Name: Ortotopowy przeszczep jelita cienkiego u szczurów (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-11-06T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 16 s
Description: Poznaj ortotopowy przeszczep jelita cienkiego u szczurów, metodę mikrochirurgiczną stosowaną w badaniach immunologicznych i transplantacyjnych. Technika ta umożliwia analizę mechanizmów odrzucania przeszczepu oraz ocenę długoterminowej funkcji przeszczepu.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

1. Operacja dawcy
<ol>
	<li>Szczura dawcę należy poddać 24-godzinnej głodówce (zapewniając swobodny dostęp do wody/roztworu glukozy).</li>
	<li>Aby wprowadzić znieczulenie inhalacyjne izofluranem, należy rozpocząć od stężenia 2% przy użyciu standardowego atomizera, a następnie zmniejszyć je do 1% po wykonaniu laparotomii. Sedację należy sprawdzić za pomocą ucisku palca u nogi.</li>
	<li>Należy ogolić brzuch i trzykrotnie oczyścić go preparatem do przygotowania skóry (Kodan). Następnie, po podskórnym podaniu leku przeciwbólowego, należy wykonać cięcie pośrodkowe.</li>
	<li>Po owinięciu przeszczepu gazą nasączoną solą fizjologiczną, należy delikatnie oddzielić fizjologiczne zrosty między trzustką a okrężnicą wstępującą za pomocą patyczka higienicznego (pod mikroskopem chirurgicznym przy powiększeniu 6x).</li>
	<li>Należy podwiązać i przeciąć naczynia kątniczo-okrężnicze oraz prawe i środkowe naczynia okrężnicze, używając jedwabiu 7-0. Po odsunięciu okrężnicy wstępującej na prawą stronę żyły krezkowej górnej (SMV), naczynia kątniczo-okrężnicze, prawe i środkowe naczynia okrężnicze można zidentyfikować w celu ich podwiązania i przecięcia za pomocą nici 7-0.</li>
	<li>Żołądek należy odsunąć ku górze, tak aby cała SMV została wyprostowana i odsłonięta. Do retrakcji należy użyć kleszczyków typu mosquito. Kleszczyki są utrzymywane przez masę z plasteliny uformowaną w odpowiedni kształt.</li>
	<li>Należy podwiązać i przeciąć żyły trzustkowo-dwunastnicze odchodzące od SMV. Wszystkie małe żyły trzustkowo-dwunastnicze wychodzące z SMV muszą zostać starannie zidentyfikowane, podwiązane jedwabiem 7-0 i przecięte przed usunięciem tkanki trzustki z przeszczepu.</li>
	<li>Należy podwiązać i przeciąć luźną tkankę łączną, w tym wszystkie naczynia limfatyczne pomiędzy SMV a aortą brzuszną. Przy przeszczepie znajdującym się wciąż po prawej stronie jamy brzusznej, luźna tkanka łączna wraz z naczyniami limfatycznymi między SMV a aortą brzuszną jest dostępna. Tkankę łączną tę należy podwiązać jedwabiem 7-0 i przeciąć, aby uniknąć pooperacyjnej limforyi z przeszczepu jelita.</li>
	<li>Należy podwiązać i przeciąć prawą tętnicę nerkową. Po przecięciu tkanki łącznej prawa tętnica nerkowa staje się dostępna, po czym zostaje podwiązana i przecięta za pomocą jedwabiu 7-0.</li>
	<li>Szczura należy poddać systemowej heparynizacji, podając 200 jednostek heparyny i.v. przez żyłę prącia.</li>
	<li>Należy podwiązać tętnice brzeżne i przeciąć jelito cienkie na poziomie połączenia dwunastniczo-żejunalnego oraz w końcowym odcinku jelita krętego.</li>
	<li>Aortę należy podwiązać proksymalnie względem odejścia SMA. Żyłę wrotną przecina się w miejscu zbiegu z żyłą śledzionową. Następnie pobiera się przeszczep wraz z pieńkiem naczyniowym składającym się z SMA z segmentem aorty.</li>
</ol>
2. Procedura przy stole zabiegowym
<ol>
	<li>Przespłucz przeszczep, używając 3 ml roztworu University of Wisconsin (UW) w temperaturze 4 °C poprzez przewód aorty, oraz wypłucz światło jelita od strony końca jelita czczego 30 ml roztworu Uro-Nebacetin N w temperaturze 4 °C (irygacja światła jest obowiązkowa).</li>
</ol>
Bezpośrednio po wyjęciu przeszczepu przewód aorty jest wykorzystywany do perfuzji 3 ml schłodzonego roztworu UW. W tym celu stosuje się kaniulę dożylną 20 G na strzykawce 10 ml. Należy upewnić się, że perfuzat swobodnie wypływa z przekroju żyły wrotnej. Do irygacji jelit preparatem Nebacetin używa się strzykawki 50 ml.
