathology in newborn pigs.</a> Acta. Paediatr. 95, 1109-1115 (2006).</li>
<li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Part+15%3A+Neonatal+resuscitation%3A+2010+American+Heart+Association+guidelines+for+cardiopulmonary+resuscitation+and+emergency+cardiovascular+care%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Part 15: Neonatal resuscitation: 2010 American Heart Association guidelines for cardiopulmonary resuscitation and emergency cardiovascular care.</a> Circulation. 122, S909-S919 (2010).</li>
</ol>

Nie zadeklarowano żadnych konfliktów interesów.

Obecny protokół eksperymentalny daje możliwość zbadania systemowych i regionalnych zmian hemodynamicznych u noworodków podczas procesu hipoksji i reoksygenacji. Możemy również zbadać odpowiedni wpływ interwencji stosowanych w celu poprawy funkcji sercowo-naczyniowej podczas rekonwalescencji. My oraz inni autorzy opisywali doświadczenia i wyniki badań nad asfiksją noworodków w odniesieniu do skutków w układach sercowo-naczyniowym1, płucnym2, neurologicznym3, żołądkowo-jelitowym4...

model niedotlenienia okołoporodowego u świń

A Swine Model of Neonatal Asphyxia

Rocznie na całym świecie ponad 1 milion noworodków umiera w wyniku asfiksji. Noworodki z asfiksją często wykazują niewydolność wielonarządową, obejmującą niedociśnienie, deficyt perfuzji, encefalopatię niedotlenieniowo- Niedokrwienną, nadciśnienie płucne, naczyniowe zapalenie jelit i okrężnicy, niewydolność nerek oraz powikłania zakrzepowo-zatorowe. Modele zwierzęce opracowuje się w celu lepszego zrozumienia patofizjologii i farmakologii asfiksji noworodkowej. W porównaniu z gryzoniami i nowonarodzonymi jagniętami, nowo narodzone prosię okazało się wartościowym modelem. Noworodek świński posiada kilka zalet, w tym rozwój zbliżony do ludzkiego płodu w 36–38 tygodniu z porównywalnymi układami organizmu oraz dużą masę ciała (˜1,5-2 kg przy urodzeniu), co umożliwia instrumentację i monitorowanie zwierzęcia oraz kontrolę zmiennych zakłócających w postaci hipoksji i zaburzeń hemodynamicznych.
W niniejszej pracy opisujemy protokół eksperymentalny służący do symulacji niedotlenienia noworodków, co pozwala nam badać systemowe i regionalne zmiany hemodynamiczne podczas procesu duszenia i reoksygenacji, a także wpływ poszczególnych interwencji. Ponadto model ten daje możliwość jednoczesnego badania niewydolności lub dysfunkcji wielu narządów oraz ich interakcji z różnymi układami organizmu. Model eksperymentalny opiera się na procedurze bez przeżycia, obejmującej chirurgiczne instrumentowanie nowo narodzonych prosiąt (w wieku 1-3 dni, o masie 1,5-2,5 kg, rasy mieszanej) w celu umożliwienia wentylacji mechanicznej, uzyskania dostępu naczyniowego (tętniczego i centralnego żylnego) oraz umieszczenia cewników i sond przepływu (Transonic Inc.) do ciągłego monitorowania ciśnienia wewnątrznaczyniowego i przepływu krwi w różnych tętnicach, w tym w głównej tętnicy płucnej, wspólnej tętnicy szyjnej, krezkowej górnej i lewej tętnicy nerkowej. U tak instrumentowanych prosiąt, po stabilizacji trwającej 30-60 minut (definiowanej jako zmienność parametrów hemodynamicznych Z&lt;10% oraz prawidłowe gazy krwi), rozpoczynamy protokół eksperymentalny ciężkiej hipoksemii, indukowanej poprzez normokapniczną hipoksję pęcherzykową. Prosię jest wentylowane mieszanką zawierającą 10-15% tlenu poprzez zwiększenie stężenia azotu w gazach wdechowych przez 2h, dążąc do osiągnięcia nasycenia tlenem krwi tętniczej na poziomie 30-40%. Taki stopień hipoksemii wywołuje kliniczne niedotlenienie z ciężką kwasicą metaboliczną, systemowym hipotensją i wstrząsem kardiogennym z hipoperfuzją organów krytycznych. Po hipoksji następuje reoksygenacja tlenem 100% przez 0,5h, a następnie tlenem 21% przez 3,5h. W odpowiednim czasie można wprowadzić interwencje farmakologiczne i badać ich efekty w sposób zaślepiony i zrandomizowany blokowo.

