Name: Hodowla ludzkich nerwowych komórek progenitorowych w trójwymiarowym, samoorganizującym się hydrożelu peptydowym (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-01-11T12:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 1 s
Description: Poznaj metodę hodowli ludzkich komórek progenitorowych nerwowych w trójwymiarowym hydrożelu peptydowym. Technika umożliwia szybką analizę różnicowania neuronalnego i apoptozy za pomocą cytometrii przepływowej.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy pragną podziękować Normanowi Krügerowi za doskonałe wsparcie techniczne.

1. Część 1: Hodowla hNPC w PuraMatrix
<ol>
	<li>Przed wytworzeniem rusztowania z PuraMatrix o stężeniu 0,25% bez lamininy należy przygotować następujące roztwory</li>
	<li>Przygotować roztwór zawierający 20% sacharozy oraz roztwór zawierający 10% sacharozy rozpuszczonej w sterylnej wodzie destylowanej.</li>
	<li>W celu przygotowania roztworu 1 wymieszać 120 μl 20% roztworu sacharozy z 120 μl wody destylowanej w probówce stożkowej o pojemności 1,5 ml.</li>
	<li>W celu przygotowania roztworu 2 wymieszać 60 μl roztworu PuraMatrix z 60 μl 20% roztworu sacharozy w probówce stożkowej o pojemności 1,5 ml.</li>
</ol>
W celu przygotowania rusztowania z PuraMatrix o stężeniu 0,25% z dodatkiem lamininy (8 μg na 100 μl Matrix) należy przygotować następujące roztwory.
<ol class="lroman">
	<li>W celu przygotowania roztworu 1 zmieszaj 72 μl wody destylowanej z 120 μl 20% roztworu sacharozy oraz 48 μl lamininy w probówce stożkowej o pojemności 1,5 ml.</li>
	<li>W celu przygotowania roztworu 2 zmieszaj 60 μl roztworu PuraMatrix z 60 μl 20% roztworu sacharozy w probówce stożkowej o pojemności 1,5 ml.</li>
</ol>
<ol start="5">
	<li>W celu osadzenia komórek w PuraMatrix należy przygotować 4-dołkową płytkę hodowlano i umieścić sterylizowane szkiełka nakrywki (średnica 13 mm) w dwóch dołkach. Płytkę należy przechowywać w komorze z laminarnym przepływem powietrza do późniejszego użycia. Szkiełka nakrywki są wykorzystywane wyłącznie do badań immunocytochemicznych. Jeśli nie planuje się barwień immunocytochemicznych, ten krok można pominąć.</li>
</ol>
Aby przygotować hNPC do enkapsulacji w rusztowaniach 3D, należy sporządzić następujące roztwory. Rozcieńczyć Benzonazę w roztworze Trypsyny/EDTA, stosując czynnik rozcieńczenia 1:10.000. Aby uzyskać roztwór inhibitora trypsyny/Benzonazy, wymieszać: DMEM/F12 + Benzonaza 25U/μl + 1% HSA + inhibitor trypsyny (0,5mg/ml).
<ol start="6">
	<li>Odczep komórki, dodając 500 μl roztworu Trypsyny/Benzonukleazy, i inkubuj przez 5 min w inkubatorze (37°C, 5% CO2). Przerwij reakcję, dodając roztwór Inhibitora Trypsyny/Benzonukleazy. Następnie odwiruj odczepione komórki przez 5 min przy 3000 x g. Przemyj komórki 5 ml 10% roztworem sacharozy i ponownie odwiruj. Odlej naddatek.</li>
	<li>Resuspenduj komórki w 10% roztworze sacharozy; końcowy roztwór powinien zawierać 1x106 komórek/ml.</li>
</ol>
Kolejne kroki, od 1.8 do 1.11, należy przeprowadzić tak szybko, jak to możliwe, ze względu na niskie pH roztworu PuraMatrix, które może być szkodliwe dla komórek.
<ol start="8">
	<li>Wymieszaj 60 μl zawiesiny komórkowej z roztworem 1.</li>
	<li>Przenieś 120 μl roztworu 1 zawierającego komórki do probówki stożkowej z roztworem 2 i dokładnie wymieszaj.</li>
	<li>Nanieś niezwłocznie 100 μl mieszaniny na każde szkiełko nakrywki znajdujące się w płytce 4-dołkowej.</li>
	<li>Powoli dodaj 200 μl pożywki hodowlanej do każdego dołka, a po 2-3 minutach kolejne 200 μl. Zainicjuje to samoorganizację macierzy.</li>
	<li>Inkubuj komórki w temperaturze 37 °C przez 1h w komorze laminarnej na płytce grzewczej lub w ogrzewanej strefie komory. W miarę możliwości nie przesuwaj płytki, aby nie zakłócić procesu formowania się macierzy.</li>
	<li>Za pomocą pipety 1000 μl usuń większość pożywki, nie usuwając jej całkowicie, aby zapobiec wyschnięciu macierzy. Dodaj 500 μl pożywki, aby płukać macierze przez 10 min. Na koniec usuń pożywkę, dodaj 500 μl świeżej pożywki i umieść płytkę hodowlaną w inkubatorze (37°C, 5% CO2). Ponieważ macierze są wrażliwe na wstrząsy, płytki należy przesuwać jak najmniej i w miarę możliwości przechowywać w oddzielnym inkubatorze.</li>
	<li>Wykorzystane tutaj hNPC proliferowano przez 7 dni w rusztowaniach 3D, a różnicowanie zainicjowano poprzez usunięcie czynników wzrostu 13. Pożywkę wymieniano co 2-3 dni.</li>
</ol>
2. Część 2: Barwienie immunocytochemiczne całych macierzy
<ol>
	<li>Przed przystąpieniem do procedury barwienia należy przygotować: roztwór buforu blokującego składający się z 5% normalnego surowicy koziej i 0,3% Triton X-100 rozpuszczonego w PBS, 4% roztwór paraformaldehydu w 0,1 M PBS oraz, w razie potrzeby, roztwór 4',6-diamidyno-2-fenyloindolodihydrochlorku (DAPI) do barwienia jąder komórkowych, zawierający 100 ng DAPI/ml rozpuszczonego w PBS. Próbki zamontowano w mieszaninie Mowiol i DABCO.</li>
	<li>Aby wypłukać matryce, należy usunąć medium pipetą 1000 μl i wypłukać rusztowania PBS raz przez 5 minut.</li>