<ol start="2">
	<li>Przechowywać przeszczep w roztworze UW w temperaturze 4 °C podczas przygotowania biorcy.</li>
</ol>
3. Operacja u biorcy
<ol>
	<li>Szczura biorcy nie należy karmić przez 24 h (zapewniając swobodny dostęp do wody/roztworu glukozy).</li>
	<li>Aby wprowadzić znieczulenie inhalacyjne izofluranem, należy rozpocząć od stężenia 2% przy użyciu standardowego atomizera, a następnie zmniejszyć je do 1% po wykonaniu laparotomii. Sedację należy sprawdzić, wykonując ucisk palca u stopy.</li>
	<li>Brzuch należy ogolić i oczyścić preparatem do skóry 3 razy (Kodan). Następnie, po podskórnym podaniu karprofenu w dawce 5 mg/kg s.c. w celu zapewnienia analgezji śródoperacyjnej, należy wykonać cięcie pośrodkowe.</li>
	<li>Jelito biorcy należy zawinąć w gazę nasączoną solą fizjologiczną i położyć na klatce piersiowej biorcy.</li>
	<li>Tylną ścianę otrzewnej należy rozdzielić tępo za pomocą patyczków higienicznych i odsłonić aortę brzuszną oraz żyłę główną dolną poniżej naczyń nerkowych aż do poziomu naczyń miednicznych; w razie potrzeby należy użyć mikronóżek. Niewielkie dopływy lędźwiowe i rdzeniowe odchodzące od aorty i żyły głównej należy podwiązać nicią jedwabną 7-0, aby uniknąć utraty krwi. (W tym celu należy zmienić powiększenie mikroskopu chirurgicznego na 16x).</li>
	<li>Aortę i żyłę główną dolną należy zacisnąć kleszczykami naczyniowymi mikroprecyzyjnymi: proksymalnie poniżej lewych naczyń nerkowych i dystalnie powyżej rozwidlenia naczyń miednicznych. Zarówno proksymalnie, jak i dystalnie stosuje się tylko jeden zacisk, aby jednocześnie zacisnąć oba naczynia. Oba naczynia należy naciąć od strony przedniej za pomocą mikronoża i wypłukać pozostałą krew.</li>
	<li>Należy wykonać anastomozę końcowo-boczną pomiędzy segmentem aorty z przeszczepu a aortą podnerkową biorcy, stosując szew ciągły nicią Prolene 10-0. Początkowo przeszczep umieszcza się po prawej stronie brzucha (głowa szczura skierowana na godzinę 12), aby wykonać szwy tylnej ściany anastomozy tętniczej i zawiązać dolny szew stabilizujący. Następnie przeszczep obraca się na lewą stronę brzucha (głowa szczura skierowana na godzinę 9), aby odsłonić i zaszyć przednią ścianę anastomozy.</li>
	<li>Anastomoza końcowo-boczna pomiędzy żyłą wrotną przeszczepu a żyłą główną dolną biorcy jest wykonywana w podobny sposób za pomocą szwów ciągłych nicią Prolene 10-0. Gdy szczur nadal leży na boku (głowa w pozycji na godzinę 9), przeszczep ustawia się po lewej stronie brzucha i zakłada dolny szew stabilizujący. Anastomozę rozpoczyna się od tylnej ściany od wewnątrz naczynia. Po zawiązaniu dolnego szwu stabilizującego można wykonać szwy przedniej ściany od zewnątrz.</li>
	<li>Najpierw usuwa się zaciski dystalne, a następnie górne. Ewentualne krwawienie z anastomozy opanowuje się poprzez bezpośredni ucisk za pomocą patyczków higienicznych. Należy sprawdzić, czy reperfuzja przeszczepu jest równomierna i szybka.</li>
	<li>Po podwiązaniu naczyń krezkowych należy wyciąć całe jelito cienkie biorcy. U biorców wykonuje się subtotalną enterektomię, zachowując 2-3 cm proksymalnej części jelita czczego oraz 1 cm dystalnej części jelita krętego.</li>
	<li>Ciągłość jelita przywraca się poprzez anastomozy końcowe proksymalną (jejunostomia) i dystalną (ileostomia), stosując jednowarstwowy szew przerywany nicią Monocryl 6-0. Do wykonania anastomoz potrzeba około 16 szwów.</li>
	<li>Jamę otrzewną należy płukać solą fizjologiczną aż do uzyskania czystości. W celu uzupełnienia płynów należy podać 2 ml soli fizjologicznej do jam otrzewnej. Następnie brzuch zamyka się szwem ciągłym nicią Vicryl 3-0 w warstwie mięśniowej oraz ciągłym szwem skórnym.</li>
	<li>W okresie pooperacyjnym szczury powinny pozostawać na czczo (z dostępem do wody i roztworu glukozy) przez kolejne 24 h, a następnie powrócić do standardowej karmy i wody ad libitum. Analgezję karprofenem należy stosować przez 3 dni (patrz dawkowanie poniżej).</li>
</ol>