Modele dużych zwierząt mają wysoką wartość translacyjną w badaniu fizjologii i farmakologii niedotlenienia okołoporodowego. Wykorzystując noworodki prosiąt, opracowaliśmy eksperymentalny protokół symulacji niedotlenienia okołoporodowego, który umożliwia badanie hemodynamicznych parametrów systemowych i regionalnych, transportu tlenu wraz z szlakami biochemicznymi i patologicznymi oraz ich korelacji.

Model niedotlenienia okołoporodowego u świń

Rocznie na całym świecie ponad milion noworodków umiera z przyczyn związanych z asfiksją. Noworodki po asfiksji często wykazują niewydolność wielonarządową, w tym hipotensję, ...

Ogólnym celem następującego eksperymentu jest zbadanie systemicznych i regionalnych zmian hemodynamicznych, które występują podczas procesów uduszenia i reoksygenacji, oraz odpowiednich efektów zastosowanych interwencji. Cel ten osiąga się poprzez wstępne chirurgiczne przygotowanie zwierzęcia z wprowadzeniem cewników naczyniowych, tchawiczych, szyjnych, krezkowych, nerkowych i płucnych w celu indukcji i monitorowania hipoksji. Następnie indukuje się hipoksję pęcherzykową, która wywołuje ciężką hipoksemię prowadzącą do klinicznego uduszenia zwierzęcia.Wreszcie, proces hipoksji zostaje nagle przerwany po dwóch godzinach poprzez reoxygenację zwierzęcia tlenem w stężeniu 100% przez 30 minut, a następnie tlenem w stężeniu 21% przez 3,5 godziny, co symuluje reanimację noworodka po uduszeniu. Metoda ta może być wykorzystana do monitorowania postępującego rozwoju wstrząsu kardiogennego, hipotonii oraz ciężkiej kwasicy metabolicznej, które występują w odpowiedzi na dwie godziny ciężkiej hipoksji. Znaczenie tej techniki rozciąga się na terapię asfiksji noworodka, ponieważ metoda ta bardzo ściśle symuluje asfiksję w warunkach klinicznych, co nadaje zgromadzonym danym istotną wartość translacyjną.Zazwyczaj osoby rozpoczynające pracę z tą metodą napotykają trudności ze względu na wyzwania techniczne związane z procedurą chirurgiczną oraz wiedzę medyczną niezbędną do przeprowadzenia manewrów hipoksji i reoksygenacji. W filmie dr David Bacon zaprezentuje procedurę wraz z dr. Rich Dip Gill, doktorantem z Laboratorium Neuronauki. Przedstawiony tutaj protokół jest procedurą niesurwiwalną.Monitoruj nasycenie tlenem oraz oznaki życiowe znieczulonego noworodka prosięcia odpowiednio za pomocą pomiaru tętna, oksymetrii oraz kardiomonitora. Utrzymuj temperaturę odbytu na poziomie od 38 do 40 °C, korzystając z koca grzewczego i grzejnika promienniczego. Aby przygotować zwierzę do wprowadzenia cewników naczyniowych, wykonaj nacięcie o długości od dwóch do trzech centymetrów.W prawym pachwinie wypreparuj jeden centymetr prawej tętnicy udowej oraz jeden centymetr prawej żyły udowej. Obwiąż każde naczynie nićmi 2 3 0 w celu przeprowadzenia prawostronnej kaniulacji żyły udowej. Podwiąż dystalny koniec żyły.Wprowadź cewnik Argyle na głębokość 15 centymetrów, umieszczając go w prawym przedsionku. Powiąż oba sznurki, aby zabezpieczyć cewnik do kaniulacji tętnicy