Name: Pobieranie krwi do analizy biochemicznej u dorosłych danio pręgowanego (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-05-26T14:00:00.000+00:00
Duration: 3 min 11 s
Description: Naucz się pobierania krwi z aorty grzbietowej danio pręgowanego do analiz biochemicznych. Ta metoda umożliwia izolację surowicy do badań poziomu cholesterolu i trójglicerydów.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

FIPE/HCPA - Fundusz Wspierania Badań i Wydarzeń
CAPES - <a href="http://www.capes.gov.br/">Koordynacja Doskonalenia Personelu na Poziomie Wyższym</a>

1. Tekst protokołu
<ol>
 <li>
 Przed pobraniem krwi z danio pręgowanego należy przygotować wodę do znieczulenia. Nalać ~200 ml wody akwariowej do naczynia o pojemności 500 ml. Dodać ~200 g kruszonego lodu. Temperatura powinna wynosić około 4 °C. W miarę topnienia lodu konieczne będzie dodawanie kolejnych porcji kruszonego lodu, aby utrzymać stałą temperaturę w okolicy 4 °C. </li>
 <li>Po przygotowaniu wody do znieczulenia należy przygotować materiały niezbędne do pobrania krwi. Na pipetkę P20 założyć końcówkę low-retention i odłożyć pipetkę w łatwo dostępnym miejscu. Nie dopuszczać do kontaktu końcówki pipety z żadnym źródłem zanieczyszczeń. </li>
 <li>Przykryć płytkę Petriego kawałkiem suchej gazy. Stalowe ostrze oraz kolejny kawałek gazy należy umieścić w łatwo dostępnym miejscu. </li>
 <li>Konieczna będzie wirówka przystosowana do probówek plastikowych. </li>
 <li>Po przygotowaniu wyżej wymienionych materiałów, pierwszą rybę do znieczulenia należy wyłowić siatką i przenieść do przygotowanej wody do znieczulenia. Zależnie od osobnika, danio pręgowane wymagają od 3-6 s w schłodzonej wodzie, aby zostać znieczulonymi. Trzymać rybę w zimnej wodzie do momentu, aż przestanie reagować na bodźce zewnętrzne. </li>
 <li>Za pomocą siatki umieścić znieczuloną rybę na przygotowanym kawałku gazy, pozostawiając ogon poza gazą. Złożyć gazę tak, aby przykryła głowę i ciało ryby, pozostawiając odsłonięty jedynie ogon. Rybę owiniętą w gazę położyć na płytce Petriego. </li>
 <li>Za pomocą stalowego ostrza wykonać ukośne nacięcie dokładnie pomiędzy płetwą odbytową a płetwą ogonową. Krew zacznie wypływać. Na tym etapie konieczne jest szybkie działanie. </li>
 <li>Delikatnie odessać wypływającą krew pipetką P20 (z wcześniej założoną końcówką low-retention). Ilość krwi, którą można zebrać, zależy od wielkości ryby oraz stopnia prawidłowości znieczulenia. Zazwyczaj wynosi ona od 5 do 20 μl. Gdy krew przestanie wypływać, delikatnie przenieść odessaną krew do probówki. </li>
 <li>Aby uniknąć hemolizy, krytyczne jest, aby probówką z krwią posługiwać się bardzo ostrożnie, bez gwałtownych ruchów, aż do momentu umieszczenia jej w wirówce.</li>
 <li>Aby uniknąć hemolizy, ważne jest również, aby próbkę krwi umieścić w wirówce w ciągu 10 minut od momentu pobrania.</li>
 <li>W razie potrzeby można połączyć krew z więcej niż jednego zwierzęcia, tworząc tzw. pool. Próbki połączone będą odpowiednie pod warunkiem, że czas między pobraniem krwi z pierwszej ryby a wirowaniem nie przekroczy 10 minut.</li>
 <li>Po zakończeniu pobierania krwi, wirować krew przez 10 minut przy 0.5 g (wirówka Eppendorf 5415D).</li>
