Name: Zmodyfikowana metoda EPA 1623, która wykorzystuje etapy ultrafiltracji pustych włókien o przepływie stycznym i dysocjacji ciepła do wykrywania przenoszonych przez wodę Cryptosporidium i Giardia spp. (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-07-09T13:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 11 s
Description: Poznaj zmodyfikowaną metodę EPA 1623 do wykrywania Cryptosporidium i Giardia w wodzie wykorzystującą ultrafiltrację pustych włókien o przepływie stycznym oraz dysocjację ciepła. Protokół obejmuje immunomagnetyczną separację i mikroskopię immunofluorescencyjną.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Chcielibyśmy podziękować Ann Grimm i Michaelowi Zimmermanowi za krytyczną recenzję niniejszego manuskryptu oraz Dougowi Hamiltonowi za wsparcie techniczne.

1. Procedura ultrafiltracji przepływem stycznym w kapilarach pustych
<ol>
 <li>Przygotowanie buforów i roztworów:
 Roztwór do elucji (1 L): 
 Do 1 L wody czystości odczynnikowej dodać 0,1 g polifosforanu sodu, 0,1 ml Tween-80 oraz 0,01 ml odpieniacza Y-30. </li>
 <li>Przygotowanie zestawu filtracyjnego (Rysunek 1) w komorze bezpieczeństwa biologicznego:
 <ol>
 <li>Przeciągnąć wężyk laboratoryjny Masterflex I/P 73 przez głowicę pompy Masterflex I/P Easy-Load podłączoną do precyzyjnego bezszczotkowego napędu Masterflex I/P.</li>
 <li>Zamocować wężyk za pomocą obejmy śrubowej do manometru wypełnionego gliceryną o zakresie 0-60 psi, wyposażonego w trójnik NPT, przed głowicą pompy, oraz do trójnika z HDPE za głowicą pompy.</li>
 <li>Złożyć butelkę na retentat, montując nasadkę do napełniania/odpowietrzania Nalgene 53-B z wężykiem laboratoryjnym Masterflex L/S 15 i trójnikiem, a następnie mocując ją do wytrzymałej polipropylenowej butelki Nalgene o pojemności 1 L.</li>
 <li>Wyposażyć wężyk Masterflex L/S 24 w zacisk zaciskowy (zacisk 2) i połączyć go od butelki na retentat do trójnika z HDPE.</li>
 <li>Połączyć wężyk laboratoryjny Masterflex L/S 24 od manometru do dializatora o wysokim strumieniu Asahi Kasei Rexeed 25S za pomocą obejmy śrubowej oraz od dializatora do butelki na retentat. Aby połączyć wężyk z ultrafiltrem włóknistym, należy użyć specjalnie wykonanych adapterów DIN przystosowanych do wężyków o średnicy wewnętrznej ¼".</li>
 <li>Wyposażyć wężyk laboratoryjny Masterflex L/S 24 w zacisk zaciskowy (zacisk 1) i połączyć go z plastikową pipetą o pojemności 10 ml (po usunięciu końcówki i bawełnianego czopa), aby służyła jako linia poboru próbki, a następnie przymocować wężyk do trójnika z HDPE.</li>
 <li>Wyposażyć jeden koniec wężyka laboratoryjnego Masterflex L/S-36 w zacisk rampowy i połączyć wężyk z portem odpływowym znajdującym się w pobliżu końca wyjściowego filtra. Drugi koniec umieścić w pojemniku na odpady.</li>
 </ol>
 </li>
 <li>Do 10 L próbki wody dodać 0,01 % (w/v) polifosforanu sodu i mieszać przez 3 min.</li>
 <li>Zamknąć zacisk zaciskowy 2 i zdjąć nasadkę odpowietrzającą z butelki na retentat. Wszystkie pozostałe zaciski powinny być otwarte.</li>
 <li>Ustawić kierunek pompowania tak, aby ciecz płynęła z trójnika do manometru (z prawej strony na lewą, zgodnie z Rysunkiem 1). Ustawić prędkość pompy na 25% prędkości maksymalnej i włączyć pompę.</li>
 <li>Gdy butelka na retentat będzie wypełniona w 2/3, otworzyć zacisk zaciskowy 2 i szybko ponownie założyć nasadkę odpowietrzającą na butelkę na retentat. Sprawdzić wszystkie linie i połączenia, aby upewnić się, że nie ma wycieków.</li>
 <li>Powoli zwiększać prędkość pompy do pożądanej szybkości filtracji (około 1,5 L/min), sprawdzając szczelność. Za pomocą cylindra miarowego i stopera lub przepływomierza sprawdzić szybkość filtracji wody wypływającej z linii odpływowej (niebieski wężyk L/S 36 na Rysunku 1). Na końcu wyjściowym filtra mogą zazwyczaj tworzyć się pęcherzyki powietrza, co utrudnia uzyskanie stabilnego ciśnienia i szybkości filtracji. Można to skorygować, ściskając ręką linię odpływową na chwilę. Działanie to zazwyczaj wypchnie pęcherzyk powietrza do portu filtratu i spowoduje jego usunięcie przez linię odpływową. Powtarzać w razie potrzeby, pamiętając, że pęcherzyki powietrza wielkości ziarnka grochu są często nieuniknione.</li>