<ol><li>Abu-Elmagd, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Five+Hundred+Intestinal+and+Multivisceral+Transplantations+at+a+Single+Center%3A+Major+Advances+With+New+Challenges%5BTitle%5D)+AND+%22Ann.+Surg%22%5BJournal%5D)">Five Hundred Intestinal and Multivisceral Transplantations at a Single Center: Major Advances With New Challenges.</a> Ann. Surg. 250 (4), 567-56 (2009).</li>
<li>Berney, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Portal+versus+systemic+drainage+of+small+bowel+allografts%3A+comparative+assessment+of+survival%2C+function%2C+rejection%2C+and+bacterial+translocation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Coll.+Surg%22%5BJournal%5D)">Portal versus systemic drainage of small bowel allografts: comparative assessment of survival, function, rejection, and bacterial translocation.</a> J. Am. Coll. Surg. 195 (6), 804(2002).</li>
<li>Fishbein, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intestinal+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22N.+Engl.+J.+Med%22%5BJournal%5D)">Intestinal transplantation.</a> N. Engl. J. Med. 361 (10), 998(2009).</li>
<li>Hernandez, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Is+portal+venous+outflow+better+than+systemic+venous+outflow+in+small+bowel+transplantation%3F+Experimental+study+in+syngeneic+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pediatr.+Surg%22%5BJournal%5D)">Is portal venous outflow better than systemic venous outflow in small bowel transplantation? Experimental study in syngeneic rats.</a> J. Pediatr. Surg. 40 (2), 336(2005).</li>
<li>Monchik, G. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transplantation+of+small+bowel+in+the+rat%3A+technical+and+immunological+considerations%5BTitle%5D)+AND+%22Surgery%22%5BJournal%5D)">Transplantation of small bowel in the rat: technical and immunological considerations.</a> Surgery. 70 (5), 693(1971).</li>
<li>Murase, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Graft-versus-host+disease+after+brown+Norway-to-Lewis+and+Lewis-to-Brown+Norway+rat+intestinal+transplantation+under+FK506%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Graft-versus-host disease after brown Norway-to-Lewis and Lewis-to-Brown Norway rat intestinal transplantation under FK506.</a> Transplantation. 55 (1), 1(1993).</li>
<li>Murase, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunomodulation+of+intestinal+transplant+with+allograft+irradiation+and+simultaneous+donor+bone+marrow+infusion%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Proc%22%5BJournal%5D)">Immunomodulation of intestinal transplant with allograft irradiation and simultaneous donor bone marrow infusion.</a> Transplant Proc. 31 (1-2), 565(1999).</li>
<li>Pech, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perioperative+infliximab+application+ameliorates+acute+rejection+associated+inflammation+after+intestinal+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Transplant%22%5BJournal%5D)">Perioperative infliximab application ameliorates acute rejection associated inflammation after intestinal transplantation.</a> Am. J. Transplant. 10 (11), 2431(2010).</li>
<li>Schaefer, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resident+macrophages+are+involved+in+intestinal+transplantation-associated+inflammation+and+motoric+dysfunction+of+the+graft+muscularis%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Transplant%22%5BJournal%5D)">Resident macrophages are involved in intestinal transplantation-associated inflammation and motoric dysfunction of the graft muscularis.</a> Am J Transplant. 7 (5), 1062(2007).</li>
<li>Schaefer, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanism+and+impact+of+organ+harvesting+and+ischemia-reperfusion+injury+within+the+graft+muscularis+in+rat+small+bowel+transplantation.+Transplant%5BTitle%5D)+AND+%22Proc%22%5BJournal%5D)">Mechanism and impact of organ harvesting and ischemia-reperfusion injury within the graft muscularis in rat small bowel transplantation. Transplant.</a> Proc. 38 (6), 1821(2006).</li>
<li>Schaefer, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+rejection+and+the+muscularis+propria+after+intestinal+transplantation%3A+the+alloresponse%2C+inflammation%2C+and+smooth+muscle+function%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Acute rejection and the muscularis propria after intestinal transplantation: the alloresponse, inflammation, and smooth muscle function.</a> Transplantation. 85 (10), 1465(2008).</li>
<li>Xue, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+experience+of+refined+3-cuff+technique+for+orthotopic+small-bowel+transplantation+in+rat%3A+a+report+of+270+cases%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Surg%22%5BJournal%5D)">Surgical experience of refined 3-cuff technique for orthotopic small-bowel transplantation in rat: a report of 270 cases.</a> Am. J. Surg. 198 (1), 110(2009).</li>
<li>Zhang, X. Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simplified+techniques+in+rat+heterotopic+small+bowel+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant.+Proc%22%5BJournal%5D)">Simplified techniques in rat heterotopic small bowel transplantation.</a> Transplant. Proc. 38 (6), 1840(2006).</li>
<li>Zhao, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+establishment+of+a+new+en+bloc+combined+liver-small+bowel+transplantation+model+in+rats.+Transplant%5BTitle%5D)+AND+%22Proc%22%5BJournal%5D)">The establishment of a new en bloc combined liver-small bowel transplantation model in rats. Transplant.</a> Proc. 39 (1), 278(2007).</li>
</ol>

