Name: Chirurgiczne wszczepianie przewlekłych elektrod nerwowych do rejestracji aktywności pojedynczej jednostki i sygnałów elektrokortykograficznych (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-02-24T12:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 26 s
Description: Naucz się technik wszczepiania przewlekłych elektrod nerwowych u gryzoni w celu rejestracji aktywności pojedynczych neuronów i potencjałów lokalnych. Metoda ta umożliwia badanie zwierząt w stanie czuwania bez wpływu narkozy.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Praca ta została sfinansowana przez Center for Neural Communication Technology (CNCT), centrum zasobów P41 finansowane przez National Institute of Biomedical Imaging and Bioengineering (NIBIB, P41 EB002030) i wspierane przez National Institutes of Health (NIH). Autorzy pragną podziękować Rio Vetterowi z NeuroNexus Technologies za opracowanie technik chirurgicznych oraz Parasowi Patelowi z University of Michigan za sporządzenie listy sprzętu wykorzystanego podczas operacji.

1. Procedury przedimplantacyjne (wspólne)
<ol>
 <li>Wygolić górną część głowy zwierzęcia, od przestrzeni między oczami aż do miejsca za uszami. Do golenia głowy należy użyć elektrycznej maszynki do strzyżenia. Głowę należy najpierw przemyć alkoholem izopropylowym, a następnie betadyną (powtórzyć 3x). Nałożyć lubrykant do oczu.</li>
 <li>Zamocować zwierzę w prętach usznych stereotaktycznych. Nakierować stałą końcówkę prawego pręta stereotaktycznego do przewodu słuchowego prawego ucha zwierzęcia, przesuwając głowę na bok w kierunku przewodu. Należy zachować szczególną ostrożność, aby upewnić się, że końcówka każdego pręta usznego jest prawidłowo umieszczona w przewodzie słuchowym zewnętrznym. Następnie wsunąć poluzowany lewy pręt uszny do przewodu słuchowego i przyłożyć lekki nacisk do wewnątrz. Chwycić nos zwierzęcia i energicznie poruszać nim w przód i w tył. Jeśli zwierzę zostało zamocowane prawidłowo, głowa powinna być stabilnie unieruchomiona.</li>
</ol>
2. Operacja przedimplantacyjna (ogólna)
<ol>
 <li>Za pomocą precyzyjnych nożyczek wyciąć dwa półkola od linii środkowej na zewnątrz, częściowo usuwając skórę głowy.</li>
 <li>Zeskrobać i usunąć tkankę łączną okostnej przylegającą do kości. Skrobanie tępą krawędzią, np. grzbietem ostrza skalpela lub końcówką sterylnego patyczka bawełnianego, zminimalizuje krwawienie, ponieważ naczynia włosowate zostaną zmiażdżone, a nie przecięte. Krwawienie z kości należy opanować za pomocą wosku kostnego lub kauteryzatora.</li>
 <li>Zdezynfekować i oczyścić powierzchnię kości za pomocą nadtlenku wodoru. Osuszyć kość, aby szwy czaszkowe były bardziej widoczne. Należy wyznaczyć punkty Bregma i Lambda i wykorzystać je do wypoziomowania głowy. Miejsce kraniotomii i implantacji elektrody należy odmierzyć względem punktu Bregma; można je tymczasowo zaznaczyć pisakiem lub poprzez płytkie nawiercenie powierzchni. Lokalizacja kraniotomii zależy od celów eksperymentalnych badania (np. eksperymenty motoryczne lub sensoryczne) 1.</li>
 <li>Nawiercić otwory w kości i umieścić śruby uziemiające oraz stabilizujące. Zawsze należy używać śrub ze stali nierdzewnej lub tytanu. Zaleca się stosowanie małych śrub jubilerskich (na przykład #2-56 lub #00-80) z jak największą liczbą zwojów na cal.</li>
</ol>
3. Procedury implantacji elektrod krzemowych
<ol>
 <li>Wykonaj kraniotomię po wszczepieniu śrub. Wywierć cztery płytkie otwory prowadzące w narożnikach obszaru kraniotomii. Wykorzystując otwory prowadzące jako wyznacznik, wywierć obwód kraniotomii. Usuń centralną masę kości, która nie została wywiercona, używając mocnych kleszczyków. Krawędź otwartej kraniotomii może wymagać oczyszczenia poprzez dalsze wiercenie. Cienkie fragmenty kości można odciąć kleszczykami kostnymi (mikrorongeurami). Zaplanuj operację ostrożnie, aby uniknąć uszkodzenia głównych naczyń krwionośnych, takich jak zatoka strzałkowa, która może znajdować się w odległości do 0,5 mm od linii środkowej szwu podłużnego 1. Przebicie zatoki strzałkowej może spowodować masywny krwotok. Odsłoniętą oponę twardą należy utrzymywać w stanie nawilżonym za pomocą aCSF lub soli fizjologicznej.</li>
 <li>Aby przebić oponę twardą, należy przygotować mały haczyk z jałowej igły hipodermicznej o małym rozmiarze (np. &lt; 28 G). Przycisnąć ścięty koniec igły do twardej powierzchni (np. płaskiej części skalpela), lekko przechylając go, aby utworzyć zgięcie pod kątem 90 stopni w pobliżu ostrza. Użyć tego haczyka, aby uchwycić powierzchnię opony twardej i unieść ją do góry od powierzchni mózgu. Oponę twardą można przeciąć mikronożyczkami lub przerwać za pomocą ruchów bocznych haczyka do opony. Należy uważać, aby podczas używania haczyka do opony nie uszkodzić naczyń krwionośnych na powierzchni mózgu. Po resekcji opony twardej powinien być zauważalny wyciek CSF oraz różnica w kolorze w stosunku do powierzchni opony.</li>
 <li>Ostrożnie przymocuj przewód uziemiający elektrody silikonowej wokół podstawy śruby uziemiającej i utrwal go cementem stomatologicznym. Elektrody silikonowe należy umieścić ostrożnie w taki sposób, aby przewody kablowe elektrod tworzyły łuk nad kraniotomią.</li>
 <li>Implanty zostaną umieszczone przy użyciu liniowego siłownika silnikowego zamontowanego na aparacie stereotaktycznym. Aby przymocować elektrodę do urządzenia wprowadzającego, glikol polietylenowy (PEG) należy podgrzać lutownicą i nanieść na pręt wprowadzający oraz elektrodę rejestrującą.</li>