 <li>Monitorować proces filtracji. W razie potrzeby mierzyć i zapisywać ciśnienie oraz szybkość filtracji. Ciśnienie nigdy nie powinno przekroczyć 20 psi. Zaleca się, aby szybkość filtracji nie przekraczała 2,0 L/min. Ważne jest monitorowanie objętości wody w butelce na retentat, aby upewnić się, że nigdy nie zostanie ona opróżniona. Niewielkie wahania objętości są normalne. Jeśli objętość wody w butelce na retentat spadnie poniżej 1/3, zdjąć nasadkę odpowietrzającą i zamknąć zacisk zaciskowy 2 na linii butelki na retentat. Przywrócić objętość do około 2/3, otworzyć zacisk i szybko ponownie założyć nasadkę odpowietrzającą, zapewniając szczelne zamknięcie. Jeśli objętość w butelce na retentat spada szybko i stale, należy upewnić się, że pokrywa butelki jest szczelna, nasadkę odpowietrzającą zamontowano prawidłowo, a wężyk nadal ma kontakt z próbką wody. Jeśli te problemy nie występują, prawdopodobnie uszczelka w pokrywie butelki na retentat jest wadliwa i powinna zostać wymieniona.</li>
 <li>Po opróżnieniu pojemnika z próbką natychmiast zamknąć zacisk zaciskowy 1, zmniejszyć prędkość pompy do 20% wartości maksymalnej, zdjąć nasadkę odpowietrzającą z butelki na retentat i zamknąć zacisk rampowy.</li>
 <li>Dostosować objętość próbki w butelce na retentat do około 200 ml, zacieśniając lub luzując zacisk rampowy. Po uzyskaniu objętości około 200 ml zacieśnić zacisk rampowy na potrzeby etapów elucji (1.11-1.12).</li>
 <li>Dodać 500 ml roztworu do elucji do pojemnika z próbką i wypłukać wnętrze pojemnika. Umieścić pipetę 10 ml połączoną z linią poboru próbki w pojemniku zawierającym roztwór do elucji. Upewnić się, że zacisk rampowy jest zamknięty. Otworzyć zacisk zaciskowy 1 i na chwilę zamknąć zacisk zaciskowy 2, aby zassać roztwór do elucji.</li>
 <li>Po zassaniu 500 ml roztworu do elucji zamknąć zacisk zaciskowy 1 i otworzyć zacisk zaciskowy 2. Pozostawić roztwór do elucji w obiegu przez 5 minut przy prędkości pompy wynoszącej 20% prędkości maksymalnej.</li>
 <li>Dostosować objętość próbki w butelce na retentat do około 100 ml, zacieśniając lub luzując zacisk rampowy na linii odpływowej. Zacieśnić zacisk rampowy i pozwolić próbce krążyć przez 1 minutę. Aby uniknąć zassania powietrza do wężyka, należy upewnić się, że objętość próbki w butelce na retentat jest wystarczająco wysoka, aby zakryć wężyk L/S 15 wchodzący do butelki.</li>
 <li>Zmienić kierunek pracy pompy, co wymusi przepływ próbki do butelki na retentat. Pozostawić pompę pracującą w odwrocie przez 20 sekund, co pozwoli uzyskać łącznie ~225 ml w butelce na retentat. Wyłączyć pompę.</li>
 <li>Zdjąć wężyk Masterflex I/P 73 z głowicy pompy i odłączyć manometr. Odłączyć wężyk Masterflex L/S 24 wychodzący z ultrafiltra włóknistego. Trzymać wężyk nad butelką na retentat, aby wymusić spływ pozostałej próbki do butelki.</li>
 <li>Odłączyć wszystkie wężyki od butelki i zastąpić nasadkę odpowietrzającą nasadką nieodpowietrzającą.</li>
 <li>Kontynuować procedurę IMS/IFA z uzyskanym retentatem o objętości ~225 ml.</li>
</ol>
2. Procedura separacji immunomagnetycznej
<ol>
 <li>Przygotowanie buforów i roztworów:
 <ol>
 <li>Dopuścić bufory dołączone do zestawu Dynabeads: Cryptosporidium/Giardia combo do osiągnięcia temperatury pokojowej.</li>
 <li>1X SL-buffer A: Dodać 1 ml 10X SL-buffer A do 9 ml wody czystości reagentowej.</li>
 </ol>
 </li>
 <li>Przenieść ok. 225 ml cieczy z butelki z retentatem do opisanej stożkowej probówki wiriówkowej o pojemności 250 ml. Przepłukać butelkę z retentatem dwukrotnie 10 ml wody reagentowej i dodać płukanki do stożkowej probówki wiriówkowej. Centryfugować zawiesinę przy 1500 x g przez 15 min w temperaturze 4 °C bez hamowania.</li>
 <li>Ostrożnie odessać nadosad z poziomu granicy faz powietrze-woda do poziomu 5 ml powyżej zbitego osadu na każde 0,5 ml objętości osadu (np. odessać do 15 ml powyżej osadu o objętości 1,3 ml lub do 5 ml w przypadku osadu o objętości 0,5 ml lub mniejszej).</li>
 <li>Dokładnie resuspendować osad w nadosadzie poprzez mieszanie na wortexie i/lub pipetowanie. Przenieść każdą 5 ml objętość cieczy do płaskiej probówki Dynal L10 zawierającej po 1 ml 10X SL-buffer A oraz 10X SL-buffer B. Przepłukać stożkową probówkę wiriówkową dwukrotnie 2,5 ml wody reagentowej i dodać płukankę do probówki L10, tak aby całkowita objętość w probówce L10 wynosiła 12 ml, wliczając w to bufory.</li>