udowej prawej.Przewiąż dystalny koniec tętnicy. Unieś proksymalną nitkę, aby zatamować przepływ krwi. Wprowadź cewnik Argyle na głębokość pięciu centymetrów, umieszczając cewnik tętniczy w aorcie podnerkowej w celu ciągłego pomiaru średniego ciśnienia tętniczego i pobierania próbek krwi.Następnie zawiązać obie nitki, aby zabezpieczyć cewnik i zamknąć skórę. W celu przygotowania zwierzęcia do wentylacji mechanicznej należy wykonać długie, dwu- lub trzycentymetrowe poziome nacięcie na szyi. Po rozcięciu i odsłonięciu jednego centymetra tchawicy, należy zawiązać wokół tchawicy 2 1 0 nitki.Następnie wprowadź rurkę endotrachealną o rozmiarze 3,0 na głębokość jednego centymetra do tchawicy. Podłącz rurkę do respiratora i rozpocznij wentylację mechaniczną. Zawiąż sznurki o rozmiarze 1,0, aby przymocować rurkę endotrachealną.Po przeprowadzeniu sekcji i odsłonięciu tętnicy szyjnej wspólnej, opasaj naczynie sondą ultradźwiękową do pomiaru przepływu czasu przejścia (two RB transit time ultrasound flow Probe), aby stale monitorować przepływ krwi. Po podaniu zwierzęciu dodatkowej dawki środka znieczulającego, ułóż je w pozycji bocznej prawej, wykonaj długie nacięcie podżebrowe w okolicy boku i ostrożnie rozwarstw warstwy mięśniowe. Następnie odsłoń aortę brzuszną, minimalizując manipulacje naczyniowe oraz ryzyko uszkodzenia naczyń limfatycznych.Następnie wypreparuj od 0,5 do 1 cm tętnicy krezkowej górnej i umieść wokół niej sondę przepływową Transonic 3 SB. Następnie wypreparuj od 0,5 do 1 cm lewej tętnicy nerkowej i umieść wokół niej sondę przepływową Transonic 2 SB. Po tym zaszyj skórę i w razie potrzeby przymocuj sondy przepływowe za pomocą taśmy klejącej.Po podaniu prosięciu dodatkowej dawki znieczulenia i wykonaniu torakotomii w lewej czwartej przestrzeni międzyżebrowej, należy użyć wymazówki stomatologicznej do odsunięcia lewego płuca i w razie potrzeby zwiększyć dopływ tlenu. Choć wprowadzenie cewnika do tętnicy płucnej i sondy przepływowej stanowią najtrudniejsze etapy procedury eksperymentalnej, ligacja tętnika pęczyściego jest kluczowa dla wykorzystania przepływu w tętnicy płucnej jako wskaźnika rzutu serca. W związku z tym szczególna staranność podczas wykonywania następnych kroków pozwoli na dokładniejszą symulację klinicznej hipoksji.Następnie otwórz osierdzie. Zidentyfikuj przewód tętniczy, który biegnie od aorty do tętnicy płucnej. Przewód tętniczy można podwiązać, zakładając grubą jedwabną nitkę 3-0 u jego podstawy.Następnie uwolnić główną tętnicę płucną, a potem przeprowadzić pętlę naczyniową pod tętnicą, używając grubego sznura 0. Następnie, u nasady tętnicy, użyć szwu z prolenu 5-0, aby stworzyć pętlę mocującą do wprowadzenia cewnika tętnicy płucnej. Teraz wziąć kaniulę angio 20G z trzema otworami bocznymi w odległości mniejszej niż 1 cm od końcówki cewnika i wprowadzić ją przez pętlę mocującą na maksymalną głębokość 1 cm.Następnie należy sprawdzić drożność cewnika, upewniając się, że krew żylna przepływa swobodnie. Podłącz cewnik do