	<li>W celu utrwalenia rusztowań należy usunąć PBS i dodać 400 μl paraformaldehydu (4% w 0,1 M PBS) do każdej studzienki, a następnie inkubować matryce przez 30 minut w temperaturze pokojowej. Utrwalone rusztowania można przechowywać w PBS z dodatkiem 0,02% NaN3 w temperaturze 4°C przez kilka tygodni, a nawet kilka miesięcy.</li>
	<li>Przed barwieniem należy wypłukać rusztowania w PBS przez 5 minut.</li>
	<li>Inkubować rusztowania w roztworze buforu blokującego. Roztwór blokujący wymieniano trzykrotnie co 2-3 godziny, a następnie rusztowania inkubowano w roztworze blokującym przez noc w temperaturze 4°C.</li>
	<li>Usunąć bufor blokujący i dodać przeciwciało pierwszorzędowe rozpuszczone w PBS z dodatkiem 1% normalnej surowicy koziej, a następnie inkubować matryce przez noc w temperaturze 4°C.</li>
	<li>Usunąć roztwór przeciwciała pierwszorzędowego i wypłukać rusztowania 4 razy przez 2 h, a następnie przez noc w temperaturze 4°C w PBS.</li>
	<li>Usunąć PBS i dodać roztwór przeciwciała wtórnego, rozpuszczonego w PBS z dodatkiem 1% normalnej surowicy koziej, na 4 h w temperaturze pokojowej w ciemności.</li>
	<li>Wypłukać próbki w PBS 4-6 razy przez 1 h, a następnie przez noc w temperaturze 4°C w ciemności.</li>
	<li>W celu zabarwienia jąder komórkowych można dodać 400 μl roztworu DAPI na 30 min.</li>
	<li>Do montowania próbek potrzebne są szkiełka przedmiotowe. Nanieść 50 μl Mowiol/Dabco na szkiełka przedmiotowe. Zdjąć szkiełka zakrywające z płytki 4-studzienkowej i ostrożnie położyć je na medium montującym.</li>
	<li>W badaniu wykorzystano mikroskop Biozero 8000 (Keyence, Niemcy, Karlsruhe) do uzyskania pojedynczych mikrografii oraz stosów z-stack. Każdy stos zawiera 30 pojedynczych obrazów z odstępem 1-2 μm. Przy użyciu odpowiedniego oprogramowania analitycznego usunięto rozmycie charakterystyczne dla fluorescencji przed utworzeniem pełnych projekcji stosów z-stack.</li>
</ol>
3. Część 3: Uwalnianie hNPC z rusztowań do analizy metodą cytometrii przepływowej
<ol>
	<li>Przed uwolnieniem komórek z rusztowań należy przemyć rusztowania 500 μl HBSS.</li>
	<li>Przenieść rusztowania za pomocą pipety 1000 μl do probówki stożkowej o pojemności 15 ml zawierającej pożywkę do hodowli komórkowej.</li>
	<li>Aby mechanicznie rozbić rusztowania, należy kilkukrotnie resuspendować zawiesinę komórkową pipetą 1000 μl, a następnie odwirować roztwór przy 3000 x g przez 5 min.</li>
	<li>Usunąć nadsącz za pomocą pipety, dodać 500 μl roztworu Trypsyny/Benzonukleazy i kilkukrotnie resuspendować pellet komórkowy.</li>
	<li>Inkubować komórki przez 5 min w temperaturze 37°C w roztworze Trypsyny/Benzonukleazy. Aby zatrzymać reakcję, dodać 1 ml roztworu inhibitora trypsyny/Benzonukleazy i kilkukrotnie pipetować w górę i w dół.</li>
	<li>Odwirować zawiesinę komórkową przez 5 min przy 3000 x g, usunąć nadsącz i przemyć komórki 2 ml buforu HBSS. Powtórzyć ten krok dwukrotnie. Procedura ta pozwoli usunąć pozostałości macierzy.</li>
	<li>Przepuścić zawiesinę komórkową przez sitko komórkowe (rozmiar oczek 70 μm) w celu usunięcia agregatów i zebrać komórki w pożywce do hodowli komórkowej. Uzyskane komórki można ponownie wysiać, np. na szkiełka podstawowe do badań funkcjonalnych, takich jak patch-clamp lub pomiary fluorymetryczne. Aby przygotować komórki do cytometrii przepływowej, należy je natychmiast utrwalić (patrz 4.1).</li>
</ol>
4. Część 4: Ilościowe oznaczenie komórek pozytywnych pod kątem βIII-tubuliny za pomocą cytometrii przepływowej
<ol>
	<li>Utrwal uwolnione komórki otrzymane w kroku 3.7, stosując 1% PFA przez 15 min w temperaturze pokojowej.</li>
	<li>Odwiruj zawiesinę komórkową przez 5 min przy 3000 x g i usuń nadosad. W razie potrzeby komórki można przygotować do przechowywania w 4°C do późniejszej analizy; w tym celu resuspenduj komórki w buforze płuczącym (PBS uzupełniony o 0,5% BSA i 0,02% azotku sodu).</li>
	<li>Aby przejść do przygotowania do cytometrii przepływowej, odwiruj zawiesinę komórkową przez 10 min przy 350 x g, odlej nadosad i resuspenduj komórki w 25 μl roztworu przeciwciał. W tym celu pierwsze przeciwciało (np. βIII-tubulin) zmieszaj z buforem saponinowym w stosunku 1:100. Bufor saponinowy składa się z PBS z 0,5% saponiny, 0,5% BSA i 0,02% azotku sodu.</li>
	<li>Inkubuj zawiesinę komórkową z pierwszym przeciwciałem przez 2 h w temperaturze pokojowej na wytrząsarce. Jako kontrolę negatywną przygotuj próbkę bez pierwszego przeciwciała.</li>
	<li>W pierwszym etapie płukania dodaj 300 μl buforu saponinowego bezpośrednio do komórek. Odwiruj zawiesinę komórkową przez 5 min przy 350 x g. W drugim etapie płukania odlej nadosad, dodaj 300 μl buforu i odwiruj zawiesinę komórkową przez 5 min przy 350 x g.</li>
	<li>Usuń nadosad i dodaj 25 μl roztworu zawierającego przeciwciało wtórne (np. Alexa Fluor 647, 1:1000, rozpuszczone w buforze saponinowym). Inkubuj komórki z przeciwciałem wtórnym przez 1 h w temperaturze pokojowej, w ciemności.</li>
	<li>W pierwszym etapie płukania dodaj 300 μl buforu saponinowego bezpośrednio do komórek. Odwiruj zawiesinę komórkową przez 5 min przy 350 x g. W drugim etapie płukania odlej nadosad, dodaj 300 μl buforu i odwiruj zawiesinę komórkową przez 5 min przy 350 x g.</li>