 <li>Do probówki L10 dodać po 100 μl dobrze wymieszanych resuspendowanych kulek Dynabeads anty-Cryptosporidium oraz anty-Giardia. Rotować probówkę L10 z prędkością 18 rpm przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej na mieszalniku rotacyjnym.</li>
 <li>Przystawić płaską stronę probówki L10 do magnesu MPC-6 i delikatnie kołysać probówką wzdłuż jej osi o 180° przez 2 minuty.</li>
 <li>Trzymając probówkę L10 w magnesie MPC-6 stroną z magnesem do góry, odlać nadosad, unikając zassania kompleksów kulek/(oo)cyst związanych z magnesem. Wyjąć probówkę L10 z magnesu i dodać do niej 0,5 ml 1X SL-buffer A. Przenieść zawiesinę, wykonując dwa dodatkowe płukania 0,5 ml 1X SL-buffer A, do probówki do mikrocentryfugi o pojemności 1,5 ml umieszczonej w MPC-S z magnesem w pozycji pionowej.</li>
 <li>Delikatnie kołysać probówką w magnesie MPC-S o 180° przez 1 minutę. Przy zamocowanym magnesie odessać nadosad za pomocą pipety Pasteura skierowanej do dna probówki do mikrocentryfugi.</li>
 <li>Dodać 1 ml 1X PBS do przedniej strony probówki do mikrocentryfugi, wyjąć magnes i delikatnie kołysać probówką tylko do momentu resuspensji kulek. Ponownie umieścić magnes w pozycji pionowej i delikatnie kołysać probówką o 180° przez 1 minutę. Odessać płukankę PBS za pomocą pipety Pasteura, nie naruszając osadu kulek, aby usunąć jak najwięcej zanieczyszczeń.</li>
 <li>Wyjąć magnes i dodać 50 μl wody reagentowej do tylnej strony probówki do mikrocentryfugi. Mieszać na wortexie z pełną prędkością przez 50 sekund, następnie inkubować probówkę w temperaturze 80 °C przez 10 minut, po czym ponownie mieszać na wortexie przez 30 sekund. Umieścić magnes w MPC-S w pozycji skośnej, aby związać kulki z magnesem, pozostawiając (oo)cysty w cieczy. Nanieść zawiesinę (oo)cyst na szkiełko z dołkami SingleSpot.</li>
 <li>Powtórzyć krok 2.10, nakładając ciecz do tego samego dołka, w którym znajduje się pierwsza dysocjacja. Umieścić szkiełko na podgrzewaczu do szkiełek w temperaturze 37 °C na 1 godzinę, aby zawiesina wyschła w dołku szkiełka.</li>
</ol>
3. Barwienie i badanie
<ol>
 <li>Przygotowanie buforów i roztworów: 
 Roztwór roboczy DAPI: do 25 ml 1X PBS dodać 25 μl roztworu zapasowego DAPI (2 mg/ml w metanolu). Roztwory zapasowe i robocze przechowywać w ciemności w temperaturze od 1 °C do 10 °C.</li>
 <li>Nanieść 50 μl metanolu do dołka na preparacie i pozostawić do wyschnięcia w temperaturze pokojowej.</li>
 <li>Dodać 50 μl roztworu roboczego DAPI do dołka na preparacie i inkubować przez 2 minuty w temperaturze pokojowej.</li>
 <li>Za pomocą chusteczki Kimwipe odsączyć DAPI z dołka. Nanieść 50 μl EasyStain. Inkubować w temperaturze 35 °C przez 30 minut.</li>
 <li>Odsączyć barwnik z dołka chusteczką Kimwipe, a następnie powoli dodać 300 μl zimnego buforu utrwalającego EasyStain, pozwalając mu przepłynąć przez krawędź dołka. Inkubować przez 2 minuty w temperaturze pokojowej.</li>
 <li>Za pomocą chusteczki Kimwipe odsączyć bufor z dołka i nanieść 10 μl medium montażowego EasyStain Mounting Medium.</li>
 <li>Ostrożnie nałożyć szkiełko nakrywkę, usuwając powstałe pęcherzyki powietrza. Uszczelnić szkiełko bezbarwnym lakierem do paznokci.</li>
 <li>Przeskanować cały preparat przy użyciu filtru FITC, przy całkowitym powiększeniu 200X, w poszukiwaniu jajowatych lub sferycznych, jabłkowo-zielonych fluorescencyjnych obiektów przypominających oocystę lub cystę. Wszystkie takie obiekty zbadać przy użyciu filtru DAPI przy całkowitym powiększeniu 1000X, a następnie za pomocą DIC, również przy całkowitym powiększeniu 1000X. Zarejestrować rozmiar za pomocą skalibrowanego mikrometru okularowego oraz cechy morfologiczne.</li>
 <li>Udokumentować wyniki.</li>
</ol>
Uwaga: Dodatkowe informacje na temat oryginalnej procedury znajdują się w wersji z grudnia 2005 r. metody EPA Method 162312. Opisana procedura ultrafiltracji przez błony kapilarne z przepływem stycznym jest stosowana zamiast Sekcji 12.0 metody EPA Method 1623. Dysocjacja termiczna modyfikuje Sekcję 13.3.3 metody EPA Method 1623. Procedura opisuje również dodatkowe płukanie PBS podczas procesu IMS, które można wstawić do wersji z grudnia 2005 r. metody 1623 po sekcji 13.3.2.16. Pełna lista materiałów eksploatacyjnych, odczynników i sprzętu wykorzystanego w metodzie EPA Method 1623, wliczając powyższe modyfikacje, znajduje się w liście sprzętu.