 <li>Po zabezpieczeniu elektrody, ręcznie opuść jej końcówkę do pożądanej lokalizacji stereotaktycznej na powierzchni mózgu.</li>
 <li>Korzystając z interfejsu oprogramowania siłownika liniowego, wprowadź elektrodę na pożądaną głębokość w tkance mózgowej.</li>
 <li>Zabezpiecz elektrodę rejestrującą w mózgu, przymocowując PEG z sąsiedniej śruby do kabla elektrody. Teraz można oddzielić elektrodę od urządzenia wprowadzającego, dodając sól fizjologiczną w celu rozpuszczenia wiązania PEG. Unieś urządzenie wprowadzające znad kraniotomii i powtórz czynność dla każdej elektrody.</li>
 <li>Przykryj odsłoniętą kraniotomię Gelfoam nasączonym solą fizjologiczną. Następnie należy użyć polimeru silikonowego, aby pokryć kabel elektrody i chronić go przed akrylem stomatologicznym. Ustaw złącze w końcowej lokalizacji, a następnie nałóż akryl stomatologiczny, aby stworzyć wytrzymałą czapeczkę (headcap).</li>
</ol>
4. Procedury implantacji elektrod MicroECoG
<ol>
 <li>Implantacja elektrody microECoG wymaga wykonania nieco większej kraniotomii. Dla urządzenia o wymiarach 5 x 5 mm należy wykonać kraniotomię o wymiarach 6 x 6 mm. Przed wywierceniem otworu kraniotomii, na obrzeżach miejsca zabiegu, gdy jest ono jeszcze suche i nie ma ryzyka kontaktu z oponą twardą lub miękką, nakłada się utwardzalny promieniami UV akryl dentystyczny.</li>
 <li>Do usunięcia powierzchni kości w ogólnym kształcie planowanej kraniotomii używa się sterylnego wiertła chirurgicznego z frezem #107. Następnie można użyć mniejszego frezu #106, aby wywiercić resztę kości do poziomu cienkiej, przezroczystej warstwy. Pozostały fragment kości można następnie usunąć kleszczykami kostnymi. Elektroda microECoG może być implantowana znad twardówki (epiduralnie) lub pod twardówkę (subduralnie). Ponownie należy dbać o to, aby opona twarda była dobrze nawilżona sztucznym CSF lub solą fizjologiczną.</li>
 <li>Aby zaimplantować microECoG, należy umieścić ramię stereotaktyczne nad otwartą czaszką i przymocować elektrodę do ramienia za pomocą sterylnej taśmy. Elektroda może teraz zostać opuszczona do otworu kraniotomii. Należy upewnić się, że miejsca pomiarowe elektrody są skierowane w dół i będą miały kontakt z powierzchnią opony twardej lub miękkiej. Jeśli tkanka pozostanie wilgotna, elektroda powinna gładko osunąć się na tkankę i pozostać na swoim miejscu.</li>
 <li>Przewód uziemiający łączy się ze śrubą uziemiającą, owijając go co najmniej trzy razy wokół niej. Śrubą uziemiającą może być dowolna śruba, która miała kontakt z oponą twardą. Przewód referencyjny można w ten sam sposób przymocować do śruby referencyjnej.</li>
 <li>Małe kawałki Gelfoamu nasączonego solą fizjologiczną należy umieścić wokół elektrody w miejscach, gdzie odsłonięta jest opona twarda lub miękka. Niewielka ilość Gelfoamu nasączonego solą fizjologiczną powinna również zakrywać górną część cienkowarstwowej elektrody. Na wierzchu Gelfoamu można nałożyć utwardzalny promieniami UV akryl dentystyczny, aby stworzyć stabilną czapeczkę głowową. Akryl nakłada się bezpośrednio na izolację cienkowarstwowego kabla, aż do osiągnięcia złącza. Należy uważać, aby nie zakryć obszaru poniżej dolnej krawędzi nasadki złącza.</li>
 <li>Alternatywnie, po implantacji microECoG opisanej w punkcie 4.3, można niezwłocznie przystąpić do implantacji krzemowego macierzy mikroelektrod (kroki 3.2-3.6) poprzez małe otwory wykonane w podłożu microECoG. Pozwala to na jednoczesną rejestrację zarówno pojedynczych jednostek na różnych głębokościach, jak i wysokorozdzielczych potencjałów polowych z otaczającej powierzchni mózgu.</li>
</ol>
5. Rekonwalescencja pooperacyjna
<ol>
 <li>Po całkowitym utwardzeniu cementu ściśle zaszyj skórę wokół nakładki na głowę i wyjmij zwierzę z aparatu stereotaktycznego.</li>
 <li>Obficie zastosuj proszek antyseptyczny lub maść antybiotykową wokół rany. W przypadku krwawienia z uszu, wprowadź antybiotyk głęboko do kanału słuchowego.</li>
 <li>Zapewnij zwierzęciu ciepło, ponieważ barbiturany upośledzają zdolność do utrzymania temperatury ciała. Każde zwierzę z implantem przewlekłym umieść w oddzielnej klatce. Pełna rekonwalescencja zwierzęcia po zabiegu chirurgicznym trwa zazwyczaj od czterech do siedmiu dni.</li>
</ol>
6. Reprezentatywne wyniki
Pomyślnie przeprowadzona operacja implantacji elektrody krzemowej powinna skutkować uzyskaniem impedancji miejsc rejestracji w zakresie od 500kOhm do 2MOhm, a w przypadku elektrod cienkowarstwowych od 10kOhm do 50kOhm (przy 1kHz). Sygnał neuronalny można sprawdzić również bezpośrednio po operacji. Powinny być widoczne kolce (spikes) na implantowanych elektrodach oraz oscylacje wolnofalowe na powierzchniowej elektrodzie cienkowarstwowej (Rycina 1).
<img src="/files/ftp_upload/3565/3565fig1.jpg" alt="Kształty fal elektrofizjologicznych, schemat; przedstawia dane o aktywności mózgu, zawiera skale czasu i napięcia." data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1. Reprezentatywne wyniki aktywności pojedynczych jednostek i oscylacji ECoG. a) Dane szerokopasmowe z 6 jednocześnie rejestrowanych kanałów chronicznej elektrody krzemowej implantowanej w neocortex. Zauważalne jest, że kolce często występują w wielu miejscach rejestracji. b) Oscylacje ECoG z 6 kanałów 16-kanałowej cienkowarstwowej macierzy elektrod uECoG na powierzchni mózgu. Ze śladu każdego sygnału odjęto średnią ze wszystkich 16 sygnałów (referencja średniej wspólnej) i zastosowano cyfrowy filtr dolnoprzepustowy 500 Hz.