Nie zgłoszono żadnych konfliktów interesów.

Chociaż modele przeszczepów jelita u szczurów opisywano już w latach 70. XX wieku 5, większość z niedawno stosowanych modeli opiera się na heterotopowym przeszczepieniu jelita z wykorzystaniem różnych technik 13. O ile procedury heterotopowe mają w ogólności zaletę łatwiejszych technik mikrochirurgicznych i lepszej dostępności przeszczepu do oceny, o tyle heterotopowe przeszczepienie jelita posiada istotną wadę w postaci pominięcia wielokrotnych interakcji przeszczepionego jelita cienkiego oraz jego...

<table><tbody><tr><td>Roztwór University of Wisconsin (UW) (ViaSpan)</td><td>Bristol-Myers Squibb</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Roztwór Uro-Nebacetin N</td><td>Nycomed</td><td>6967855</td><td></td></tr><tr><td>Ampicylina</td><td>Ratiopharm</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Karprofen (Rimadyl)</td><td>Pfizer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Nieresorbowalna nić chirurgiczna Prolene 10-0</td><td>Ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Resorbowalna nić chirurgiczna Monocryl 6-0</td><td>Ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Resorbowalna nić chirurgiczna Vicryl 3-0</td><td>Ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kaniula i.v. G 20 1.1x33 mm</td><td>Braun</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kaniula i.v. G 22 0.9x25 mm</td><td>Braun</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kodan Skin Prep</td><td>Sch&amp;#252;lke</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Roztwór infuzyjny NaCl 0.9%</td><td>Braun</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mała pęseta zakrzywiona</td><td>FineScienceTools</td><td>11009-13</td><td></td></tr><tr><td>Mikropęseta zakrzywiona</td><td>AESCULAP</td><td>BD 333</td><td></td></tr><tr><td>Mikropęseta zakrzywiona</td><td>AESCULAP</td><td>FD281R</td><td></td></tr><tr><td>Mikropęseta prosta 1</td><td>WPI</td><td>5</td><td></td></tr><tr><td>Mikropęseta prosta 2</td><td>WPI</td><td>2</td><td></td></tr><tr><td>Mikroigłowy uchwyt do igieł</td><td>WPI</td><td>14081</td><td></td></tr><tr><td>Mikronożyczki</td><td>FineScienceTools</td><td>15006-09</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskalpel</td><td>MANI</td><td>Ophthalmic knife</td><td></td></tr><tr><td>Mikroklematy</td><td>AESCULAP</td><td>FB329R</td><td></td></tr></tbody></table>