4. Reprezentatywne wyniki
Cryptosporidium oocysty oraz cysty Giardia odzyskane w procesach filtracji i immunomagnetycznej separacji są wykrywane za pomocą analizy mikroskopowej. Przy całkowitym powiększeniu 200X każdy organizm wykazujący typowy wzór barwienia, rozmiar i kształt, jak pokazano na Rysunku 2, powinien zostać poddany dalszej obserwacji z użyciem imersji olejowej przy całkowitym powiększeniu 1000X. Pozwoli to na pomiar i identyfikację typowych cech charakterystycznych lub cech atypowych, które wykluczyłyby pozytywną identyfikację. Cryptosporidium to obiekt od owalnego do sferycznego o średnicy od 4 do 6 μm, który wykazuje intensywną, jabłkowo-zieloną fluorescencję FITC z wyraźnie zaznaczonymi krawędziami (Rysunek 3A). Przy użyciu DAPI UV oocysta będzie wykazywać jedną z następujących typowych kategorii cech: jasnoniebieskie barwienie wewnętrzne z zieloną obręczą i brakiem wyraźnych jąder (DAPI negatywne), intensywnie niebieskie barwienie wewnętrzne lub do czterech wyraźnych, błękitnych jąder (DAPI pozytywne - Rysunek 3B). Cechy atypowe obejmują odchylenia w kolorze, strukturze lub fluorescencji DAPI (np. zbyt wiele zabarwionych jąder, czerwone fluorescencyjne struktury wewnętrzne). Jeśli obiekt fluorescencyjny spełnił kryteria typowego barwienia FITC i DAPI, jest on badany przy użyciu kontrastowego mikroskopu różnicowego (DIC). Obiekt jest analizowany pod kątem atypowych zewnętrznych lub wewnętrznych cech morfologicznych, takich jak ornamentacja ściany komórkowej lub jedno lub dwa duże jądra wypełniające komórkę. Jeśli nie zaobserwowano struktur atypowych, obiekt zostaje ujęty w całkowitej liczbie IFA i sklasyfikowany jako pusta struktura amorficzna lub zawierająca od jednego do czterech sporozoitów (Rysunek 3C). Podobnie obiekty przypominające Giardia są badane pod kątem barwienia FITC i DAPI, a także cech DIC, takich jak aksonemy, ciała pośrednie i jądra. Cysty Giardia to okrągłe lub owalne, intensywnie jabłkowo-zielone obiekty o długości 8 - 18 μm i szerokości 5 - 15 μm z wyraźnie zaznaczonymi krawędziami (Rysunek 3D). Przy użyciu DAPI UV cysta Giardia będzie wykazywać barwienie DAPI-negatywne lub cechy DAPI-pozytywne (Rysunek 3E). Obiekt fluorescencyjny jest badany za pomocą DIC pod kątem cech typowych i atypowych w ten sam sposób, jak opisano dla Cryptosporidium. Jeśli nie zaobserwowano cech atypowych, obiekt zostaje ujęty w całkowitej liczbie IFA i sklasyfikowany jako pusty, zawierający strukturę amorficzną lub jeden lub więcej typów struktur wewnętrznych (Rysunek 3F).
Każdy organizm wykazujący nietypowe cechy nie powinien być liczony jako (oo)cysta. Analiza mikroskopowa próbek środowiskowych może być trudna, ponieważ istnieją organizmy, które mogą wykazywać autofluorescencję lub reagować krzyżowo z przeciwciałami anty-Cryptosporidium i/lub anty-Giardia sprzężonymi z FITC 1. Zaleca się, aby analityk był zaznajomiony z mikroorganizmami wodnymi i przeanalizował kilkadziesiąt preparatów w celu zdobycia doświadczenia w identyfikacji Cryptosporidium i Giardia. Przed każdą sesją przy mikroskopie należy zidentyfikować co najmniej trzy (oo)cysty na preparacie kontrolnym z barwieniem pozytywnym.
Próbki kontroli jakości można wzbogacić o oocysty, aby określić procent odzysku dla każdego pierwotniaka, korzystając z obliczenia: 
Procent odzysku oocyst = ((Liczba w próbce QC - Liczba w próbce niewzbogaconej) / Ilość dodana) x 100.
<img alt="Schemat filtracji włóknistej; konfiguracja systemu ultrafiltracji; proces oddzielania odpadów i retentatu." src="/files/ftp_upload/4177/4177fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1. Graficzna reprezentacja systemu ultrafiltracji włóknistej z przepływem stycznym. Przewody są oznaczone kolorami, aby ułatwić montaż systemu.
<img alt="Obraz z mikroskopii fluorescencyjnej; komórki z barwionymi jądrami, pasek skali 50μm do analizy komórkowej." src="/files/ftp_upload/4177/4177fig2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2. Reprezentatywny obraz fluorescencyjny oocyst Cryptosporidium i cyst Giardia. Oocysty Cryptosporidium oraz cysty Giardia zabarwiono przeciwciałami anty-Cryptosporidium/Giardia znakowanymi FITC. Strzałki: cysty Giardia; groty strzałek: oocysty Cryptosporidium. W płaszczyźnie ostrości znaleziono łącznie cztery oocysty Cryptosporidium i sześć cyst Giardia. Próbki obserwowane przy powiększeniu 200X.
<img alt="Mikroskopia fluorescencyjna struktur komórkowych; strzałki wskazują obszary barwione; paski skali 5 µM, 10 µM." src="/files/ftp_upload/4177/4177fig3.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3. Reprezentatywne obrazy mikroskopowe oocyst Cryptosporidium oraz cyst Giardia wykorzystanych do charakterystyki. Oocysty Cryptosporidium (A - C). Intensywna, jabłkowo-zielona fluorescencja FITC obiektów sferycznych o średnicy od 4 do 6 μm z wyraźnie zaznaczonymi krawędziami (A), zawierających do czterech wyraźnych, błękitnych jąder barwionych DAPI (B) oraz od jednego do czterech sporozoitów (S) na oocystę (C). Cysty Giardia (D - F). Intensywna, jabłkowo-zielona fluorescencja FITC obiektów od okrągłych do jajowatych o długości 8 - 18 μm i szerokości 5 - 15 μm z wyraźnie zaznaczonymi krawędziami (D), zawierających do czterech błękitnych jąder barwionych DAPI (E) oraz jedną lub więcej rozpoznawalnych struktur wewnętrznych, takich jak jądra (N), ciało pośrodkowe (M) i/lub aksonemy (A) (F). Białe strzałki: intensywna jabłkowo-zielona fluorescencja barwiąca ściany oocyst Cryptosporidium i cyst Giardia; białe groty strzałek: jądra dodatnie dla DAPI. Próbki obserwowane przy powiększeniu 1000X.