<ol><li>Paxinos, G. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPaxinos%2C+GA+%22The+Rat+Brain+in+Stereotaxic+Coordinates%22">The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates</a>. , Sixth Edition, Academic Press. (2007).</li>
<li>Fujisawa, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavior-dependent+short-term+assembly+dynamics+in+the+medial+prefrontal+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Behavior-dependent short-term assembly dynamics in the medial prefrontal cortex.</a> Nat. Neurosci. 11 (7), 823-833 (2008).</li>
<li>Merrill, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+stimulation+of+excitable+tissue%3A+design+of+efficacious+and+safe+protocols%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Electrical stimulation of excitable tissue: design of efficacious and safe protocols.</a> J. Neurosci. Methods. 141, 171-171 (2005).</li>
<li>Gage, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Naive+coadaptive+cortical+control%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neural+Eng%22%5BJournal%5D)">Naive coadaptive cortical control.</a> J. Neural Eng. 2, 52-52 (2005).</li>
<li>Marzullo, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+Closed-Loop+Neural+Interface+Technology+in+a+Rat+Model%3A+Combining+Motor+Cortex+Operant+Conditioning+With+Visual+Cortex+Microstimulation%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Trans.+Neur.+Sys.+and+Rehab.+Eng%22%5BJournal%5D)">Development of Closed-Loop Neural Interface Technology in a Rat Model: Combining Motor Cortex Operant Conditioning With Visual Cortex Microstimulation.</a> IEEE Trans. Neur. Sys. and Rehab. Eng. 18 (2), 117-126 (2010).</li>
<li>Maynard, E. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Utah+intracortical+electrode+array%3A+a+recording+structure+for+potential+brain-computer+interfaces%5BTitle%5D)+AND+%22Electroencephalogr.+Clin.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">The Utah intracortical electrode array: a recording structure for potential brain-computer interfaces.</a> Electroencephalogr. Clin. Neurophysiol. 102, 228-239 (1997).</li>
<li>Kipke, D. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Silicon-substrate+intracortical+microelectrode+arrays+for+long-term+recording+of+neuronal+spike+activity+in+cerebral+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Trans.+Neural+Syst.+Rehab.+Eng%22%5BJournal%5D)">Silicon-substrate intracortical microelectrode arrays for long-term recording of neuronal spike activity in cerebral cortex.</a> IEEE Trans. Neural Syst. Rehab. Eng. 11 (2), 151-155 (2003).</li>
<li>Vetter, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+neural+recording+using+silicon-substrate+microelectrode+arrays+implanted+in+cerebral+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Trans.+Biomed.+Eng%22%5BJournal%5D)">Chronic neural recording using silicon-substrate microelectrode arrays implanted in cerebral cortex.</a> IEEE Trans. Biomed. Eng. 51 (6), 896-904 (2004).</li>
</ol>

DRK jest współwłaścicielem firmy NeuroNexus Technologies.