ortotopowe przeszczepianie jelita cienkiego u szczurów

Orthotopic Small Bowel Transplantation in Rats

Przeszczepienie jelita cienkiego stało się uznaną opcją kliniczną dla pacjentów z zespołem krótkiego jelita i niepowodzeniem żywienia pozajelitowego (nieodwracalną niewydolnością jelit). W wyspecjalizowanych ośrodkach ulepszone strategie operacyjne i terapeutyczne doprowadziły do doskonałego przeżycia pacjentów i przeszczepów w krótkim i średnim terminie, zapewniając jednocześnie wysoką jakość życia 1,3. W przeciwieństwie do częstszych przeszczepień innych narządów pełnych (t.j. serca, wątroby), wiele podstawowych mechanizmów funkcjonowania przeszczepu i zmian immunologicznych wywołanych transplantacją jelita nie jest w pełni znanych6,7. Epizody ostrego odrzucania, sepsa i przewlekła niewydolność przeszczepu są głównymi przeszkodami wciąż przyczyniającymi się do mniej korzystnych wyników długoterminowych i utrudniającymi szersze zastosowanie tej procedury, mimo rosnącej liczby pacjentów na domowym żywieniu pozajelitowym, którzy potencjalnie odnieśliby korzyść z takiego przeszczepu. Jelito cienkie zawiera dużą liczbę leukocytów pasażerskich, powszechnie określanych jako część tkanki limfatycznej związanej z jelitami (GALT), co jest jedną z przyczyn wysokiej immunogenności przeszczepu jelita. Obecność i bliskość wielu komensali i patogenów w jelitach wyjaśnia ciężkość epizodów sepsy w momencie naruszenia integralności błony śluzowej przeszczepu (na przykład w wyniku odrzucania). Aby rozwinąć dziedzinę transplantacji jelit i wielonarządowej, potrzebne są dalsze dane generowane z niezawodnych i wykonalnych modeli zwierzęcych. Model przedstawiony w niniejszym opracowaniu łączy niezawodność i wykonalność po ustandaryzowaniu jego wdrożenia i może dostarczyć cennych informacji na temat złożonych molekularnych, komórkowych i funkcjonalnych mechanizmów wywoływanych przez transplantację jelita. Opisaną procedurę z sukcesem stosowaliśmy i udoskonalaliśmy w naszym laboratorium przez ponad 5 lat 8-11. Format wideo JoVE jest szczególnie przydatny do zademonstrowania tej złożonej procedury i uniknięcia początkowych błędów przez grupy planujące ustanowienie ortotopowego modelu gryzoni do badania transplantacji jelita.

Standardowy przebieg pooperacyjny
Zwierzęta po przeszczepie powinny szybko dojść do siebie po zabiegu pod lampą grzewczą przez około 1 hr. Hipotermia jest główną przyczyną śmiertelności pooperacyjnej i należy jej starannie zapobiegać w trakcie oraz po operacji. Straty płynów w trakcie operacji należy uzupełnić poprzez iniekcję s.c. 2,5 ml soli fizjologicznej oraz 2,5 ml 5% glukozy co 8 hr przez pierwsze 24 hr. Szczury powinny mieć również swobodny dostęp do roztworu glukozy (lub diety żelowej) or...

Przeszczep cienkiego jelita stał się uznaną opcją terapeutyczną dla pacjentów z nieodwracalną niewydolnością jelit. Nasz eksperymentalny model ortotopowego przeszczepu cienkiego jelita u szczurów służy jako niezawodne narzędzie do badania podstawowych procesów immunologicznych i zapalnych, które komplikują transplantację jelita.