 <li>Po wirowaniu surowica znajduje się w górnej warstwie probówki. Za pomocą pipety odessać surowicę, upewniając się, że pobierana jest tylko surowica, przy jednoczesnym zachowaniu wyraźnego podziału i stabilności obu warstw. </li>
 <li>Przenieść surowicę do nowej mikroprobówki; jest ona teraz gotowa do wykorzystania w analizach biochemicznych. Surowicę można przechowywać na lodzie do czasu rozpoczęcia analiz biochemicznych. </li>
 <li>Jeśli surowica nie zostanie wykorzystana natychmiast, można ją zamrozić w temperaturze -18 °C na okres do około 3 miesięcy. </li>
</ol>
2. Reprezentatywne wyniki
Możliwe było pobranie od 5 do 20 μl krwi pełnej od każdej ryby, co stanowi nawet 4-krotnie więcej krwi niż w technikach opisanych wcześniej (Tabela 2). Po pobraniu krwi tą metodą przeprowadzono analizę biochemiczną cholesterolu całkowitego, cholesterolu HDL, cholesterolu LDL oraz tryglicerydów. Dwie grupy ryb obu płci były głodzone przez 24 godziny przed pobraniem krwi, aby uniknąć wpływu przyjęcia pokarmu. Analizy wykonano za pomocą małoscale'owych testów kolorymetrycznych (Labtest Diagnóstica S.A., Brazylia). Do analizy cholesterolu całkowitego i tryglicerydów wykorzystano 3 μl surowicy. Do analizy cholesterolu LDL i cholesterolu HDL wykorzystano odpowiednio 4 μl i 10 μl surowicy. Analizy te przeprowadzono na próbkach połączonych z 10 osobników zebrafish na jedną próbkę.
Porównano poziomy lipidów w surowicy krwi ryb, które miały dostęp do własnych ikry, oraz ryb, które w akwarium z zakrytym dnem nie miały dostępu do własnej ikry przez 2 tygodnie trwania eksperymentu. Analiza surowicy wykazała, że poziomy całkowitego cholesterolu (z ikrą 362 ± 42 mg/dL i bez ikry 357 ± 13 mg/dL), cholesterolu HDL (z ikrą 91,22 ± 1,79 mg/dL i bez ikry 72,14 ± 2,89 mg/dL) oraz cholesterolu LDL (z ikrą 55,68 ± 10,88 mg/dL i bez ikry 44,18 ± 9,84 mg/dL) nie różniły się istotnie między grupami. Jednakże poziomy triglicerydów były istotnie niższe w grupie eksperymentalnej (bez ikry 292 ± 64 mg/dL) niż w grupie kontrolnej (z ikrą 457 ± 25 mg/dL; P = 0,03). 
<table border="1" >
<tbody >
 <tr >
 <td >&nbsp;</td>
 <td >Z dostępem do jaj</td>
 <td >Bez dostępu do jaj</td>
 </tr>
 <tr >
 <td >Cholesterol całkowity (mg/dL)</td>
 <td >362.82 ± 73.11</td>
 <td >357.69 ± 23.08</td>
 </tr>
 <tr >
 <td >LDL – cholesterol (mg/dL)</td>
 <td >55.69 ± 18.84</td>
 <td >44.19 ± 17.05</td>
 </tr>
 <tr >
 <td >HDL – cholesterol (mg/dL)</td>
 <td >91.23 ± 3.11</td>
 <td >72.14 ± 5.01</td>
 </tr>
 <tr >
 <td >Triglicerydy (mg/dL)</td>
 <td >457.64 ± 43.78*</td>
 <td >292.36 ± 111.28</td>
 </tr>
</tbody>
</table>
Tabela 1. Poziomy cholesterolu i trójglicerydów w surowicy dla obu badanych grup (z dostępem do jaj i bez dostępu do jaj) przedstawione jako średnia ± odchylenie standardowe.
*Statystycznie istotne (P=0,03). Student t test.
<table border="1">
<tbody >
	<tr >
 <td >Autorzy</td>
 <td >Miejsce nacięcia</td>
 <td >Metoda pobierania</td>
 <td >Znieczulenie</td>
 <td >Ilość pobranej krwi</td>
 </tr>
 <tr >
 <td >Jagadeeswaran et. al., 1999 Murtha et al., 2003</td>
 <td >Mikrodissekcja za płetwą grzbietową</td>
 <td >Mikropipeta</td>
 <td >Nie określono
 