Obserwuje się rosnące zainteresowanie wykorzystaniem wewnątrzkorowych i powierzchniowych wielokanałowych interfejsów rejestrujących do badania funkcji mózgu 2, dostarczania mikrostymulacji 3 lub sygnałów sterujących dla systemów neuroprotetycznych 4,5. Metody przedstawione w tym filmie demonstrują sposób implantacji chronicznych penetrujących i powierzchniowych systemów elektrod. Choć istnieją inne krzemowe chroniczne systemy elektrod 6, skupiliśmy się na implantacji elektrod płaskich opracowanych przez NeuroNexus Technologies 7,8. Techniki implantacji innych systemów elektrod będą się znacznie różnić.
Spośród opisanych etapów chirurgicznych, unieruchomienie zwierzęcia w stereotaktycznych uchwytach usznych może być najtrudniejszym i najważniejszym krokiem w określaniu dokładności umiejscowienia implantowanych elektrod. Należy zatem zachować szczególną ostrożność, aby upewnić się, że końcówka każdego uchwytu usznego jest prawidłowo umieszczona w przewodzie słuchowym. Po upewnieniu się, że końcówka uchwytu znajduje się w przewodzie słuchowym prawego ucha zwierzęcia, zwolnij zacisk na szyi zwierzęcia prawą ręką, podczas gdy kciuk i palec wskazujący lewej ręki powinny nadal podtrzymywać głowę i dociskać ją do końcówki uchwytu usznego. Prawą ręką wsuń poluzowany lewy uchwyt uszny do kanału słuchowego, wywierając lekki nacisk do wewnątrz. Przesuwaj lewą stronę głowy zwierzęcia w dół, do przodu i we wszystkich kierunkach, aż poczujesz, że końcówka lewego uchwytu usznego wsunęła się do przewodu słuchowego. Prawą ręką kontynuuj wywieranie nacisku na lewy uchwyt uszny. Zwolnij głowę zwierzęcia i, używając teraz wolnej lewej ręki, dokręć śrubę mocującą lewego uchwytu usznego.