Ortotopowe przeszczepianie jelita cienkiego u szczurów

Przeszczepienie jelita cienkiego stało się uznaną opcją kliniczną dla pacjentów z zespołem krótkiego jelita oraz niewydolnością żywienia pozajelitowego...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest wykonanie ortotopowego przeszczepu jelita u szczura. Osiąga się to najpierw poprzez pobranie jelita cienkiego od zwierzęcia dawcy. Drugim etapem procedury jest tzw. przygotowanie przeszczepu jelita na stole operacyjnym przed transplantacją.Trzecim krokiem procedury jest wszczepienie poprzez wykonanie anastomozy tętniczej i żylnej, a następnie reperfuzję przeszczepu. Ostatnim etapem procedury jest przywrócenie ciągłości jelitowej poprzez wykonanie anastomozy jelita w sposób koniec-do-końca, odpowiednio w przypadku jejunostomii i ileoileostomii. W rezultacie można uzyskać wyniki wykazujące długoterminowe przeżycie zwierząt z przeszczepem izogenicznym dzięki doskonałej funkcji przeszczepu i wystarczającej wchłanialności składników odżywczych z drogą pokarmową w kombinacjach alergogennych.Można jednak badać różne aspekty ostrego i przewlekłego odrzucenia jelita. Ta metoda może pomóc w odpowiedzi na kluczowe pytania w dziedzinie transplantacji jelit, takie jak mechanizmy ostrego i przewlekłego odrzucania, które mogą prowadzić do utraty przeszczepu i pogorszenia wyniku klinicznego. Wizualna prezentacja tej metody jest kluczowa.Kluczowe etapy są trudne do opanowania, głównie ze względu na niewielki rozmiar naczyń oraz konieczność zastosowania szybkiej i precyzyjnej techniki mikroschirurgicznej w celu zminimalizowania czasu niedokrwienia na ciepło. Przed operacją szczura dawcy należy poddać go 24-godzinnemu postowi, zapewniając swobodny dostęp do wody i roztworu glukozy. Po znieczuleniu zwierzęcia 2% izofluranem w drodze inhalacji, należy sprawdzić stopień sedacji, wykonując test odruchowy palca.Uchwyć skórę, ogol brzuch i zdezynfekuj skórę trzykrotnie preparatem do przygotowania pola operacyjnego. Następnie, po podaniu podskórnym leku przeciwbólowego, wykonaj nacięcie pośrodkowe za pomocą skalpela. Wykonaj nacięcie pośrodkowe pod mikroskopem chirurgicznym.Owiń jelito cienkie gazą nasączoną solą fizjologiczną i umieść je po lewej stronie jamy brzusznej za pomocą sterylnego tamponu i wymazówki. Delikatnie oddziel fizjologiczne zrosty między trzustką a okrężnicą wstępującą, w razie potrzeby używając mikrosekcji i nici jedwabnej 7-0 z węzłem typu „ósemka”, a następnie przerwij naczynia kątniczo-cekalne oraz prawe i środkowe naczynia okrężnicze, przesunąwszy okrężnicę wstępującą na prawą stronę żyły krezkowej górnej (SMV) za pomocą wiązań 7-0 typu „ósemka”; naczynia prawe i środkowe okrężnicze przetnij, używając kleszczyków typu mosquito unieruchomionych za pomocą uformowanego plastra. Odciągnij żołądek ku górze tak, aby cała żyła SMV została wyprostowana i wyeksponowana.Następnie należy podwiązać i przeciąć żyły trzustkowo-dwunastnicze odchodzące od SMV. Potem należy odwrócić przeszczep na prawą stronę jamy brzusznej; gdy przeszczep znajduje się po prawej stronie, dostępna staje się luźna tkanka łączna, w tym wszystkie naczynia limfatyczne między SMV a aortą brzuszną. Należy użyć nici jedwabnej 7-0 do podwiązania i przecięcia tkanki, aby uniknąć pooperacyjnego odpływu limfy z przeszczepu jelitowego.Rozchylić tkankę łączną, a następnie podwiązać i przeciąć prawą tętnicę nerkową. Podać szczurowi heparynę systemowo w dawce 200 jednostek drogą dożylną (IV) przez żyłę prącia. Podwiązać tętnice krętej i przeciąć jelito cienkie na wysokości połączenia dwunastniczo-żołądkowego oraz w obrębie końcowego odcinka jelita krętego.Podwiąż aortę proksymalnie względem odejścia SMA, a następnie przetnij żyłę wrotną w miejscu jej połączenia z żyłą śledzionową. Pobierz przeszczep wraz z jego szypułą naczyniową, składającą się z SMA wraz z segmentem aorty. Używając kaniuli do infuzji dożylnej 20G na strzykawce 10 ml, wprowadź ją przez przewód aortalny.Przepłucz przeszczep przy użyciu trzech mililitrów schłodzonego roztworu University of Wisconsin lub uw. Następnie, za pomocą strzykawki 50 mililitrów, przepłucz