 MS222 3% w zimnej wodzie</td>
 <td >1 a 5 μl
 
 5 a 10 μl</td>
 </tr>
 <tr >
 <td >Eames et al., 2010</td>
 <td >Dekapitacja</td>
 <td >Mikrokapilary</td>
 <td >MS222 0,02% 
 woda 28 °C</td>
 <td >5 a 10 μl</td>
 </tr>
 <tr >
 <td >Niniejsze badanie</td>
 <td >Nacięcie między płetwą odbytniczą a płetwą ogonową</td>
 <td >Mikropipeta i końcówki o niskiej retencji</td>
 <td >Woda i kruszona lodowa</td>
 <td >5 a 20 μl</td>
 </tr>
 </tbody >
</table>
Tabela 2. Porównanie wcześniej opisanych technik pobierania krwi z techniką opisaną w niniejszym badaniu.

<ol><li>Schneider, A. C. R., dos Santo, J. L., Porawski, M., Schaefer, P. G., Maurer, R. L., Matte, U., da Silveira, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Implementa%C3%A7%C3%A3o+de+um+novo+modelo+de+experimenta%C3%A7%C3%A3o+animal+Zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Rev.+HCPA%22%5BJournal%5D)">Implementação de um novo modelo de experimentação animal Zebrafish.</a> Rev. HCPA. 29, 100-103 (2009).</li>
<li>Briggs, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+zebrafish%3A+a+new+model+organism+for+integrative+physiology%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Regulatory+Integrative+Comp.+Physiol%22%5BJournal%5D)">The zebrafish: a new model organism for integrative physiology.</a> Am. J. Physiol. Regulatory Integrative Comp. Physiol. 282, 3-9 (2002).</li>
<li>Menke, A. L., Sptsbergen, J. M., Wolterbeek, A. P. M., Woutersen, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Normal+anatomy+and+histology+of+adult+Zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Toxicologic+Pathology%22%5BJournal%5D)">Normal anatomy and histology of adult Zebrafish.</a> Toxicologic Pathology. 000, 1-16 (2011).</li>
<li>Murtha, J. M., Qi, W., Keller, E. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hematologic+and+serum+biochemical+values+for+Zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Comp.+Med%22%5BJournal%5D)">Hematologic and serum biochemical values for Zebrafish.</a> Comp. Med. 53, 37-41 (2003).</li>
<li>Jagadeeswaran, P., Sheehan, J. P., Craig, F. E., Troyer, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+and+characterization+of+zebrafish+thrombocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Br.+J.+Haematol%22%5BJournal%5D)">Identification and characterization of zebrafish thrombocytes.</a> Br. J. Haematol. 107, 731-738 (1999).</li>
<li>Jagadeeswaran, P., Sheehan, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+blood+coagulation+in+the+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Blood+Cells+Mol.+Dis%22%5BJournal%5D)">Analysis of blood coagulation in the zebrafish.</a> Blood Cells Mol. Dis. 25, 239-249 (1999).</li>
<li>Eames, S. C., Philipson, L. H., Prince, V. E., Kinkel, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+sugar+measurement+in+zebrafish+reveals+dynamics+of+glucose+homeostasis%5BTitle%5D)+AND+%22Zebrafish%22%5BJournal%5D)">Blood sugar measurement in zebrafish reveals dynamics of glucose homeostasis.</a> Zebrafish. 7, 205-213 (2010).</li>
<li>Kilpatrick, E. S., Rumley, A. G., Rumley, C. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+haemolysis+on+blood+glucose+meter+measurement%5BTitle%5D)+AND+%22Diabet.+Med%22%5BJournal%5D)">The effect of haemolysis on blood glucose meter measurement.</a> Diabet. Med. 12, 341-343 (1995).</li>
<li>Gupta, T., Mullins, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dissection+of+Organs+from+the+Adult+Zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Dissection of Organs from the Adult Zebrafish.</a> J. Vis. Exp. (37), e1717(2010).</li>
<li>Kinkel, M. D., Eames, S. C., Philipson, L. H., Prince, V. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intraperitoneal+Injection+into+Adult+Zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Intraperitoneal Injection into Adult Zebrafish.</a> J. Vis. Exp. (42), e2126(2010).</li>
<li>Pugach, E. K., Li, P., White, R., Zon, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retro-orbital+Injection+in+Adult+Zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Retro-orbital Injection in Adult Zebrafish.</a> J. Vis. Exp. (34), e1645(2009).</li>
</ol>