<ol><li>DiGiorgio, C. L., Gonzalez, D. A., Huitt, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cryptosporidium+and+Giardia+recoveries+in+natural+waters+by+using+Environmental+Protection+Agency+Method+1623%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Environ.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Cryptosporidium and Giardia recoveries in natural waters by using Environmental Protection Agency Method 1623.</a> Appl. Environ. Microbiol. 68, 5952(2002).</li>
<li>Hill, V. R., Kahler, A. M., Jothikumar, N., Johnson, T. B., Hahn, D., Cromeans, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multistate+evaluation+of+an+ultrafiltration-based+procedure+for+simultaneous+recovery+of+enteric+microbes+in+100-liter+tap+water+samples%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Environ.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Multistate evaluation of an ultrafiltration-based procedure for simultaneous recovery of enteric microbes in 100-liter tap water samples.</a> Appl. Environ. Microbiol. 73, 4218-4225 (2007).</li>
<li>Hill, V. R., Polaczyk, A. L., Hahn, D., Narayanan, J., Cromeans, T. L., Roberts, J. M., Amburgey, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+rapid+method+for+simultaneous+recovery+of+diverse+microbes+in+drinking+water+by+ultrafiltration+with+sodium+polyphosphate+and+surfactants%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Environ.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Development of a rapid method for simultaneous recovery of diverse microbes in drinking water by ultrafiltration with sodium polyphosphate and surfactants.</a> Appl. Environ. Microbiol. 71, 6878-6884 (2005).</li>
<li>Hill, V. R., Polaczyk, A. L., Kahler, A. M., Cromeans, T. L., Hahn, D., Amburgey, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+hollow-fiber+ultrafiltration+to+the+USEPA+VIRADEL+technique+and+USEPA+method+1623%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Environ.+Qual%22%5BJournal%5D)">Comparison of hollow-fiber ultrafiltration to the USEPA VIRADEL technique and USEPA method 1623.</a> J. Environ. Qual. 38, 822-825 (2009).</li>
<li>Holowecky, P. M., James, R. R., Lorch, D. P., Straka, S. E., Lindquist, H. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+ultrafiltration+cartridges+for+a+water+sampling+apparatus%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Evaluation of ultrafiltration cartridges for a water sampling apparatus.</a> J. Appl. Microbiol. 106, 738-7347 (2009).</li>
<li>Lindquist, H. D., Harris, S., Lucas, S., Hartzel, M., Riner, D., Rochele, P., Deleon, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+ultrafiltration+to+concentrate+and+detect+Bacillus+anthracis%2C+Bacillus+atrophaeus+subspecies+globigii%2C+and+Cryptosporidium+parvum+in+100-liter+water+samples%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Microbiol.+Methods%22%5BJournal%5D)">Using ultrafiltration to concentrate and detect Bacillus anthracis, Bacillus atrophaeus subspecies globigii, and Cryptosporidium parvum in 100-liter water samples.</a> J. Microbiol. Methods. 70, 484-492 (2007).</li>
<li>Polaczyk, A. L., Roberts, J. M., Hill, V. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+1MDS+electropositive+microfilters+for+simultaneous+recovery+of+multiple+microbe+classes+from+tap+water%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Microbiol.+Methods%22%5BJournal%5D)">Evaluation of 1MDS electropositive microfilters for simultaneous recovery of multiple microbe classes from tap water.</a> J. Microbiol. Methods. 68, 260-266 (2007).</li>
<li>Rhodes, E. R., Hamilton, D. W., See, M. J., Wymer, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+hollow-fiber+ultrafiltration+primary+concentration+of+pathogens+and+secondary+concentration+of+viruses+from%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Evaluation of hollow-fiber ultrafiltration primary concentration of pathogens and secondary concentration of viruses from.</a> 176, 38-45 (2011).</li>
<li>Shaw, N. J., Villegas, L. F., Eldred, B. J., Gaynor, D. H., Warden, P. S., Pepich, B. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modification+to+EPA+Method+1623+to+address+a+unique+seasonal+matrix+effect+encountered+in+some+U.S.+source+waters%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Microbiol.+Methods%22%5BJournal%5D)">Modification to EPA Method 1623 to address a unique seasonal matrix effect encountered in some U.S. source waters.</a> J. Microbiol. Methods. 75, 445-448 (2008).</li>
<li>Simmons, O. D. 3rd, Sobsey, M. D., Heaney, C. D., Schaefer, F. W. 3rd, Francy, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Concentration+and+detection+of+Cryptosporidium+oocysts+in+surface+water+samples+by+method+1622+using+ultrafiltration+and+capsule+filtration%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Environ.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Concentration and detection of Cryptosporidium oocysts in surface water samples by method 1622 using ultrafiltration and capsule filtration.</a> Appl. Environ. Microbiol. 67, 1123-1127 (2001).</li>
<li>Sobsey, M. D., Glass, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+water+quality+on+enteric+virus+concentration+by+microporous+filter+methods%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Environ.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Influence of water quality on enteric virus concentration by microporous filter methods.</a> Appl. Environ. Microbiol. 47, 956-9560 (1984).</li>
<li>USEPA. Method 1623: Cryptosporidium and Giardia in Water by Filtration/IMS/FA. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Office+of+Water%22">Office of Water</a>. 815-R-05-002, EPA. (2005).</li>
<li>Ware, M. W., Wymer, L., Lindquist, H. D., Schaefer, F. W. 3rd <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+an+alternative+IMS+dissociation+procedure+for+use+with+Method+1622%3A+detection+of+Cryptosporidium+in+water%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Microbiol.+Methods%22%5BJournal%5D)">Evaluation of an alternative IMS dissociation procedure for use with Method 1622: detection of Cryptosporidium in water.</a> J. Microbiol. Methods. 55, 575-583 (2003).</li>
<li>Zuckerman, U., Tzipori, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Portable+continuous+flow+centrifugation+and+method+1623+for+monitoring+of+waterborne+protozoa+from+large+volumes+of+various+water+matrices%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Portable continuous flow centrifugation and method 1623 for monitoring of waterborne protozoa from large volumes of various water matrices.</a> J. Appl. Microbiol. 100, 1220-1227 (2006).</li>
</ol>

Badania opisane w niniejszym opracowaniu zostały sfinansowane przez Agencję Ochrony Środowiska Stanów Zjednoczonych (US EPA) za pośrednictwem Biura Badań i Rozwoju we współpracy z Centrum Wsparcia Technicznego Biura Wód Gruntowych i Wody Pitnej. Wszystkie prace były wspierane na miejscu w siedzibie US EPA w Cincinnati w stanie Ohio. Choć informacje opisane w tym artykule zostały sfinansowane w całości lub w części przez Agencję Ochrony Środowiska Stanów Zjednoczonych na podstawie umowy (Umowa EP-C-06-031) z firmą Shaw Environmental and Infrastructure, Inc, nie odzwierciedlają onekoniecznie poglądów Agencji i nie należy z nich wywnioskować oficjalnego poparcia. Treść została poddana recenzji Agencji i zatwierdzona do publikacji.