światło jelita od strony końcowej AL 30 mililitrami zimnego roztworu cetin podczas przygotowania biorcy. Przechowuj przeszczep w zimnym roztworze UW przed operacją szczura biorcy.Zapewnić zwierzęciu post z wolnym dostępem do roztworu glukozy w wodzie przez 24 godziny po znieczuleniu izofluranem w stężeniu 2%. Podać karprofen w celu zapewnienia przeciwbólowego działania śródoperacyjnego. Wygoić brzuch i zdezynfekować skórę trzykrotnie preparatem do przygotowania skóry.Następnie wykonaj cięcie pośrodkowe. Owiń jelito biorcy gazikami GRE nasączonymi solą fizjologiczną i umieść je na klatce piersiowej biorcy. Używając sterylnych gazików i tamponów, rozszerz tępo przestrzeń zaotrzewnową, aby odsłonić aortę brzuszną i żyłę główną dolną poniżej naczyń nerkowych, aż do poziomu naczyń biodrowych, aby uniknąć utraty krwi podobnej do tej przedstawionej na obrazie osiem.Małe odgałęzienia lędźwiowe i rdzeniowe od aorty oraz żyły głównej z naczyniami mikrokrążenia. Klipsy. Załóż zacisk naczyniowy na aortę i żyłę główną dolną poniżej lewych naczyń nerkowych, proksymalnie i powyżej rozwidlenia biodrowego. Następnie distalnie nacinamy ścianę przednią obu naczyń i wypłukujemy pozostałą krew.Przenieś przeszczep na pole operacyjne, aby wykonać anastomozę koniec do końca pomiędzy odcinkiem aorty przeszczepu a aortą podnerkową biorcy. Użyj szwu ciągłego z nici Prolene 10-0. Umieść przeszczep w prawej stronie jamy brzusznej, wykonaj szwy tylnej ściany anastomozy tętniczej i zawiąż dolny szew stabilizujący.Następnie odwróć przeszczep na lewą stronę brzucha, aby odsłonić przednią ścianę anastomozy, utrzymując przeszczep po lewej stronie brzucha. Rozpocznij anastomozę metodą Portera-Cable'a, zakładając dolny szew stabilizujący. Następnie, używając nici Prolene 10-0, wykonaj anastomozę koniec-do-końca między żyłą wrotną przeszczepu a żyłą główną dolną biorcy.Następnie, od strony zewnętrznej, zabezpiecz szwy ściany przedniej, gdy wszystkie szwy znajdą się na swoim miejscu. Usuń zaciski dystalne, a następnie zaciski górne. W celu opanowania ewentualnego krwawienia z miejsca anastomozy zastosuj bezpośredni ucisk za pomocą patyczków bawełnianych.Sprawdzić, czy w przeszczepie nastąpiła równomierna i szybka reperfuzja po podwiązaniu naczyń krezkowych, a następnie wyciąć całe jelito cienkie biorcy, zachowując dwa do trzech centymetrów proksymalnego jelita czczego oraz jeden centymetr dystalnego jelita krętego, używając około 16 nieprzerwanych szwów Monocryl 6-0. Przywrócić ciągłość jelit poprzez proksymalną i dystalną anastomozę jelitową koniec-do-końca. Przepłukać jamę otrzewną solą fizjologiczną do momentu uzyskania czystości.Podaj dwa mililitry soli fizjologicznej drogą dosytroniczną w celu nawodnienia organizmu. Następnie użyj nici Vicryl 3-0 do zszycia warstwy mięśniowej oraz szwu ciągłego do zamknięcia powłok brzusznych po zabiegu. Aby przyspieszyć rekonwalescencję, umieść szczura pod lampą grzewczą.Zwierzę należy utrzymać na czczo, zapewniając mu dostęp do wody oraz roztworu glukozy, a w ciągu pierwszych 24 godzin podawać podskórnie iniekcje soli fizjologicznej i glukozy co osiem godzin; w drugim dniu, po procedurze transplantacji, przywrócić dostęp do karmy i wody ad libitum. Ogólny wygląd, stan futra i wygląd błon śluzowych powinny być prawidłowe po pierwszym dniu po operacji. Poziom aktywności powinien powrócić do stanu sprzed operacji.Jednakże apatia lub nieprawidłowe zachowanie sugerują wczesne powikłania pooperacyjne. Rysunek ten przedstawia średnią masę ciała po ortotopowym przeszczepie jelita cienkiego. Po początkowym spadku masy ciała do 20%, szczury zaczną ponownie przybierać na wadze około szóstego do ósmego dnia po operacji i zazwyczaj osiągną około 90% swojej masy przedoperacyjnej około 14. dnia po operacji.Podczas wykonywania tej procedury należy skupić się na zminimalizowaniu utraty krwi oraz skróceniu czasu niedokrwienia na ciepło. Czas jest kluczowy dla odniesienia sukcesu po zakończeniu procesu. Technika ta utorowała drogę badaczom w dziedzinie transplantologii jelit do zgłębiania mechanizmów odrzucania ostrego i przewlekłego w modelu gryzoni.