Nie zadeklarowano żadnych konfliktów interesów.

Niniejsza praca przedstawia prostą technikę umożliwiającą dalszą analizę krwi i surowicy w eksperymentach na rybach zebrafish. Technika ta ma potencjał, aby przyczynić się do przyszłych badań hematologicznych zebrafish wymagających danych dotyczących parametrów krwi. Powinna ona również umożliwić szersze zastosowanie zebrafish jako modelu eksperymentalnego.
Technika ta nie wymaga specjalistycznych umiejętności ani wdrożenia precyzyjnej metody. Ponadto umożliwia ona pobranie nawet dwukrotnie wi...

<table><tbody><tr><td>Napiski o niskiej retencji</td><td>Applied Biosystems</td><td>022493020</td><td></td></tr><tr><td>Wirówka Eppendorf Centrifuge 5415D</td><td>Eppendorf</td><td>Wycofany z produkcji</td><td></td></tr></tbody></table>

pobieranie krwi do analizy biochemicznej u dorosłych danio-ostroskrzelnych

Blood Collection for Biochemical Analysis in Adult Zebrafish

Zebrafish (danio pręgowany) jest wykorzystywany jako model zwierzęcy w badaniach nad wieloma chorobami ludzi. Może on służyć jako potężna platforma przedkliniczna do badania zdarzeń molekularnych i strategii terapeutycznych, a także do oceny mechanizmów fizjologicznych niektórych patologii1.
Istnieje stosunkowo niewiele publikacji dotyczących fizjologii organów i układów dorosłego danio pręgowanego2, co może prowadzić badaczy do wniosku, że brakuje podstawowych technik umożliwiających badanie układów tych ryb3. Wartości biochemiczne hematologiczne danio pręgowanego zostały po raz pierwszy opisane w 2003 roku przez Murthę i współpracowników4, którzy zastosowali technikę pobierania krwi opisaną wcześniej przez Jagadeeswarana i współpracowników w 1999 roku. W skrócie, krew pobierano za pomocą końcówki mikropipety poprzez nacięcie boczne o długości około 0,3 cm w okolicy aorty grzbietowej5. Ze względu na minimalne wymiary, jest to technika wysokoprecyzyjna, wymagająca wysokich umiejętności operatora. Ta sama technika została zastosowana przez tę samą grupę w kolejnej publikacji w tym samym roku6. W 2010 roku Eames i współpracownicy oceniali poziom glukozy w krwi pełnej danio pręgowanego7. Uzyskali dostęp do krwi poprzez odcięcie głowy nożyczkami, a następnie wprowadzenie heparynowej mikrokapilary do pobierania krwi do stawu barkowego. Wspomnieli o trudnościach z hemolizą, które rozwiązano poprzez zastosowanie odpowiedniej temperatury przechowywania w oparciu o prace Kilpatricka i wsp.8. Próbując zastosować technikę Jagadeeswarana w naszym laboratorium, stwierdziliśmy, że trudno jest wykonać nacięcie dokładnie w odpowiednim miejscu, aby uniknąć znacznej utraty krwi przed rozpoczęciem pobierania. 
Niedawno Gupta i wsp.9 opisali sposób preparowania organów dorosłych rybek danio-ostrobramy, Kinkle i wsp.10 opisali metodę wykonywania wstrzyknięć doprzewnowych, a Pugach i wsp.11 opisali sposób wykonywania wstrzyknięć okołopodbitowych. Niemniej jednak konieczne są dalsze prace w celu pełniejszego zgłębienia podstawowych technik badawczych z wykorzystaniem rybek danio-ostrobramy.
Niewielki rozmiar danio przebrzuchłego stanowi wyzwanie dla badaczy wykorzystujących ten gatunek jako model eksperymentalny. Ponadto, ze względu na tę małą skalę, istotne jest opracowanie prostych technik, które umożliwią naukowcom wykorzystanie zalet modelu danio przebrzuchłego.