Ultrafiltracja tangentialna z zastosowaniem włókien kapilarnych jest alternatywną i skuteczną techniką wstępnego zagęszczania oocyst Cryptosporidium i cyst Giardia z wody. Ultrafiltracja kapilarna jest tańsza niż tradycyjne filtry. Ponieważ pozwala ona na zagęszczanie oocyst Cryptosporidium i cyst Giardia z różnych matryc wodnych, stanowi użyteczną alternatywę dla obecnych technik filtracji stosowanych w metodzie EPA 1623. Podobnie jak w przypadku większości innych metod filtracji, ultrafiltracja kapilarna jest podatna na zapychanie przy próbkach o bardzo wysokiej mętności. Zapychanie filtra prowadziłoby do wzrostu ciśnienia wody, dlatego zaleca się monitorowanie ciśnienia podczas procesu filtracji. Wykazano, że oprócz oocyst Cryptosporidium i cyst Giardia, ultrafiltracja kapilarna jest zdolna do zagęszczania bakterii i wirusów1-3,5,8. Ultrafiltracja kapilarna opisana w niniejszej metodzie może być wykorzystana do zagęszczania wielu organizmów w jednej próbce. Warto zaznaczyć, że uzyskanie objętości końcowej od 200 do 250 ml jest krytycznym końcowym etapem procedury zagęszczania, co pozwala uniknąć dodatkowych etapów wirowania, które mogłyby doprowadzić do utraty (oo)cyst (krok 2.2). Jednak dopuszczenie do zbyt dużego spadku objętości w butelce może niekorzystnie wpłynąć na odzysk, ponieważ objętość cieczy będzie niewystarczająca, aby przetłoczyć wszystkie oocysty lub cysty do butelki z retentatem. Dlatego zaleca się utrzymanie objętości końcowej w zakresie od 200 do 250 ml.
Dysocjacja termiczna stanowi alternatywę dla etapu dysocjacji kwasowej w Metodzie 1623. Wykazano, że ten alternatywny krok poprawia odzysk oocyst Cryptosporidium i zmniejsza zmienność metody podczas izolacji zarówno z wody rzecznej, jak i wody z odczynników9. Porównanie metod dysocjacji kwasowej i termicznej wykazało, że zastosowanie ciepła do oddzielenia organizmów od kulek immunomagnetycznych pozwoliło uzyskać wyższe średnie wartości odzysku zarówno dla Cryptosporidium, jak i Giardia. Ponadto precyzja odzysku Cryptosporidium i Giardia była wyższa w próbkach poddanych dysocjacji termicznej w porównaniu z dysocjacją kwasową9.
Zastosowanie HFUF jako etapu zagęszczania zapewnia większą elastyczność, umożliwiając zagęszczanie wielu organizmów. Ponadto stanowi ono tańszą alternatywę dla obecnych opcji filtracji przewidzianych w Metodzie 1623.

<table><tbody><tr><td>mokre ultrafiltry włókienstowe Asahi Kasei Rexeed 25 S/R</td><td>Dial Medical</td><td>REXEED25S/R</td><td></td></tr><tr><td>pompa perystaltyczna 73 (Masterflex R-3603) lub równoważna</td><td>Cole-Parmer</td><td>EW-06408-73</td><td></td></tr><tr><td>L/S 24 (Masterflex Platinum-Cured) lub odpowiednik</td><td>Cole-Parmer</td><td>EW-96410-24</td><td></td></tr><tr><td>L/S 15 (Masterflex Platinum-Cured) lub odpowiednik</td><td>Cole-Parmer</td><td>EW-96410-15</td><td></td></tr><tr><td>L/S 36 (Masterflex Platinum-Cured) lub odpowiednik</td><td>Cole-Parmer</td><td>EW-96410-36</td><td></td></tr><tr><td>Precyzyjny bezszczotkowy napęd I/P</td><td>Cole-Parmer</td><td>EW-77410-10</td><td></td></tr><tr><td>Głowica pompy I/P Easy Load</td><td>Cole-Parmer</td><td>EW-77601-10</td><td></td></tr><tr><td>Trójnik z czarnego HDPE, 1/4&quot;x 3/8&quot; x 3/8&quot;</td><td>Tworzywa sztuczne w USA</td><td>62064</td><td></td></tr><tr><td>Konektor T-kształtny Masterflex L/S 15-25</td><td>Cole-Parmer</td><td>EG-30613-12</td><td></td></tr><tr><td>butelka Nalgene heavy-duty pp 1 L</td><td>Cole-Parmer</td><td>EW-06257-10</td><td></td></tr><tr><td>pipety 10 ml</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-678-11C</td><td></td></tr><tr><td>nakrętka Nalgene do napełniania/odpowietrzania dla 1/4&quot; przewód, 53B</td><td>Cole-Parmer</td><td>EW-06258-10</td><td></td></tr><tr><td>Manometr</td><td>Cole-Parmer</td><td>A-680-46-10</td><td></td></tr><tr><td>Złączka prosta, NPT(F), 1/4&quot; </td><td>Cole-Parmer</td><td>EW-06469-18</td><td></td></tr><tr><td>trójnik NPT, naturalny pp</td><td>Cole-Parmer</td><td>A-30610-75</td><td></td></tr><tr><td>Zaciski zaciskowe, 1/2&quot;</td><td>Cole-Parmer</td><td>EW-06833-00</td><td></td></tr><tr><td>Adaptery DIN o niestandardowym dopasowaniu</td><td>Molded Products Corp</td><td>MPC-855NS.250</td><td></td></tr><tr><td>Statyw laboratoryjny</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-670B</td><td></td></tr><tr><td>Zaciski do statywów laboratoryjnych</td><td>Fisher Scientific</td><td>05-769-6Q</td><td></td></tr><tr><td>zacisk do rampy Keck, 14 mm</td><td>Cole-Parmer</td><td>EW-06835-10</td><td></td></tr><tr><td>Polifosforan sodu</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>305553</td><td></td></tr><tr><td>Pentahydrat tiosiarczanu sodu</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>72050</td><td></td></tr><tr><td>emulsja odpieniacza Y-30</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A5758</td><td></td></tr><tr><td>Tween-80</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P1754</td><td></td></tr><tr><td>10 L składany pojemnik cubitainer z polietylenu o wysokiej gęstości</td><td>VWR international</td><td>IR314-0025</td><td></td></tr><tr><td>Statyw na butelki do wirówki</td><td>Fisher Scientific</td><td>05-663-103</td><td></td></tr><tr><td>stożkowate probówki wirówkowe 250 ml</td><td>Corning</td><td>430776</td><td></td></tr><tr><td>Lejek jednorazowy</td><td>Cole-Parmer</td><td>U-6122-10</td><td></td></tr><tr><td>Butelka do płukania</td><td>Cole-Parmer</td><td>U-06252-40</td><td></td></tr><tr><td>Wirówka</td><td>Beckman Coulter Inc.