<table><tbody><tr><td>Śruba kostna - #2-56 x 3/16, z łbem panhead na krzyżak, stal nierdzewna 18-8 S/S</td><td>BoltDepot</td><td>7650</td><td> </td></tr><tr><td>Śruba kostna – #2-56 x 1/8, łeb pan phillips, stal nierdzewna 18-8</td><td>BoltDepot</td><td>9617</td><td> </td></tr><tr><td>Duża butla z tlenem – rozmiar K</td><td>Gazy kriogeniczne</td><td>OXKME</td><td> </td></tr><tr><td>Mała butla tlenowa – rozmiar E</td><td>Gazy kriogeniczne</td><td>OXYE-AL</td><td> </td></tr><tr><td>Nożyczki sprężynowe Vannasa-Tubingen – ostrze 2,5 mm, kątowe</td><td>Fine Science Tools</td><td>15002-08</td><td> </td></tr><tr><td>Pinceta Dumont nr 5, Teflon</td><td>Fine Science Tools</td><td>11626-11</td><td> </td></tr><tr><td>Pinceta Dumont #5, Dumostar</td><td>Fine Science Tools</td><td>11295-10</td><td> </td></tr><tr><td>Nożyczki sprężynowe Vannasa dla studentów </td><td>Fine Science Tools</td><td>91500-09</td><td> </td></tr><tr><td>Pinceta Adsona</td><td>Fine Science Tools</td><td>11006-12</td><td> </td></tr><tr><td>Krzywa rurka Friedmana-Pearsona</td><td>Fine Science Tools</td><td>16221-14</td><td> </td></tr><tr><td>Nożyczki irydologiczne - ToughCut</td><td>Fine Science Tools</td><td>14058-11</td><td> </td></tr><tr><td>Nożyczki sprężynowe Vannasa-Tubingena - ostrza 5 mm, proste</td><td>Fine Science Tools</td><td>15003-08</td><td> </td></tr><tr><td> Rękojeść skalpela</td><td>Fine Science Tools</td><td>10003-12</td><td> </td></tr><tr><td> Plastikowy pojemnik do sterylizacji</td><td>Fine Science Tools</td><td>20810-02</td><td> </td></tr><tr><td>Linijka ze stali nierdzewnej</td><td>Fine Science Tools</td><td>30086-15</td><td> </td></tr><tr><td>Sonda &amp;Szpatułka prosta, 14 cm</td><td>Fine Science Tools</td><td>10090-13</td><td> </td></tr><tr><td>Kleszczyki hemostatyczne proste</td><td>Fine Science Tools</td><td>13002-10</td><td> </td></tr><tr><td>Zakleszczka hemostatyczna zakrzywiona</td><td>Fine Science Tools</td><td>13003-10</td><td> </td></tr><tr><td>Stalowe wiertła mikro – 0,7 mm</td><td>Fine Science Tools</td><td>19008-07</td><td>Opakowanie po 10 szt.</td></tr><tr><td>Wiertła stalowe z mikro wiertłami ze stali nierdzewnej – 0,5 mm</td><td>Fine Science Tools</td><td>19007-05</td><td>Opakowanie 10 szt.*</td></tr><tr><td>Samowiercące wkręty kostne – 1,17 mm (średnica) – 4,7 mm (długość)</td><td>Fine Science Tools</td><td>19010-00</td><td>Opakowanie 100 szt.</td></tr><tr><td>Sztuczne łzy</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9860842</td><td>Każdy</td></tr><tr><td>Betadine</td><td>Fisher Scientific</td><td>19-066452</td><td>Butelka</td></tr><tr><td>Filtry węglowe F-AIR</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9112250</td><td>Kanister</td></tr><tr><td>Patyczek aplikacyjny z bawełnianą końcówką, niejałowy</td><td>Usługi materiałowe</td><td>1104</td><td>10 opakowań/karton</td></tr><tr><td>Gaza 2&quot; x 2&quot; </td><td>Usługi materiałowe</td><td>1630</td><td>25 opakowań w opakowaniu zbiorczym</td></tr><tr><td>Końcówka igły, 23 GA x 1&quot; </td><td>Usługi Materiałowe</td><td>39412</td><td>Sprzedawane w opakowaniach zbiorczych</td></tr><tr><td>Końcówka igły, 27 GA x 1,25&quot; </td><td>Usługi Materiałowe</td><td>25251</td><td></td></tr><tr><td>Końcówka igły, 30 GA x 0,5&quot; </td><td>Usługi Materiałowe</td><td>22023</td><td>10 pudełek/opakowanie</td></tr><tr><td>Maść z potrójnym antybiotykiem 0,6 g</td><td>Usługi Materiałowe</td><td>2528</td><td></td></tr><tr><td>Woreczek, samouszczelniające woreczki do sterylizacji, 3,5&quot; x 8&quot;</td><td>Usługi materiałowe</td><td>1023</td><td>10 pudełek/opakowanie</td></tr><tr><td>Roztwór Ringera 1000 ml </td><td>Usługi Materiałowe</td><td>5263</td><td>12 woreczków/opakowanie</td></tr><tr><td>Jednorazowe sterylne ostrze skalpela nr 15</td><td>Usługi Materiałowe</td><td>1975</td><td>3 pudełka/opakowanie</td></tr><tr><td>Szew, nylon z igłą P-3, 5-0, 18 cali.</td><td>Usługi Materiałowe</td><td>4618</td><td>12/op.</td></tr><tr><td>Podkład chłonny, jednorazowy 23&quot; x 36&quot;</td><td>Usługi materiałowe</td><td>2545</td><td>15 opakowań/opakowanie zbiorcze</td></tr><tr><td>Lubrykant, żel chirurgiczny sterylny</td><td>Usługi Materiałowe</td><td>2538</td><td>12 pudełek/opakowanie zbiorcze</td></tr><tr><td>Wchłanialna pianka żelowa 2 cm x 6 cm x 7 mm</td><td>Usługi materiałowe</td><td>3107</td><td></td></tr><tr><td>Zestaw sześciu śrubokrętów do śrub imbusowych </td><td>National Jewelers Supplies</td><td>ETSCR98001</td><td></td></tr><tr><td>Klej Kwik Sil</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>KWIK-SIL</td><td></td></tr><tr><td>Probówki Kwik Sil</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>600009</td><td></td></tr><tr><td>Przewlekłe elektrody krzemowe z 16 do 64 kanałami</td><td>NeuroNexus Technologies</td><td>Zależy od konstrukcji sondy</td><td> </td></tr><tr><td>Przewlekłe cienkowarstwowe elektrody powierzchniowe (mikr&amp;#8211;(CoG) od 16 do 32 miejsc</td><td>NeuroNexus Technologies</td><td>Zależne od projektu sondy</td><td> </td></tr></tbody></table>

chirurgiczna implantacja chronicznych elektrod neuronowych do rejestracji aktywności pojedynczych jednostek i sygnałów elektrokortykograficznych

Surgical Implantation of Chronic Neural Electrodes for Recording Single Unit Activity and Electrocorticographic Signals

Sukces długoterminowych rejestracji elektrofizjologicznych często zależy od jakości operacji implantacji. Przedstawiamy tutaj przydatne informacje dla chirurgów uczących się procesu implantacji systemów elektrod. Demonstrujemy procedurę implantacji zarówno elektrody penetrującej, jak i powierzchniowej. Proces chirurgiczny został opisany od początku do końca, wraz ze szczegółowymi opisami każdego etapu procedury. Należy również zaznaczyć, że niniejszy przewodnik wideo koncentruje się na procedurach przeprowadzanych na modelach gryzoni oraz innych modelach małych zwierząt. Opisane procedury można zmodyfikować w celu zastosowania ich w innych modelach zwierzęcych.

Przedstawiamy przydatne informacje dla chirurgów uczących się procesu implantacji chronicznych elektrod do rejestracji sygnałów neuronalnych. Opisano techniki stosowane dla systemów elektrod penetrujących oraz powierzchniowych w modelu gryzoni.