orthotopic-small-bowel-transplantation-in-rats

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Przeszczepienie ortotopowe jelita cienkiego u szczurów

Model transplantacji jelita cienkiego myszy jest uznawany za istotne narzędzie do badania mechanizmów odrzutu immunologicznego oraz przesiewowego badania nowych leków immunosupresyjnych. Jednak zastosowanie tego modelu jest ograniczone, ponieważ techniki w nim wykorzystywane stanowią niezwykle trudne wyzwanie techniczne. W niniejszym materiale przedstawiamy zmodyfikowaną technikę.

Przeszczep jelita cienkiego u myszy

W niniejszym filmie zaprezentowano model ortotopowego przeszczepu aorty jako prosty model do badania rozwoju waskulopatii przeszczepu (TVP) u szczurów. <br...

Ortotopowy przeszczep aorty: model szczurzy do badania rozwoju przewlekłej waskulopatii

W niniejszej pracy opisujemy procedurę ortotopowego przeszczepienia kończyny tylnej szczura, która wydaje się być złotym standardem modelu in vivo w badaniach nad allotransplantacją tkanek złożonych.

Ortotopowe przeszczepianie kończyny tylnej u szczurów

Przedstawiamy łatwą do wdrożenia modyfikację klasycznej techniki dwóch mankietów stosowanej w ortotopowym przeszczepieniu wątroby u szczura.

Ortotopowa transplantacja wątroby u szczurów

Ortotopowe przeszczepienie wątroby u szczurów jest niezbędnym modelem eksperymentalnym w badaniach biomedycznych. W niniejszym materiale przedstawiamy procedury chirurgiczne ortotopowego przeszczepienia wątroby szczura z rekonstrukcją tętnicy wątrobowej z wykorzystaniem 50% częściowego graftu.

Procedury chirurgiczne w szczurzym modelu częściowego ortotopowego przeszczepu wątroby z rekonstrukcją tętnicy wątrobowej

Rekonstrukcja żyły głównej nadwątrobowej (SHVC) pozostaje trudnym krokiem w ortotopowym przeszczepie wątroby u szczurów. W tym artykule przedstawiamy krok po kroku protokół rekonstrukcji SHVC u szczurów przy użyciu nowatorskiej techniki zespolenia magnetycznego.

Szczurzy model ortotopowego przeszczepu wątroby z wykorzystaniem nowatorskiej techniki zespolenia magnetycznego do rekonstrukcji żyły głównej nadwątrobowej

Celem tego manuskryptu i protokołu jest szczegółowe wyjaśnienie i demonstracja procedury chirurgicznej ortotopowego przeszczepu nerki u szczurów. Metoda ta jest uproszczona w celu uzyskania prawidłowej perfuzji nerki dawcy i skrócenia czasu reperfuzji poprzez zastosowanie techniki zespolenia mankietu żylnego i moczowodowego.

Ortotopowy przeszczep nerki szczura: nowatorskie i uproszczone podejście chirurgiczne

Opisujemy model heterotopowego przeszczepu serca w jamie brzusznej u szczurów, sugerując modyfikacje obecnych strategii, które prowadzą do uproszczonego podejścia chirurgicznego. Dodatkowo opisujemy nowatorski model odrzucania przeszczepu poprzez wstrzyknięcie do ucha ważnych komórek mięśnia sercowego, co pozwala na dalsze analizy immunologiczne przeszczepu u szczurów.

Model immunologiczny do heterotopowego przeszczepu komórek serca i mięśnia sercowego u szczurów

Model ortotopowego przeszczepu nerki u szczurów przyczynia się do zbadania mechanizmu odrzucania alloprzeszczepu nerki. Obecny model zwiększa przeżywalność biorców bez zakłóceń w ukrwieniu i refluksu żylnego dolnej części ciała za pomocą zespolenia end-to-end implantacji nerki oraz metody "tunelowej" zespolenia moczowód-pęcherz moczowy.

Ortotopowy model przeszczepu nerki u szczura do odrzucania alloprzeszczepu nerki

Protokół ten opisuje ulepszoną technikę ortotopowego przeszczepu lewego płuca u szczurów, koncentrując się na zmniejszeniu trudności operacyjnych i poprawie wskaźników przeżycia.

Ortotopowy przeszczep lewego płuca u szczurów

Protokół ten opisuje model przeszczepu jelita na szczurach z ileostomią w celu oceny w czasie interwencji lekowej w przypadku odrzucenia przeszczepu.

Model odrzucenia przeszczepu przeszczepu jelita szczura z zewnętrzną ileostomią do oceny rokowania podłużnego

Poznaj ortotopowy przeszczep jelita cienkiego u szczurów, metodę mikrochirurgiczną stosowaną w badaniach immunologicznych i transplantacyjnych. Technika ta umożliwia analizę mechanizmów odrzucania przeszczepu oraz ocenę długoterminowej funkcji przeszczepu.

Ortotopowe przeszczepianie jelita cienkiego u szczurów

Przeglądaj więcej filmów