</td><td>Allegra X-15R</td><td></td></tr><tr><td>Rotor z koszyczkami odchylanymi</td><td>Beckman Coulter Inc.</td><td>ARIES SX4750</td><td></td></tr><tr><td>Adaptery do koszyków wirówki dla probówek stożkowych o pojemności 250 ml</td><td>Beckman Coulter Inc.</td><td>349849</td><td></td></tr><tr><td>200 &amp;mu;końcówki do pipet o szerokim wylocie</td><td>Fisher Scientific</td><td>02-707-134</td><td></td></tr><tr><td>Filtr VacuShield</td><td>Gelman</td><td>629-4402</td><td></td></tr><tr><td>pipety 5 ml</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-678-11D</td><td></td></tr><tr><td>Dynabeads: &lt;em&gt;Cryptosporidium/Giardia &lt;/em&gt;zestaw kombinowany </td><td>IDEXX</td><td>73002</td><td></td></tr><tr><td>probówki wirówkowe stożkowe 50 ml</td><td>Falcon BD</td><td>352098</td><td></td></tr><tr><td>probówki z płaskim dnem Dynal L10</td><td>IDEXX</td><td>74003</td><td></td></tr><tr><td>Licznik czasu</td><td>VWR international</td><td>23609-202</td><td></td></tr><tr><td>magnes Dynal MPC-6</td><td>IDEXX</td><td>12002D</td><td></td></tr><tr><td>pipety 1 ml</td><td>VWR international</td><td>53283-700</td><td></td></tr><tr><td>probówki do mikrowirówki o niskiej adhezji o pojemności 1,5 ml</td><td>Fisher Scientific</td><td>02-681-320</td><td></td></tr><tr><td>1000 &amp;mu;pipeta 1 ml &amp;or odpowiednie końcówki z filtrem</td><td>Gilson, Inc.</td><td>P1000/DF1000ST</td><td></td></tr><tr><td>100 &amp;mu;pipeta 1 ml &amp;or odpowiadające im końcówki z filtrem</td><td>Gilson, Inc.</td><td>P100/DF100ST</td><td></td></tr><tr><td>pipety Pasteura 9 cali</td><td>VWR international</td><td>14672-412</td><td></td></tr><tr><td>magnes Dynal MPC-S</td><td>IDEXX</td><td>12020D</td><td></td></tr><tr><td>Mieszanie w wirówce (Vortex)</td><td>VWR international</td><td>14216-188</td><td></td></tr><tr><td>Mieszalnik rotacyjny Dynabeads</td><td>IDEXX</td><td>94701</td><td></td></tr><tr><td>Blok grzejny</td><td>Fisher Scientific</td><td>11-718-2</td><td></td></tr><tr><td>Kuleczki Lab Armor</td><td>Lab Armor</td><td>42370-750</td><td></td></tr><tr><td>Termometr cyfrowy</td><td>Fisher Scientific</td><td>15-077-60</td><td></td></tr><tr><td>Bufor fosforanowo-solny 1X pH 7,4 (1X PBS)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P4417</td><td></td></tr><tr><td>Predki z pojedynczą plamką</td><td>IDEXX</td><td>30201</td><td></td></tr><tr><td>Szkiełko nakrywkowe</td><td>Corning</td><td>287018</td><td></td></tr><tr><td>zestaw EasyStain direct</td><td>BTF</td><td>-</td><td></td></tr><tr><td>10 &amp;mu;pipeta 1 μl &amp;oraz odpowiednie końcówki z filtrem</td><td>Gilson, Inc.</td><td>P10 &amp;amp; DF10ST</td><td></td></tr><tr><td>4',6-diamidyno-2-fenyloindol dichlorowodorek (DAPI)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D9542</td><td></td></tr><tr><td>Przezroczysty lakier do paznokci</td><td>Fisher Scientific</td><td>S30697</td><td></td></tr><tr><td>Metanol</td><td>Fisher Scientific</td><td>L6815</td><td></td></tr><tr><td>Kimwipes</td><td>Kimberly Clark</td><td>34155</td><td></td></tr><tr><td>Inkubator</td><td>Boekel Scientific</td><td>133000</td><td></td></tr><tr><td>podgrzewacz do szkiełek przedmiotowych</td><td>Fisher Scientific</td><td>11-474-521</td><td></td></tr><tr><td>Olejek imersyjny, typ A ND= 1,515 </td><td>Nikon Instruments</td><td>MXA20234</td><td></td></tr><tr><td>mikroskop Nikon 90i z możliwością kontrastu DIC</td><td>Nikon Instruments</td><td>MBA 77000</td><td></td></tr><tr><td>Obiektyw Plan APO 100X z imersją olejową</td><td>Nikon Instruments</td><td>MRD01901</td><td></td></tr><tr><td>Obiektyw Plan Achromat 20X </td><td>Nikon Instruments</td><td>MRL00202</td><td></td></tr><tr><td>filtr FITC</td><td>Nikon Instruments</td><td>96302</td><td></td></tr><tr><td>filtr DAPI</td><td>Nikon Instruments</td><td>96301</td><td></td></tr><tr><td>Iluminator fluorescencyjny X-cite</td><td>Nikon Instruments</td><td>87540</td><td></td></tr><tr><td>Papier do soczewek</td><td>Nikon Instruments</td><td>76997</td><td></td></tr><tr><td>Jednorazowy worek na odpady biologiczne</td><td>Fisher Scientific</td><td>01-829D</td><td></td></tr><tr><td>Pojemnik na odpady ostre z zagrożeniem biologicznym</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-827-117</td><td></td></tr><tr><td>3% nadtlenek wodoru</td><td>VWR international</td><td>BDH3540-2</td><td></td></tr><tr><td>Wybielacz</td><td>Fisher Scientific</td><td>1952030</td><td></td></tr><tr><td>Wypadnięcie</td><td>Kimberly Clark</td><td>34790</td><td></td></tr></tbody></table>

zmodyfikowana metoda epa 1623 wykorzystująca ultrafiltrację przezroświećną z przepływem stycznym oraz etapy dysocjacji termicznej do wykrywania wodnych cryptosporidium i giardia spp.