	<li>Odlej nadosad i resuspenduj komórki w 500 μl buforu płuczącego do analizy cytometrycznej.</li>
</ol>
5. Reprezentatywne wyniki
Przykład hNPCs hodowanych w samoorganizującym się rusztowaniu hydrożelowym PuraMatrix przedstawiono na rysunku 1. hNPCs rosną w strukturach przypominających sfery w niezmodyfikowanym PM. W tych warunkach hodowli komórki są trudne do rozpoznania w świetle przechodzącym, choć widoczne są wiązki wypustek pomiędzy sferami (rys. 1A). W zależności od warunków hodowli zastosowanego typu komórek, matrycę można modyfikować, np. poprzez dodanie lamininy. Dla linii komórkowej hNPC ReNcell VM (Millipore) laminina jest niezbędna do indukowania wzorca wzrostu z mniej gęstymi agregatami i bardziej jednorodnym rozkładem komórek (rys. 1B). Niezależnie od modyfikacji, matryca może być wykorzystywana do badania m.in. różnicowania neuronalnego. Rysunek 1C przedstawia barwienie hNPCs na marker neuronalny βIII-tubulinę. W tym przykładzie komórki hodowano przez 7 dni w matrycy, a następnie różnicowano przez 4 dni, przy czym różnicowanie indukowano poprzez usunięcie czynników wzrostu EGF i bFGF.13 Łatwo można rozpoznać ciała komórek oraz gęstą sieć wypustek zbudowaną przez komórki. Jest jednak oczywiste, że kwantyfikacja liczby komórek jest czasochłonna, ponieważ w celu uzyskania wiarygodnej bazy danych do analizy statystycznej należy przeanalizować dużą liczbę zdjęć z różnych obszarów matrycy. Na rys. 1D widoczny jest przykład komórek uwolnionych z matrycy i następnie wysianych na szkiełka podstawowe. Komórki te mogą być wykorzystane do badań funkcjonalnych.
Uwolnienie komórek z rusztowań 3D umożliwia analizę różnych parametrów, takich jak ekspresja białek markerowych czy przeżywalność komórek za pomocą barwienia AnnexinV/PI lub testu TUNEL. Rysunek 2 przedstawia przykład analizy cytometrycznej z przepływem komórek w celu określenia procentowej zawartości komórek βIII-tubulin+. Kontrolę negatywną (komórki nieoznaczone pod kątem βIII-tubuliny) przedstawiono na rysunku 2A. Kontrole te służą do wyznaczenia bramki dla późniejszej detekcji komórek βIII-tubulin+ (rys. 2B). Porównanie ręcznego liczenia komórek z analizą cytometryczną przedstawiono na rysunku 2C. Procent komórek βIII-tubulin+ określono poprzez zliczenie całkowitej liczby komórek (za pomocą barwienia jąder DAPI) oraz liczby komórek βIII-tubulin+ na zdjęciach fluorescencyjnych.
<img alt="Hodowle komórkowe pod mikroskopem: obrazy struktur komórkowych, sieci neuronalnych, barwienie fluorescencyjne." src="/files/ftp_upload/3830/3830fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1. hNPCs hodowane w samomontującym się hydrożelu peptydowym PuraMatrix. A) hNPCs enkapsulowane w PuraMatrix (PM) rosną w formie sferycznych, gęsto upakowanych struktur, w których średnica sfer może osiągać nawet kilkaset μm. Pomiędzy sferami można rozpoznać pęczki wypustek tworzone przez komórki (strzałki). B) Komórki enkapsulowane w PuraMatrix z dodatkiem lamininy (PML) rosną w strukturach o mniejszej gęstości, bardziej jednorodnie rozłożonych. W macierzy z dodatkiem lamininy można rozpoznać pojedyncze komórki w obszarach o mniejszej gęstości (strzałki), jednak ilościowe określenie liczby komórek jest trudne. C) hNPCs różnicowane przez 4 dni w PML wykazują ekspresję markerów neuronalnych, takich jak βIII-tubulin (kolor zielony). Aby ocenić odsetek komórek pozytywnych, należy wyznaczyć całkowitą liczbę komórek za pomocą barwienia jąder, np. DAPI (kolor niebieski). Mikrofotografia przedstawia pełną projekcję stosu z-stack zdjęć wykonanych za pomocą mikroskopu Biozero-8000. D) Komórki uwolnione z macierzy mogą zostać wysiane np. na szkiełka nakrywkowe do dalszych badań funkcjonalnych. Mikrofotografia przedstawia komórki hodowane przez 3d po procedurze uwalniania. Barwienie na βIII-tubulin (kolor czerwony) wykazuje morfologię porównywalną do komórek hodowanych w rusztowaniu 3D.
<img alt="Schematy cytometrii przepływowej (A, B) i wykres (C) przedstawiające różnicowanie komórek w kierunku βIII-tubuliny w czasie." src="/files/ftp_upload/3830/3830fig2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2. Analiza cytometrii przepływowej komórek uwolnionych z PuraMatrix. Aby uniknąć czasochłonnej kwantyfikacji mikrofotografii, zastosowano protokół uwalniania komórek hodowanych w PuraMatrix, co umożliwiło szybszą analizę za pomocą cytometrii przepływowej. A) Niefarbowane komórki posłużyły jako kontrola negatywna do ustawienia bramki (czarna ramka) dla późniejszej analizy m.in. komórek βIII-tubuliny. B) Do określenia procentowej zawartości komórek βIII-tubulin+ wykorzystano tę samą bramkę, którą ustawiono w kontroli negatywnej. Komórki pozytywne znajdują się w prawej części osi x, gdzie zaobserwowano również populację pośrednią (ramka kropkowana), reprezentującą najprawdopodobniej debris komórkowy. C) Porównanie liczby komórek policzonych ręcznie oraz za pomocą cytometrii przepływowej wykazało znacznie wyższy odsetek komórek pozytywnych, przy czym zależność liczby komórek βIII-tubulin+ od czasu była porównywalna, co wskazuje na wiarygodność protokołu cytometrii przepływowej.