Chirurgiczna implantacja chronicznych elektrod neuronowych do rejestracji aktywności pojedynczych jednostek i sygnałów elektrokortykograficznych

Sukces długoterminowych rejestracji elektrofizjologicznych często zależy od jakości zabiegu implantacji. W niniejszej pracy przedstawiamy przydatne informacje dotyczące...

Ogólnym celem tej procedury jest implantacja elektrody do chronicznych rejestracji elektrofizjologicznych. Jest to realizowane poprzez uprzednie znieczulenie i przygotowanie zwierzęcia do operacji. Po przygotowaniu wykonuje się cięcie wzdłuż linii środkowej i odsłania górną część czaszki.Następnie wiercone są kolejne otwory pod śruby i wykonuje się kraniotomię. Na koniec implantuje się elektrodę i tworzy ochronną nasadkę z akrylu dentystycznego. Po zakończeniu elektrody są podłączane do systemu akwizycji sygnałów, co umożliwia rejestrację sygnałów elektrofizjologicznych, w tym potencjałów czynnościowych i lokalnych potencjałów polowych.Główną zaletą chronicznych rejestracji elektrofizjologicznych jest możliwość badania zwierząt budzących się i wykazujących naturalne zachowania, bez konieczności stosowania znieczulenia. Dzięki temu można odpowiedzieć na kluczowe pytania z zakresu neuronauki, które są trudne do rozstrzygnięcia podczas zabiegów ostrych, takie jak kwestie uczenia się, pamięci, uwagi, podejmowania decyzji i wiele innych. Dzisiejsze zabiegi zostaną wykonane przez Sarah Nik i Colina Stetnera. Po wprowadzeniu zwierzęcia w chirurgiczną płaszczyznę znieczulenia, co potwierdzono brakiem odruchu bólowego podczas ucisku palca u nogi, należy przygotować zwierzę do operacji.Wygolić zwierzę od miejsca między oczami aż do obszaru za uszami, a następnie zastosować środek smarujący do oczu. Następnie trzykrotnie przemyć wygolony obszar, naprzemiennie stosując profil izopropylu, alkohol i Betadine. Podłączyć urządzenia pomiarowe i zamocować zwierzę w stereotaktycznych uchwytach usznych.Następnie ostrożnie umieść końcówki każdego uchwytu usznego w ATU słuchowym, najpierw przesuwając zwierzę, aby ustawić pierwszy uchwyt, a następnie stosując lekki nacisk do wewnątrz, aby skierować drugi uchwyt. Chwyć zwierzę za uszami i energicznie poruszaj nim w przód i w tył. Jeśli zwierzę zostało zamocowane prawidłowo, głowa powinna być sztywna i stabilna.Ponownie wysterylizuj głowę za pomocą skalpela, a następnie wykonaj nacięcie wzdłuż linii środkowej. Użyj klamer do odciągnięcia skóry, wykorzystując sterylne tampony. Usuń leżącą poniżej tkankę łączną przylegającą do kości.Końcówka wymazu może absorbować krew i minimalizować krwawienie. W tym momencie można zmienić położenie kleszczy, tak aby obejmowały tkanki pod skórą, a następnie zdezynfekować i oczyścić powierzchnię kości za pomocą nadtlenku wodoru. Następnie należy osuszyć kość za pomocą gazika; wykorzystując punkty BMA oraz lambda, stosuje się statyw stereotaktyczny w celu wyznaczenia miejsca wiercenia podczas kraniotomii.Powierzchnię należy zaznaczyć za pomocą pisaka lub płytkiego nawiercenia. Następnie w kości należy wywiercić otwory na śruby kotwiczące i rozmieścić śruby kotwiczące wokół obwodu, a śrubę uziemiającą umieścić za punktem Lambda. Obszar sąsiadujący z kraniotomią musi pozostać wolny od śrub.Po wszczepieniu śrub należy wykonać kraniotomię, zaczynając od wywiercenia czterech płytkich otworów prowadzących w narożnikach obszaru kraniotomii, a następnie wywiercenia obwodu kraniotomii. Jeśli to możliwe, należy unikać zatoki strzałkowej, ponieważ może to spowodować masywny krwotok. Następnie należy usunąć centralną część kości za pomocą mocnych kleszczyków i nawodnić odsłoniętą oponę twardą za pomocą sztucznego CSF lub soli fizjologicznej.Za pomocą małego haczyka wygiętego pod kątem 90 stopni, wykonanego z igły hipodermicznej o rozmiarze 28 G lub mniejszej, należy uchwycić oponę twardą, unikając uszkodzenia naczyń krwionośnych. Należy podciągnąć powierzchnię opony twardej, oddzielając ją od mózgu. Do usunięcia tkanki łącznej należy użyć mikronozyciórek.Po resekcji opony twardej nastąpi wyciek płynu mózgowo-rdzeniowego. Zamocuj liniowy siłownik elektryczny na aparacie stereotaksycznym. Ostrożnie przymocuj przewód uziemiający elektrody krzemowej wokół podstawy śruby uziemiającej.Elektrodę umieszcza się w taki sposób, aby kable znajdowały się nad otworem trepanacyjnym. Następnie elektrodę rejestrującą mocuje się do urządzenia wprowadzającego