przetwornika ciśnienia i sprawdź ciśnienie w tętnicy płucnej oraz kształt fali ciśnienia. Następnie zaciśnij szew purse-string, aby zabezpieczyć cewnik płucny.Następnie umieść sondę przepływową SB transonic o rozmiarze sześciu wokół głównej tętnicy płucnej. Na koniec nałóż żel ultradźwiękowy pomiędzy sondą a tętnicą, aby zapewnić optymalną transdukcję sygnału, a ranę przykryj gazą nasączoną solą fizjologiczną w celu wywołania hipoksji. Obniż stężenie tlenu w powietrzu wdechowym do 12% poprzez zwiększenie stężenia wdychanego azotu.Następnie dostosuj stężenie tlenu w gazach wdechowych do poziomu od 10 do 15%, aby uzyskać ciśnienie parcjalne tlenu w krwi tętniczej w zakresie od 20 do 40 mmHg oraz saturację tlenem krwi tętniczej na poziomie od 30 do 40% przez dwie godziny. Następnie przeprowadź analizę krwi tętniczej w celu oceny ciśnienia parcjalnego dwutlenku węgla w krwi tętniczej i odpowiednio skoryguj częstotliwość wentylacji. Kontynuuj monitorowanie zmian przepływu krwi w tętnicy wspólnej szyjnej, tętnicy krezkowej górnej oraz lewej tętnicy nerkowej.Podczas drugiej godziny hipoksji stres hipoksyczny jest zwiększany, aby stopniowo obniżyć rzut serca do 30–40% wartości wyjściowej, średnie ciśnienie tętnicze do 30–35 mmHg oraz pH tętnicze do 6,95–7,05. Gwałtownie zwiększ stężenie tlenu w powietrzu wdechowym do 100%, zaprzestając podawania azotu przy jednoczesnym kontynuowaniu podawania czystego tlenu. Zwróć uwagę na gwałtowną poprawę rzutu serca, średniego ciśnienia tętniczego oraz innych parametrów hemodynamicznych.Kontynuuj reanimację przy użyciu 100% tlenu przez pół godziny po upływie tego okresu. Szybko zmniejsz stężenie tlenu w mieszaninie wdechowej do 21%. Indukcja hipoksemii u noworodka świni w ciągu pierwszej godziny hipoksji prowadzi do zwiększenia rzutu serca lub przepływu w tętnicy płucnej do 130% do 140% wartości bazowej. Zazwyczaj rzut serca osiąga szczyt kompensacji między 30. a 60. minutą hipoksji.Obserwuje się również wzrost częstości akcji serca podczas hipoksji. Następuje dalsza centralizacja przepływu krwi, co skutkuje zmniejszeniem perfuzji krezkowej i nerkowej. Jednocześnie, podczas drugiej godziny hipoksji, obserwuje się zachowany lub zwiększony przepływ w tętnicy szyjnej wspólnej.Obserwuje się stały spadek rzutu serca, rozwój hipotonii oraz spowolnienie akcji serca z arytmią lub bez niej. Hipoksja indukuje również hipotonię płucną z podwyższonym ciśnieniem w tętnicy płucnej, co widać tutaj na ostatnim rysunku. Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać dobrą wiedzę na temat tego, jak stale monitorować i mierzyć ogólnoustrojowy oraz regionalny stan hemodynamiczny u nowonarodzonego prosięcia.Po opanowaniu tej techniki, przy prawidłowym przestrzeganiu procedury, można ją wykonać w 75 minut. W celu odpowiedzi na dodatkowe pytania, takie jak rola generowania wolnych rodników w niedotleniająco- Niedokrwiennym uszkodzeniu mózgu, można zastosować inne metody, np. rozmieszczenie czujników wolnych rodników w korze mózgowej.