<ol><li>Zhang, S., Gelain, F., Zhao, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Designer+self-assembling+peptide+nanofiber+scaffolds+for+3D+tissue+cell+cultures%5BTitle%5D)+AND+%22Semin.+Cancer.+Biol%22%5BJournal%5D)">Designer self-assembling peptide nanofiber scaffolds for 3D tissue cell cultures.</a> Semin. Cancer. Biol. 15, 413-420 (2005).</li>
<li>Gelain, F., Horii, A., Zhang, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Designer+self-assembling+peptide+scaffolds+for+3-d+tissue+cell+cultures+and+regenerative+medicine%5BTitle%5D)+AND+%22Macromol.+Biosci%22%5BJournal%5D)">Designer self-assembling peptide scaffolds for 3-d tissue cell cultures and regenerative medicine.</a> Macromol. Biosci. 7, 544-551 (2007).</li>
<li>Blow, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+Culture%3A+building+a+better+matrix%5BTitle%5D)+AND+%22Nature.+Methods%22%5BJournal%5D)">Cell Culture: building a better matrix.</a> Nature. Methods. 6 (8), 619-622 (2009).</li>
<li>Hauser, C. A., Zhang, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Designer+self-assembling+peptide+nanofiber+biological+materials%5BTitle%5D)+AND+%22Chem.+Soc.+Rev%22%5BJournal%5D)">Designer self-assembling peptide nanofiber biological materials.</a> Chem. Soc. Rev. 39, 2780-2790 (2010).</li>
<li>Teng, Y. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+recovery+following+traumatic+spinal+cord+injury+mediated+by+a+unique+polymer+scaffold+seeded+with+neural+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.+S.+A%22%5BJournal%5D)">Functional recovery following traumatic spinal cord injury mediated by a unique polymer scaffold seeded with neural stem cells.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 99, 3024-3029 (2002).</li>
<li>Silva, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+differentiation+of+neural+progenitor+cells+by+high-epitope+density+nanofibers%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Selective differentiation of neural progenitor cells by high-epitope density nanofibers.</a> Science. 303, 1352-1355 (2004).</li>
<li>Gelain, F., Bottai, D., Vescovi, A., Zhang, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Designer+self-assembling+peptide+nanofiber+scaffolds+for+adult+mouse+neural+stem+cell+3-dimensional+cultures%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS.+ONE%22%5BJournal%5D)">Designer self-assembling peptide nanofiber scaffolds for adult mouse neural stem cell 3-dimensional cultures.</a> PLoS. ONE. 1, e119-e119 (2006).</li>
<li>Taraballi, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glycine-spacers+influence+functional+motifs+exposure+and+self-assembling+propensity+of+functionalized+substrates+tailored+for+neural+stem+cell+cultures%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Neuroengineering%22%5BJournal%5D)">Glycine-spacers influence functional motifs exposure and self-assembling propensity of functionalized substrates tailored for neural stem cell cultures.</a> Front Neuroengineering. 3, 1-1 (2010).</li>
<li>Zhang, S., Holmes, T., Lockshin, C., Rich, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spontaneous+assembly+of+a+self-complementary+oligopeptide+to+form+a+stable+macroscopic+membrane%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.+S.+A%22%5BJournal%5D)">Spontaneous assembly of a self-complementary oligopeptide to form a stable macroscopic membrane.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 90, 3334-3338 (1993).</li>
<li>Zhang, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Self-complementary+oligopeptide+matrices+support+mammalian+cell+attachment%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Self-complementary oligopeptide matrices support mammalian cell attachment.</a> Biomaterials. 16, 1385-1393 (1995).</li>
<li>Horii, A., Wang, X., Gelain, F., Zhang, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biological+designer+self-assembling+peptide+nanofiber+scaffolds+significantly+enhance+osteoblast+proliferation%2C+differentiation+and+3-D+migration%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS.+ONE%22%5BJournal%5D)">Biological designer self-assembling peptide nanofiber scaffolds significantly enhance osteoblast proliferation, differentiation and 3-D migration.</a> PLoS. ONE. 2, e190-e190 (2007).</li>
<li>Thonhoff, J. R., Lou, D. I., Jordan, P. M., Zhao, X., Wu, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Compatibility+of+human+fetal+neural+stem+cells+with+hydrogel+biomaterials+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Brain.+Res%22%5BJournal%5D)">Compatibility of human fetal neural stem cells with hydrogel biomaterials in vitro.</a> Brain. Res. 1187, 42-51 (2008).</li>
<li>Ortinau, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+3D-scaffold+formation+on+differentiation+and+survival+in+human+neural+progenitor+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Biomed.+Eng.+Online%22%5BJournal%5D)">Effect of 3D-scaffold formation on differentiation and survival in human neural progenitor cells.</a> Biomed. Eng. Online. 9, 70-70 (2010).</li>
<li>Abu-Yousif, A. O., Rizvi, I., Evans, C. L., Celli, J. P., Hasan, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((PuraMatrix+Encapsulation+of+Cancer+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">PuraMatrix Encapsulation of Cancer Cells.</a> J. Vis. Exp. (34), e1692-e1692 (2009).</li>
<li>Morgan, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protection+of+neurons+derived+from+human+neural+progenitor+cells+by+veratridine%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroreport%22%5BJournal%5D)">Protection of neurons derived from human neural progenitor cells by veratridine.</a> Neuroreport. 20, 1225-1229 (2009).</li>
<li>Giese, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Erythropoietin+and+the+effect+of+oxygen+during+proliferation+and+differentiation+of+human+neural+progenitor+cells%5BTitle%5D)+AND+%22BMC.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Erythropoietin and the effect of oxygen during proliferation and differentiation of human neural progenitor cells.</a> BMC. Cell Biol. 11, 94-94 (2010).</li>
<li>Schmöle, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+indolylmaleimide+acts+as+GSK-3beta+inhibitor+in+human+neural+progenitor+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Bioorg.+Med.+Chem%22%5BJournal%5D)">Novel indolylmaleimide acts as GSK-3beta inhibitor in human neural progenitor cells.</a> Bioorg. Med. Chem. 18, 6785-6795 (2010).</li>
<li>PuraMatrix, B. D. Peptide Hydrogel. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPuraMatrix%2C+BD+%22Guidelines+for+Use%22">Guidelines for Use</a>. Catalog No 354250, BD. (2006).</li>
</ol>