Niniejszy artykuł przedstawia technikę pobierania krwi z aorty grzbietowej Danio pręgowanego. Zawiera on również instrukcje pozyskiwania surowicy do zastosowania w analizach biochemicznych, takich jak testy określające poziom cholesterolu i tryglicerydów.

Pobieranie krwi do analizy biochemicznej u dorosłych danio-ostroskrzelnych

Danio przeławiony był wykorzystywany jako model zwierzęcy w badaniach nad wieloma chorobami ludzi. Może on służyć jako potężna platforma przedkliniczna do badań nad...

W tym filmie przedstawiamy technikę pobierania krwi u rybek zebrafish. Do wykonania tej procedury niezbędny jest pojemnik do znieczulenia, szalka Petriego i skalpel, końcówki o niskiej retencji i automatyczna mikropipeta P 20 oraz mikroprowetki i wirówka. Przed rozpoczęciem pobierania krwi konieczne jest znieczulenie ryby przy użyciu siatki do łowienia.Ryba jest przenoszona z akwarium do pojemnika zawierającego wodę akwariową i kruszony lód. Czas znieczulenia zależy od każdej ryby. Zazwyczaj trwa on od trzech do sześciu sekund.Rybę uznaje się za znieczuloną. Gdy nie reaguje ona na bodziec w okolicy mostka, należy ją ostrożnie przenieść z pojemnika z anestetykiem na suchą gazę, aby usunąć nadmiar wody. Po znieczuleniu ryby i usunięciu nadmiaru wody, rybę delikatnie owija się suchą gazą tak, aby zakryła ona ciało i głowę, pozostawiając wolny dostęp do ogona.Za pomocą skalpela wykonuje się cięcie poprzeczne tuż przed ogonem, aż do wystąpienia krwawienia. Zebrana krew jest następnie przenoszona do mikroprobówki. Probówką należy operować delikatnie, aby uniknąć hemolizy.Po pobraniu krwi konieczne jest jej odwirowanie w celu uzyskania surowicy. Można zastosować pulę próbek krwi, pod waru

blood-collection-for-biochemical-analysis-in-adult-zebrafish

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Pobieranie krwi do analizy biochemicznej u dorosłych danioni rerio

W niniejszym materiale przedstawiamy sposób wykonywania iniekcji do zatoki nadoczodołowej u dorosłych rybek zebrafish.

Iniekcja zaoczna u dorosłych danio pręgowanych

Opisano przejrzystą, zestandaryzowaną metodę sekcji i izolacji serca danio pręgowanego na wielu etapach rozwoju. Omówiono również techniki adnotacji i kwantyfikacji.

Sekcja serca w larwalnym, młodzieżowym i dorosłym zebrafish, Danio rerio

Ten protokół opisuje technikę izolowania fluorescencyjnie znakowanych komórek nowotworowych ostrej białaczki limfoblastycznej (T-ALL) komórek nowotworowych z dorosłego danio pręgowanego i ilościowego oznaczania ich za pomocą niebieskiego barwnika trypanowego.