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Model świnki noworodkowej asfiksji

encefalopatia niedotlenieniowo-niedokrwienna po uduszeniu okołoporodowym może być badana na modelach zwierzęcych. Przedstawiono procedury niezbędne do ustalenia modelu encefalopatii niedotlenieniowo-niedokrwiennej noworodków u prosiąt.

Model prosięcia encefalopatii niedotlenieniowo-niedokrwiennej noworodków

Wykorzystanie modelu prosiąt do badania neurotoksyczności rozwojowej wywołanej znieczuleniem (AIDN): podejście neurologiczne translacyjne

Inwazyjne oprzyrządowanie płodu jagniąt dostarcza dokładnych pomiarów fizjologicznych krążenia przejściowego w modelu, który ściśle naśladuje nowonarodzone niemowlę.

Model jagniąt z uduszeniem okołoporodowym: model resuscytacji noworodków

Ten model prosiąt obejmuje narzędzia chirurgiczne, uduszenie aż do zatrzymania krążenia, resuscytację i obserwację po resuscytacji. Model pozwala na wielokrotne pobieranie próbek na zwierzę, a dzięki zastosowaniu ciągłego inwazyjnego monitorowania ciśnienia tętniczego krwi, EKG i nieinwazyjnego monitorowania rzutu serca, dostarcza wiedzy na temat hemodynamiki i patofizjologii serca w asfiksji okołoporodowej i resuscytacji krążeniowo-oddechowej noworodków.

Model asfiksji okołoporodowej prosiąt do badania uszkodzenia serca i hemodynamiki po zatrzymaniu krążenia, resuscytacji i powrocie krążenia spontanicznego

Ten artykuł ma na celu dostarczenie badaczom szczegółowego i przystępnego przewodnika, jak skonfigurować model wstrząsu krwotocznego u niemowląt świń.

Opis modelu wstrząsu krwotocznego o kontrolowanej objętości u niemowląt świń

Protokół ten opisuje opracowanie modelu noworodkowego prosięta ostrego urazu płuc, który modeluje wczesne zdarzenia patogenne występujące w przedwczesnym płucu, w tym niewystarczającą ilość surfaktantu, hiperoksję, wentylację pod wysokim ciśnieniem oraz stan zapalny, aby ułatwić zrozumienie molekularnych czynników wyzwalających dysplazję oskrzelowo-monową oraz poprawić terapeutyczne tłumaczenie.

Opracowanie modelu ostrego uszkodzenia płuc u prosiatka noworodkowego, odtwarzającego wczesne środowisko przedwcześniackich płuc

Opracowaliśmy model dla świń do docelowego dostarczania środków farmakologicznych w przestrzeni osierdziowej/płynie. Stosując to podejście, można badać względne korzyści podawanych leków w przypadku indukowanego migotania przedsionków, względnych okresów refrakcji i/lub ochrony niedokrwiennej.

Badanie skuteczności środków farmakologicznych w docelowym modelu dostarczania osierdzia u świń

Ten artykuł opisuje metodę generowania powtarzalnego uszkodzenia kompresyjnego rdzenia kręgowego (SCI) u noworodka myszy. Model ten stanowi korzystną platformę do badania mechanizmów plastyczności adaptacyjnej, które leżą u podstaw spontanicznej odbudowy funkcjonalnej.

Model urazu kompresyjnego rdzenia kręgowego u noworodków myszy

Ten protokół opisuje wysoce powtarzalny model regeneracji serca poprzez chirurgiczną indukcję zawału mięśnia sercowego w lewej komorze myszy po urodzeniu 1. dnia. Metoda polega na indukcji znieczulenia hipotermicznego i podwiązaniu lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej.

Zawał mięśnia sercowego u nowonarodzonych myszy, model regeneracji serca

Celem tego protokołu jest zademonstrowanie umieszczenia urządzenia do opóźnionego zwężania (ameroid zwężającego) wokół tętnicy wieńcowej w modelu świni. To urządzenie tworzy niedokrwiony obszar serca, który jest przydatny do badania nowych technik obrazowania diagnostycznego i nowych metod leczenia.

Model przewlekłego niedokrwienia serca u świń przy użyciu zwężacza ameroidowego

Poznaj metodę badania zmian hemodynamicznych podczas zamartwicy noworodków u prosiąt. Model ten symuluje kliniczne scenariusze asfiksji i reoksigenacji, dostarczając cennych danych translacyjnych dla terapii noworodkowej.

Model niedotlenienia okołoporodowego u świń

Przeglądaj więcej filmów