Nie zadeklarowano żadnych konfliktów interesów.

Zastosowanie rusztowań 3D daje możliwość badania rozwoju różnych typów komórek w warunkach hodowli komórkowej bardziej zbliżonych do warunków in vivo. Jednakże w przypadku analizy m.in. różnicowania neuronalnego lub badań funkcjonalnych należy pokonać pewne przeszkody, aby uzyskać wiarygodne dane, np. do kwantyfikacji typów komórek.
W niniejszej pracy opisano hodowlę hNPC w rusztowaniu opartym na hydrożelu peptydowym PuraMatrix oraz późniejsze uwalnianie komórek do badań w układzie 2D...

<table><tbody><tr><td>hydrożel peptydowy PuraMatrix </td><td>BD Biosciences</td><td>354250</td><td></td></tr><tr><td>Laminina I mysia</td><td>Cultrex</td><td>400-2009090</td><td></td></tr><tr><td>Sacharoza</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S9378-1KG</td><td></td></tr><tr><td>Normalne surowica kozia</td><td>Dako</td><td>X0907</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Carl Roth GmbH</td><td>3051.3</td><td></td></tr><tr><td>bufor PBS Dulbecco</td><td>Biochrom AG</td><td>L 1825</td><td></td></tr><tr><td>HBSS</td><td>GIBCO, by Life Technologies</td><td>14170-088</td><td>Hanks&amp;rsquo; Zrównoważony roztwór soli 1X</td></tr><tr><td>&amp;#946;przeciwciało przeciwko III-tubulinie</td><td>Santa Cruz Biotechnology, Inc.</td><td>Sc-51670</td><td>mysi, monoklonalny, 1:500</td></tr><tr><td>Alexa Fluor 488</td><td>Invitrogen</td><td>A 11029</td><td>Koza &amp;alpha; mysz, 1:1000</td></tr><tr><td>Alexa Fluor 568</td><td>Invitrogen</td><td>A 11031</td><td>Koza &amp;alpha; mysz, 1:1000</td></tr><tr><td>Alexa Fluor 647</td><td>Invitrogen</td><td>A 21235</td><td>Koza &amp;alpha; mysz, 1:1000</td></tr><tr><td>Odczynnik Mowiol 4-88</td><td>Calbiochem</td><td>475904</td><td></td></tr><tr><td>Dabco</td><td>Aldrich</td><td>D2,780-2</td><td>1,4-diazabicyklo[2.2.2]oktan 98%</td></tr><tr><td>Sito do komórek</td><td>BD Biosciences</td><td>352350</td><td>70 &amp;#x03BC;wielkość porów m</td></tr><tr><td>Saponina</td><td>Merck &amp;amp; Co., Inc.</td><td>7695</td><td></td></tr><tr><td>Trypsyna/EDTA</td><td>GIBCO, by Life Technologies</td><td>25300-054</td><td></td></tr><tr><td>Benzonaza 250 U/&amp;mu;l</td><td>Merck &amp;amp; Co., Inc.</td><td>1.01654.0001</td><td></td></tr><tr><td>Inhibitor trypsyny</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T6522 (500 mg)</td><td></td></tr><tr><td>20% HSA</td><td>Octapharma</td><td>Albumin ludzka Kabi 20%</td><td></td></tr></tbody></table>

hodowla ludzkich komórek progenitorowych neuronów w trójwymiarowym samoorganizującym się hydrożelu peptydowym

Cultivation of Human Neural Progenitor Cells in a 3-dimensional Self-assembling Peptide Hydrogel

Wpływ rusztowań trójwymiarowych (3D) na wzrost, proliferację i ostatecznie różnicowanie neuronalne jest przedmiotem dużego zainteresowania w celu znalezienia nowych metod standaryzowanych terapii opartych na komórkach w leczeniu schorzeń neurologicznych lub chorób neurodegeneracyjnych. Oczekuje się, że struktury 3D zapewnią środowisko znacznie bardziej zbliżone do warunków in vivo niż hodowle 2D. W kontekście medycyny regeneracyjnej połączenie rusztowań z biomateriałów z neuralnymi komórkami macierzystymi i progenitorowymi stanowi obiecujące narzędzie terapeutyczne.1-5 Wykazano, że systemy hodowlane emulujące środowisko trójwymiarowe wpływają na proliferację i różnicowanie różnych typów komórek macierzystych i progenitorowych. W tym przypadku formowanie i funkcjonalizacja mikrośrodowiska 3D są kluczowe dla określenia przeżywalności i dalszego losu osadzonych komórek.6-8 W niniejszej pracy zastosowano PuraMatrix9,10 (RADA16, PM), rusztowanie w postaci hydrożelu peptydowego, który jest dobrze opisany i wykorzystywany do badania wpływu środowiska 3D na różne typy komórek.7,11-14 PuraMatrix można łatwo modyfikować, a syntetyczne wytwarzanie nanowłókien zapewnia system hodowli 3D o wysokiej niezawodności, który dodatkowo jest wolny od komponentów pochodzenia zwierzęcego (xeno-free).
Niedawno zbadaliśmy wpływ stężenia PM na formowanie się rusztowania.13 W badaniu tym zastosowane stężenia PM miały bezpośredni wpływ na powstanie struktury 3D, co zostało wykazane za pomocą mikroskopii sił atomowych. Następująca analiza przeżywalności i różnicowania hNPC ujawniła wpływ zastosowanych stężeń PM na losy osadzonych komórek. Jednak analiza przeżywalności lub różnicowania neuronalnego za pomocą technik immunofluorescencji wiąże się z pewnymi trudnościami. Aby uzyskać wiarygodne dane, należy określić całkowitą liczbę komórek wewnątrz macierzy, aby otrzymać względną liczbę np. komórek neuronalnych znakowanych βIII-tubuliną. Wymaga to zastosowania techniki pozwalającej na analizę rusztowań w trzech wymiarach za pomocą mikroskopu konfokalnego lub porównywalnej techniki, takiej jak mikroskopy fluorescencyjne zdolne do wykonywania serii zdjęć z-stack preparatu. Ponadto tego rodzaju analiza jest niezwykle czasochłonna.
W niniejszej pracy prezentujemy metodę uwalniania komórek z rusztowań 3D w celu ich późniejszej analizy, np. za pomocą cytometrii przepływowej. W tym protokole ludzkie komórki progenitorowe neuronów (hNPCs) z linii komórkowej ReNcell VM (Millipore USA) były hodowane i różnicowane w rusztowaniach 3D składających się z PuraMatrix (PM) lub PuraMatrix uzupełnionego o lamininę (PML). W naszych badaniach optymalnym stężeniem PM dla hodowli komórek było 0,25%13, jednak stężenie to może być dostosowane do innych typów komórek.12 Uwolnione komórki mogą być wykorzystane np. do badań immunocytochemicznych, a następnie analizowane za pomocą cytometrii przepływowej. Przyspiesza to analizę, a ponadto uzyskane dane opierają się na szerszej bazie, co zwiększa ich wiarygodność.