za pomocą podgrzanego PEG. Następnie ręcznie opuszcza się końcówkę elektrody do wyznaczonego miejsca stereotaksycznego na powierzchni mózgu.Za pomocą interfejsu oprogramowania siłownika liniowego wprowadź elektrodę na pożądaną głębokość w tkance mózgowej. Przymocuj kabel elektrody rejestrującej do mózgu, przytwierdzając go do sąsiedniej śruby za pomocą Quick Seal. Po zabezpieczeniu odłącz elektrodę od urządzenia wprowadzającego, rozpuszczając połączenie z PEG przy użyciu soli fizjologicznej.Wyjąć urządzenie do implantacji z mózgu. Po zakończeniu czynności przykryć odsłoniętą kraniotomię gąbką nasączoną solą fizjologiczną, pianką żelową lub żelem alginianowym, a następnie nałożyć polimer silikonowy, aby pokryć i zabezpieczyć każdy kabel elektrody. Nałożyć akryl w celu zabezpieczenia miejsca implantacji i pozostawić do utwardzenia.Następnie umieść konektor w docelowym miejscu i nałóż akryl dentystyczny, aby utworzyć wytrzymałą czapeczkę głowy. Pozostaw cement do utwardzenia. Następnie przejdź do sekcji zatytułowanej Rekonwalescencja pooperacyjna.W przypadku implantacji urządzenia o wymiarach 5 × 5 mm, należy przygotować kraniotomię o wymiarach 6 × 6 mm między punktami Lambda i Bgma, aby skrócić czas otwarcia otworu w czaszce i zachować jego czystość. Przed wierceniem należy nałożyć akryl dentystyczny utwardzany promieniami UV na suchy obwód czepka oraz miejsce kraniotomii. Następnie, przy użyciu wiertła nr 107, należy usunąć powierzchnię kości w ogólnym kształcie planowanej kraniotomii, aż do uzyskania cienkiej, przezroczystej warstwy, a następnie użyć wiertła nr 106.Aby zakończyć ścieńczenie krawędzi, usuń pozostały fragment kości za pomocą kleszczyków. Utrzymuj oponę twardą w stanie odpowiedniego nawodnienia, stosując sztuczny CSF lub nasączoną solą fizjologiczną gąbkę żelową. W przeciwnym razie elektroda nie wsunie się w tkankę.Za pomocą sterylnej taśmy przymocuj elektrodę mikro ECOG do ramienia stereotaktycznego nad odsłoniętą czaszką. Obniż elektrodę, upewniając się, że miejsca kontaktu elektrody są skierowane w dół, aby stykały się z oponą twardą lub powierzchniami kory.Następnie należy umieścić małe kawałki pianki żelowej nasączonej solą fizjologiczną wokół elektrody w miejscach, gdzie odsłonięta jest opona twarda lub tkanka, a także na górnej powierzchni elektrody cienkowarstwowej. Następnie należy ustabilizować czepek głowowy, nakładając utwardzany promieniami UV akryl dentystyczny na piankę żelową, aż do poziomu konektora. Należy uważać, aby nie zakryć konektora powyżej dolnej krawędzi czepka.Pozostaw śruby odsłonięte i dostępne dla przewodów. Gdy kapsuła będzie stabilna, przetnij taśmę i odsuń wieżę. Podłącz przewód uziemiający do dowolnej śruby stykającej się z oponą twardą, owijając go wokół tej śruby co najmniej trzy razy, nad i pod samym przewodem.Następnie podłącz drut referencyjny do kolejnej śruby w ten sam sposób. Na koniec zaślepka zostaje wykończona dodatkową warstwą akrylu. Po utwardzeniu cementu pole operacyjne będzie gotowe do zamknięcia.Aby rozpocząć rekonwalescencję pooperacyjną, wyjmij zwierzę z ramy. Utrzymuj zwierzę w cieple i zapewnij dodatkowy tlen, aż zwierzę będzie w stanie samodzielnie utrzymać prawidłowy poziom natlenienia. Każde zwierzę z implantem chronicznym umieść w oddzielnej klatce.Zazwyczaj zwierzę potrzebuje od czterech do siedmiu dni, aby całkowicie dojść do siebie po operacji. W przypadku udanego implantu impedancje mierzone przy częstotliwości 1 kHz bezpośrednio po operacji będą miały przewidywalne wartości. Sygnał neuronalny wykazuje kolce na implantowanych elektrodach oraz oscylacje fal wolnych na cienkowarstwowej elektrodzie powierzchniowej.Po obejrzeniu tego filmu powinieneś mieć dobrą wiedzę na temat przeprowadzania operacji przewlekłych wraz z praktycznym zastosowaniem. Powinieneś być w stanie wykonać tę procedurę w ciągu kilku godzin.

surgical-implantation-chronic-neural-electrodes-for-recording-single

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Chirurgiczne wszczepienie przewlekłych elektrod nerwowych w celu rejestracji aktywności pojedynczych jednostek i sygnałów elektrokortikograficznych

Ten film demonstruje protokół wszczepiania elektrod elektrokortykograficznych do kory mózgowej myszy w celu rejestrowania sygnałów elektrycznych w odpowiedzi na wirusy związane z adenowirusami, które atakują i manipulują ekspresją kofiliny.