Fluorescencyjnie znakowana izolacja komórek T-ALL: metoda izolacji komórek T-ALL od dorosłych danio pręgowanego

Dorosła nerka danio pręgowanego jest doskonałym systemem do regeneracji nerek i badań nad chorobami.  Istotnym aspektem takich badań jest ocena struktury i funkcji nefronu. Protokół ten opisuje kilka metodologii, które można zastosować do oceny składu kanalików nefronowych i oceny wchłaniania zwrotnego przez nerki.

Analiza składu i funkcji nefronów w nerce dorosłego danio pręgowanego

Wykorzystanie danio pręgowanego do badań sercowo-naczyniowych rozszerza się w kierunku badań nad dorosłymi sercami. W przypadku tych zastosowań szybka i prosta izolacja tkanek serca ma kluczowe znaczenie dla uniknięcia zmian pośmiertnych i uzyskania odpowiedniej liczby próbek. Tutaj opisujemy szybką i powtarzalną metodę preparowania serc dorosłych danio pręgowanego.

Odzyskiwanie serc dorosłych ryb danio pręgowanego do zastosowań o wysokiej przepustowości

Wielokrotne pobieranie próbek krwi jest konieczne i ważne w badaniach na zwierzętach. Opracowaliśmy nową, nieśmiertelną i niezawodną metodę wielokrotnego pobierania krwi od dorosłych ryb danio pręgowanego i zastosowaliśmy tę metodę do badania biochemii krwi, w tym metabolizmu glukozy.

Wielokrotne pobieranie krwi do badań krwi u dorosłych danio pręgowanego

Ten test jest prostą metodą do ilościowego oznaczania komórek krwiotwórczych w rozwoju embrionalnej danio pręgowanego. Komórki krwi od zdysocjowanego danio pręgowanego poddawane są analizie cytometrii przepływowej. Pozwala to na wykrycie wad krwi u zwierząt zmutowanych oraz po modyfikacji genetycznej.

Wykorzystanie cytometrii przepływowej do wykrywania i ilościowego określania zmienionego tworzenia się krwi u rozwijającego się danio pręgowanego

Ten protokół opisuje procedurę usuwania brzusznego płata wątroby u dorosłego danio pręgowanego, aby umożliwić badanie regeneracji wątroby.

Częściowa hepatektomia u dorosłych danio pręgowanego

Obecny protokół opisuje ostrą izolację żywotnych komórek mięśni gładkich serca i naczyń krwionośnych od dorosłego, młodocianego, larwalnego i embrionalnego danio pręgowanego (Danio rerio), nadającego się do badań elektrofizjologicznych.

Izolacja komórek mięśni gładkich serca i naczyń krwionośnych od dorosłych, młodocianych, larwalnych i embrionalnych danio pręgowanego do badań elektrofizjologicznych

Tutaj prezentujemy zoptymalizowany i skuteczny protokół dożylnego wstrzykiwania komórek lub środków farmakologicznych dorosłemu danio pręgowanemu, co skutkuje zwiększonym wszczepieniem komórek i zwiększonymi wskaźnikami przeżycia leczonego danio pręgowanego.

Zoptymalizowane wstrzyknięcie dożylne dorosłym danio pręgowanym

Protokół ten przedstawia wiarygodną metodę oceny integralności bariery krew-mózg (BBB) w modelu dorosłego danio pręgowanego (Danio rerio) przy użyciu oceny Evana opartej na niebieskim barwniku, umożliwiając zarówno jakościową, jak i ilościową analizę zaburzeń nerwowo-naczyniowych.

Wizualizacja strażnika: oparta na niebieskim barwniku ocena przepuszczalności bariery krew-mózg przez Evana u dorosłych danio pręgowanych

Naucz się pobierania krwi z aorty grzbietowej danio pręgowanego do analiz biochemicznych. Ta metoda umożliwia izolację surowicy do badań poziomu cholesterolu i trójglicerydów.

Pobieranie krwi do analizy biochemicznej u dorosłych danio-ostroskrzelnych

Przeglądaj więcej filmów