W niniejszej pracy opisujemy zastosowanie samoorganizującego się rusztowania trójwymiarowego do hodowli ludzkich komórek progenitorowych neuronów. Przedstawiamy protokół uwalniania komórek z rusztowań w celu ich późniejszej analizy, np. za pomocą cytometrii przepływowej. Protokół ten może zostać dostosowany do innych typów komórek w celu przeprowadzenia szczegółowych badań mechanistycznych.

Hodowla ludzkich komórek progenitorowych neuronów w trójwymiarowym samoorganizującym się hydrożelu peptydowym

Wpływ rusztowań trójwymiarowych (3D) na wzrost, proliferację i ostatecznie różnicowanie neuronalne jest przedmiotem dużego zainteresowania w celu znalezienia nowych...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest przyspieszenie analizy różnicowania neuronalnego ludzkich komórek progenitorowych układu nerwowego hodowanych w środowisku trójwymiarowym. Osiąga się to poprzez uprzednią hodowlę komórek w czystej macierzy hydrożelu na bazie samoorganizujących się peptydów, a następnie uwalnianie komórek z tych trójwymiarowych rusztowań.W trzecim kroku, w końcowym etapie, przeprowadza się immunocytochemiczne barwienie fitochemiczne komórek. Komórki są zliczane za pomocą analizy cytometrycznej. Ostatecznie, poprzez analizę cytometryczną odpowiednio markerów neuronalnych lub apoptotycznych, można określić stopień różnicowania neuronów lub stopień apoptozy.Dzięki tej technice kwantyfikacja różnicowania neuronalnego przebiega znacznie szybciej, a dane Optane są gromadzone w szerszej bazie niż w przypadku technik mikrofotograficznych. Aby osadzić komórki w czystej macierzy, należy najpierw umieścić sterylną szkiełko nakrywkowe o średnicy 13 mm w każdej z dwóch studni czterostudzienkowej płytki hodowlanej. Następnie płytkę należy przechowywać w komorze z laminarnym przepływem powietrza do późniejszego użycia. W kolejnym kroku odseparuj ludzkie komórki progenitorowe neuronów (H NPCs), dodając 2,5 ml świeżo przygotowanej trypsyny.Dodaj roztwór benzon do naczynia hodowlanego i inkubuj zawiesinę komórkową w temperaturze 37°C i 5% carbon dioxide. Po pięciu minutach zatrzymaj reakcję za pomocą roztworu inhibitora trypsyny benzon. Następnie po odwirCowaniu oderwanych komórek przy 3000 ×g w temperaturze pokojowej przez pięć minut, resuspender otrzymany osad w 5 mL 10% roztworu sucrose, a następnie przemyj zawiesinę komórkową w tych samych warunkach wirowania.Po odpięciu osadu Resus, zawiesić go w roztworze sacharozy do końcowego stężenia komórek wynoszącego 1×10⁶ komórek/ml. Następnie, tak szybko jak to możliwe, wymieszać 60 µl zawiesiny komórkowej z roztworem jeden; przenieść 120 µl tej zawiesiny do probówki stożkowej z roztworem dwa, wymieszać dokładnie, a następnie niezwłocznie nanieść warstwą 100 µl mieszaniny na każde szkiełko podstawowe w płytce czterodotykowej. Na koniec powoli dodać 200 µl pożywki hodowlanej do każdego dołka.Po dwóch do trzech minutach dodaj do dołków kolejne 200 µL pożywki hodowlanej, aby zainicjować samoorganizację macierzy. Inkubuj komórki w temperaturze 37 °C przez jedną godzinę w ogrzewanej strefie komory laminarnej. Unikając w miarę możliwości przesuwania płytki z hodowlą po uformowaniu się macierzy, użyj pipety 1000 µL, aby usunąć większość, ale nie całą pożywkę, aby zapobiec wysychaniu macierzy.Następnie przemyj matryce 500 µl świeżej pożywki przez 10 minut. Na koniec usuń pożywkę użytą do płukania. Dodaj kolejne 500 µl pożywki i umieść płytkę hodowlaną w inkubatorze.Jeśli to możliwe, należy przechowywać matryce w oddzielnym inkubatorze, aby uniknąć przypadkowego potrząsania strukturami w pierwszym dniu eksperymentu barwienia. Usuń pożywkę z matryc za pomocą pipety 1000 µL, a następnie wypłucz rusztowania w PBS jednokrotnie przez pięć minut.Następnie usuń PBS i dodaj 400 µl paraldehydu do każdej studzienki, aby utrwalić macierze, i inkubuj je przez 30 minut w temperaturze pokojowej. Po utrwaleniu rusztowań przemyj je 500 µl PBS przez pięć minut. Następnie inkubuj struktury w buforze blokującym przez sześć do dziewięciu godzin, wymieniając bufor co dwie do trzech godzin, z końcową inkubacją przez noc w świeżym buforze blokującym w temperaturze 4 °C. Następnego dnia usuń bufor blokujący.Dodaj roztwór przeciwciał do dołków i ponownie inkubuj matryce w temperaturze czterech stopni Celsjusza przez noc. Następnie usuń roztwór przeciwciał pierwszorzędowych i płucz rusztowania w 500 µL PBS przez osiem godzin, wymieniając PBS co dwie godziny, a następnie przez noc w temperaturze czterech stopni Celsjusza ze świeżym PBS. Po nocnym płukaniu usuń PBS i inkubuj rusztowania z roztworem przeciwciał wtórnych przez cztery godziny w temperaturze pokojowej w ciemności.Następnie przemyj próbki buforem PBS od czterech do sześciu razy, po jednej godzinie każdego razu, a następnie inkubuj struktury w świeżym buforze PBS w temperaturze czterech stopni Celsjusza w ciemności przez noc. Teraz nanieś 50 µL MOE all dab co na szkiełka mikroskopowe, aby przygotować je do montowania macierzy. Następnie ostrożnie nałóż szkiełko cover slip na każde szkiełko.Na koniec użyj mikroskopu fluorescencyjnego, aby uzyskać pojedyncze mikrografie i obrazy podobne do tych dla