Implantacja elektrod do kory myszy w celu zapisów elektrokortykograficznych

Ten film demonstruje metodę wszczepienia systemu elektrod na głowę znieczulonemu szczurowi w celu wykrywania napadów w czasie rzeczywistym. Zabieg polega na umieszczeniu elektrod stymulacyjnych i rejestrujących, zabezpieczeniu ich cementem dentystycznym oraz podłączeniu do wzmacniacza montowanego na głowie.

Implantacja systemu elektrod na głowie w modelu szczurzym w celu wykrywania napadów w czasie rzeczywistym

Różne powłoki elektrod wpływają na wydajność rejestracji neuronowej poprzez zmiany właściwości elektrochemicznych, chemicznych i mechanicznych. Porównanie elektrod in vitro jest stosunkowo proste, jednak porównanie odpowiedzi in vivo jest zwykle skomplikowane ze względu na różnice w odległości między elektrodami a neuronami oraz między zwierzętami. Ten artykuł zawiera solidną metodę porównywania elektrod do rejestracji neuronowej.

Metoda systematycznej oceny elektrochemicznej i elektrofizjologicznej elektrod rejestrujących działanie neuronów

Pacjenci z wszczepionymi elektrodami wewnątrzczaszkowymi dają unikalną możliwość rejestrowania danych neurologicznych z wielu obszarów mózgu, podczas gdy pacjent wykonuje zadania behawioralne.  W tym miejscu przedstawiamy metodę rejestracji pacjentów z implantami, która może być odtwarzalna w innych placówkach mających dostęp do tej populacji pacjentów.

Wykonywanie zadań behawioralnych u osób z elektrodami wewnątrzczaszkowymi

Zaprojektowaliśmy procedurę, w której utrwalone formaldehydem ludzkie zwłoki są używane do pomocy neurochirurgom w szkoleniu do wszczepiania układów mikroelektrod do kory nowej ludzkiego mózgu.

Szkolenie chirurgiczne w zakresie implantacji układów mikroelektrod kory nowej przy użyciu modelu zwłok ludzkich utrwalonych formaldehydem

Ten szczegółowy protokół opisuje umieszczanie elektrod stymulacji przezczaszkowej na kości skroniowej w celu zbadania krótko- i długoterminowych efektów przezczaszkowej stymulacji elektrycznej u swobodnie poruszających się szczurów.

Przewlekła przezczaszkowa stymulacja elektryczna i zapis wewnątrzkorowy u szczurów

Opracowaliśmy całokorową matrycę elektrokortykograficzną dla marmozety pospolitej, która nieprzerwanie pokrywa prawie całą boczną powierzchnię kory, od bieguna potylicznego do bieguna skroniowego i czołowego. Protokół ten opisuje przewlekłą procedurę implantacji matrycy w przestrzeni zewnątrzoponowej mózgu marmozety.

Przewlekła implantacja całej korowej matrycy elektrokortykograficznej u marmozety zwyczajnej

Opisana poniżej jest metoda implantacji wielu układów elektrod polimerowych w anatomicznie odległych obszarach mózgu w celu przewlekłego zapisu elektrofizjologicznego u swobodnie poruszających się szczurów. Przygotowanie i implantacja chirurgiczna są szczegółowo opisane, z naciskiem na zasady projektowania, które mają pomóc w adaptacji tych metod do stosowania u innych gatunków.

Przewlekła implantacja wielu elastycznych matryc elektrod polimerowych

Tutaj prezentujemy metodę długoterminowej oceny wydajności i bezpieczeństwa miękkich matryc elektrod podtwardówkowych w modelu minipig, opisując metodę i narzędzia chirurgiczne, pooperacyjny rezonans magnetyczny, elektrofizjologię kory słuchowej, właściwości elektrochemiczne implantu oraz immunochemię pośmiertną.

Implantacja matrycy podtwardówkowej miękkiej elektrokortykografii (ECoG) i długotrwała rejestracja kory mózgowej u świnek miniaturowych

Tutaj przedstawiamy lekki, opłacalny system implantacji sond dla przewlekłej elektrofizjologii u gryzoni, zoptymalizowany pod kątem łatwości użycia, odzyskiwania sondy, wszechstronności eksperymentalnej oraz zgodności z zachowaniem.

Implant DREAM: lekki, modułowy i opłacalny system implantów do przewlekłej elektrofizjologii u myszy zamocowanych na głowie i swobodnie zachowujących się

Naucz się technik wszczepiania przewlekłych elektrod nerwowych u gryzoni w celu rejestracji aktywności pojedynczych neuronów i potencjałów lokalnych. Metoda ta umożliwia badanie zwierząt w stanie czuwania bez wpływu narkozy.

Chirurgiczne wszczepianie przewlekłych elektrod nerwowych do rejestracji aktywności pojedynczej jednostki i sygnałów elektrokortykograficznych (Wideo) | JoVE Journal

Chirurgiczna implantacja chronicznych elektrod neuronowych do rejestracji aktywności pojedynczych jednostek i sygnałów elektrokortykograficznych

Przeglądaj więcej filmów