barwienia hNPCs na zielono w celu wykazania ekspresji neuronalnego markera beta three tubulin pokazanego tutaj. Po przemyciu rusztowań 500 µL HBSS przez jedną minutę, użyj pipety 1000 µL, aby przenieść rusztowania do probówki stożkowej o pojemności 15 mL. Następnie kilkakrotnie resuspender roztwór komórkowy pipetą 1000 µL, aby mechanicznie rozbić macierze, a następnie odwiruj roztwór z rusztowaniami przy 3000 ×g w temperaturze pokojowej przez pięć minut, usuń nadsącz pipetą, a następnie resuspender osad w 500 µL roztworu trypsyny i benzonukleazy, pipetując ciecz w górę i w dół kilka razy.Następnie inkubować komórki w temperaturze 37 °C. Reakcję przerwać po pięciu minutach, dodając 1 mL inhibitora trypsyny. Po odwirowaniu zawiesiny komórkowej w tych samych warunkach wirowania, roztwór Benzonukleazy pipetować wielokrotnie w górę i w dół.Usuń wszelkie resztki macierzy, płucząc komórki dwukrotnie dwiema mililitrami buforu HBSS. Na koniec usuń agregaty, przepuszczając zawiesinę komórkową przez sitko komórkowe o rozmiarze oczek 70 micron w wirówce w tych samych warunkach, a następnie zbierz komórki do medium hodowlanego. Rozpocznij od utrwalenia rozagregowanych komórek w 1% paraformaldehydzie przez 15 minut w temperaturze pokojowej na wytrząsarce.Następnie, po odwirowaniu komórek, zawiesić osad w buforze do płukania. Po odwirowaniu komórek przez 10 minut przy 350 ×g w temperaturze 4 °C, zawiesić otrzymany osad w 25 µL roztworu przeciwciał. Inkubować zawiesinę komórkową przez dwie godziny w temperaturze pokojowej na wytrząsarce.Następnie dodaj 300 µL buforu PON bezpośrednio do próbek, a następnie dwukrotnie przemyj zawiesiny komórkowe w tych samych warunkach wirowania. Po drugim przemyciu dodaj 25 µL przeciwciała wtórnego, a następnie inkubuj komórki przez jedną godzinę w temperaturze pokojowej w ciemności. Po ponownym dwukrotnym przemyciu komórek buforem z saponiną, resuspenduj osad w 500 µL buforu do przemywania w celu przeprowadzenia analizy cytometrycznej.Na tym rysunku przedstawiono H NPCs zamknięte w czystej macierzy; komórki rosną w formie sfer, gęsto upakowanych struktur, w których średnica sfer może wynosić do kilkuset mikronów pomiędzy nimi. Można zaobserwować pęczki wypustek wytworzonych przez komórki, wskazane białymi strzałkami. Chociaż poszczególne komórki są niemal nierozpoznawalne, komórki zamknięte w czystej macierzy suplementowanej lamininą rosną w mniej gęstych strukturach i są rozmieszczone bardziej homogenicznie, co widać na tym rysunku; w obszarach o mniejszej gęstości można nawet rozpoznać pojedyncze komórki, wskazane czarnymi strzałkami. Tutaj H NPCs różnicowano przez cztery dni w czystej macierzy suplementowanej lamininą; barwienie na zielono wskazuje ekspresję markera neuronalnego.Przedstawiono beta III tubuliny w celu oceny procentowego udziału komórek pozytywnych. Całkowitą liczbę komórek można określić poprzez zliczenie jąder komórkowych, zabarwionych tutaj na niebiesko za pomocą DAPI. Ta mikrofotografia stanowi pełną projekcję stosu obrazów Z (Z-stack), wykonanych przy użyciu mikroskopu fluorescencyjnego.Komórki uwolnione z macierzy mogą zostać ponownie osadzone, na przykład na szkiełkach nakrywkowych, jak pokazano na tej rycinie, w celu przeprowadzenia dalszych badań funkcjonalnych. Ta mikrofotografia przedstawia komórki hodowane w 3D po poddaniu ich wspomnianej wcześniej procedurze uwalniania i hodowaniu przez trzy dni. Barwienie na beta-tubulinę III na czerwono wykazuje morfologię porównywalną do komórek znajdujących się w rusztowaniu 3D, przy zastosowaniu niebarwionych komórek jako kontroli negatywnej.Brama (GA), przedstawiona tutaj jako czarna ramka, została ustawiona do późniejszej analizy komórek pozytywnych pod kątem beta three tubuliny; na tym wykresie punktowym komórki pozytywne znajdują się wewnątrz czarnej ramki w prawej części osi x, a w ramce przerywanej można zaobserwować populację pośrednią, która najprawdopodobniej reprezentuje szczątki komórkowe. Na tej końcowej rycini przedstawiono porównanie ręcznego liczenia komórek z enumeracją za pomocą cytometrii przepływowej. Analiza cytometryczna pozwala na wykrycie znacznie wyższego odsetka komórek pozytywnych, co wskazują puste czarne kwadraty, niż zazwyczaj udaje się wyliczyć metodą ręczną, co obrazują pełne czarne trójkąty.Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać gruntowną wiedzę na temat wykorzystania wskaźników jakościowych do hodowli krawędziowych MPC w rusztowaniu 3D oraz sposobu uwalniania komórek z rusztowania w celu przeprowadzenia analizy cytometrycznej.

cultivation-human-neural-progenitor-cells-3-dimensional-self

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Uprawa ludzkich komórek progenitorowych neuronów w 3-wymiarowym, samouzbrajającym się żelu peptydowym

Opisano proste techniki szybkiego wytwarzania mikrofabrykowanych systemów kultur neuronalnych z wykorzystaniem cyfrowego urządzenia z mikrolustrami do litografii z dynamiczną projekcją maski na standardowych podłożach do hodowli komórkowej. Systemy hodowlane te mogą lepiej odzwierciedlać naturalną architekturę biologiczną, a opisane techniki można dostosować do licznych zastosowań.

Wytwarzanie mikrowzorowanych hydrożeli dla systemów kultur neuronalnych z wykorzystaniem fotolitografii z dynamiczną projekcją maski

Niniejszy protokół demonstruje metody wykorzystywane do tworzenia środowisk 2D i 3D w specjalnie zaprojektowanych komorach elektrotaktycznych, które umożliwiają śledzenie komórek in vivo/ex vivo przy użyciu rejestracji time-lapse na poziomie pojedynczych komórek, w celu zbadania galwanotaksji/elektrotaksji oraz innych odpowiedzi komórkowych na elektryczne pola (EFs) prądu stałego (DC).

Sterowana polem elektrycznym migracja kierunkowa komórek progenitorowych neuronów w środowiskach 2D i 3D

Ten film pokazuje rozwój i różnicowanie ludzkich nerwowych komórek macierzystych w trójwymiarowym rusztowaniu. Powłoka lamininowa na rusztowaniu sprzyja przyczepianiu się komórek, podczas gdy pożywka nerwowa wolna od czynnika wzrostu indukuje różnicowanie komórek w neuronalne komórki progenitorowe, które rozszerzają swoje procesy w porowatej architekturze w wielu kierunkach, tworząc trójwymiarową...

Różnicowanie ludzkich neuronalnych komórek macierzystych w kulturę 3D za pomocą porowatego rusztowania

Ten film demonstruje technikę tworzenia trójwymiarowej hodowli komórek glejowych. Komórki glejowe pochodzące z mózgu szczura są zamknięte w fotosieciowalnej matrycy polimerowej zawierającej składniki macierzy zewnątrzkomórkowej. Po inkubacji w pożywce wzrostowej komórki glejowe namnażają się w macierzy nośnej, tworząc trójwymiarową kulturę.

Stworzenie trójwymiarowej hodowli komórek glejowych pochodzących z mózgu szczura

Prezentujemy rozwój samoorganizujących się, trójwymiarowych wiązek podłużnie wyrównanych somatów astrocytarnych i procesów w nowej obudowie z biomateriału. Te zaprojektowane "żywe rusztowania", wykazujące średnicę w skali mikronów, a jednocześnie wydłużające się na centymetry, mogą służyć jako stanowiska testowe do badania mechanizmów neurorozwojowych lub ułatwiać neuroregenerację poprzez kierowanie migracją neuronów i/lub odnajdywaniem ścieżek aksonalnych.

Trójwymiarowe, wyrównane sieci astrocytów oparte na inżynierii tkankowej w celu podsumowania mechanizmów rozwojowych i ułatwienia regeneracji układu nerwowego

Tutaj prezentujemy protokół hodowli 3D komórek glejowych pochodzących z mózgu szczura, w tym astrocytów, mikrogleju i oligodendrocytów. Pokazujemy pierwotną hodowlę komórkową, syntezę hydrożelu metakrylowanego kwasu hialuronowego (HAMA), fotopolimeryzację HAMAfotopolimeryzację i enkapsulację komórek oraz przetwarzanie próbek do konfokalnego i skaningowego obrazowania mikroskopem elektronowym.

Ulepszone hodowle hydrożelowe 3D pierwotnych komórek glejowych do modelowania in vitro zapalenia układu nerwowego

Tutaj prezentujemy protokół uzyskiwania systemów hodowli 3D w samoorganizujących się rusztowaniach peptydowych, aby promować różnicowanie odróżnicowanych ludzkich chondrocytów stawowych w tkankę podobną do chrząstki.

Hodowla komórek ssaków w trójwymiarowych rusztowaniach peptydowych

W tym protokole staramy się opisać powtarzalną metodę łączenia zdysocjowanych ludzkich neuronów i astrocytów pochodzących z pluripotencjalnych komórek macierzystych w kokultury sfer 3D, utrzymywania tych sfer w warunkach swobodnego pływania, a następnie mierzenia aktywności obwodów synaptycznych kul za pomocą immunoanalizy i zapisów z matrycy wieloelektrodowej.

Modelowanie mikroukładów synaptycznych z kokulturami 3D astrocytów i neuronów z ludzkich pluripotencjalnych komórek macierzystych

Tutaj udostępniamy metodę analizy zachowania rosnących aksonów w matrycach 3D, naśladując ich naturalny rozwój.

Generowanie hydrożeli 3D na bazie kolagenu do analizy wzrostu i zachowania aksonów podczas rozwoju układu nerwowego

Tutaj prezentujemy protokół do produkcji 3D-drukowanych biologicznie kokultur neuronów i astrocytów pochodzących z iPSC. Ten model kokultury, wygenerowany w rusztowaniu hydrożelowym w formatach 96- lub 384-dołkowych, wykazuje wysoką żywotność po wydrukowaniu i wzrost neurytów w ciągu 7 dni oraz pokazuje ekspresję markerów dojrzałości dla obu typów komórek.

Trójwymiarowe biodrukowanie ludzkich kokultur neuronów i astrocytów pochodzących z iPSC do zastosowań przesiewowych

Poznaj metodę hodowli ludzkich komórek progenitorowych nerwowych w trójwymiarowym hydrożelu peptydowym. Technika umożliwia szybką analizę różnicowania neuronalnego i apoptozy za pomocą cytometrii przepływowej.

Hodowla ludzkich komórek progenitorowych neuronów w trójwymiarowym samoorganizującym się hydrożelu peptydowym

Przeglądaj więcej filmów