A Modified EPA Method 1623 that Uses Tangential Flow Hollow-fiber Ultrafiltration and Heat Dissociation Steps to Detect Waterborne Cryptosporidium and Giardia spp.

Cryptosporidium oraz gatunki Giardia to dwa z najpowszechniejszych pierwotniaków powodujących ogniska chorób biegunkowych przenoszonych przez wodę na całym świecie. Aby lepiej scharakteryzować rozpowszechnienie tych patogenów, opracowano metodę EPA 1623, która jest wykorzystywana do monitorowania poziomu tych organizmów w amerykańskich zasobach wody pitnej 12. Metoda ta składa się z trzech głównych etapów; pierwszym jest zagęszczanie próbki, podczas którego filtruje się co najmniej 10 L surowej wody powierzchniowej. Następnie organizmy oraz uwięzione zanieczyszczenia są eluowane z filtra i poddawane wirowaniu w celu dalszego zagęszczenia próbki. Druga część metody obejmuje procedurę immunomagnetycznej separacji, w której zagęszczona próbka wody jest nanoszona na koraliki immunomagnetyczne specyficznie wiążące oocysty Cryptosporidium i cysty Giardia, co pozwala na selektywne oddzielenie pasożytów od zagęszczonych zanieczyszczeń. Następnie (oo)cysty są oddzielane od koralików magnetycznych za pomocą procedury dysocjacji kwasowej. Ostatnią częścią metody jest barwienie immunofluorescencyjne i enumeracja, podczas której (oo)cysty nanosi się na szkiełko, barwi i zlicza pod mikroskopem.
Metoda 1623 wymienia cztery systemy zagęszczania próbek służące do wychwytywania Cryptosporidium oocysty i Giardia cysty w wodzie: filtry Envirochek (Pall Corporation, Ann Arbor, MI), filtry Envirochek HV (Pall Corporation), filtry Filta-Max (IDEXX, Westbrook, MA) lub ciągłe wirowanie w przepływie (Haemonetics, Braintree, MA). Jednakże, Cryptosporidium i Giardia Odzyskiwanie (oo)cyst wykazuje dużą zmienność w zależności od matrycy wody źródłowej oraz zastosowanych filtrów1,14Niedawno wykazano, że nowy system ultrafiltracji w układzie przepływu stycznego z wykorzystaniem włókien kapilarnych (HFUF) jest bardziej wydajny i stabilny w odzyskiwaniu Cryptosporidium oocysty i Giardia cysty z różnych matryc wodnych; ponadto jest ona tańsza niż inne opcje filtrów kapsułkowych i pozwala na jednoczesną koncentrację wielu patogenów1-3,5-8,10,11Dodatkowo wcześniejsze badania przeprowadzone przez Hilla i współpracowników wykazały, że HFUF znacząco poprawił Cryptosporidium odzyskiwanie oocyst w bezpośrednim porównaniu z filtrami Envirochek HV4. W literaturze zgłoszono również dodatkowe modyfikacje obecnych metod w celu poprawy ich wydajności. Wykazano, że zastąpienie procedury dysocjacji kwasowej dysocjacją termiczną jest skuteczniejsze w oddzielaniu Cryptosporidium z kulek magnetycznych w niektórych matrycach9,13 .
Niniejszy protokół opisuje zmodyfikowaną Metodę 1623, w której wykorzystano nowy system filtracji HFUF z etapem dysocjacji termicznej. Zastosowanie HFUF w ramach tej zmodyfikowanej metody stanowi tańszą alternatywę dla obecnych opcji filtracji przewidzianych w Metodzie 1623 EPA i zapewnia większą elastyczność, umożliwiając zagęszczanie wielu organizmów.

Niniejszy protokół opisuje zastosowanie systemu zagęszczania próbek z wykorzystaniem ultrafiltracji stycznoprzepływowej z pustymi włóknami oraz dysocjacji termicznej jako alternatywnych kroków w wykrywaniu gatunków Cryptosporidium i Giardia przenoszonych przez wodę zgodnie z metodą EPA 1623.

Zmodyfikowana metoda EPA 1623 wykorzystująca ultrafiltrację przezroświećną z przepływem stycznym oraz etapy dysocjacji termicznej do wykrywania wodnych Cryptosporidium i Giardia spp.

Gatunki z rodzajów Cryptosporidium i Giardia to dwa z najpowszechniejszych pierwotniaków wywołujących ogniska chorób biegunkowych przenoszonych przez wodę na całym świecie. Aby lepiej ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest wykrycie i wizualizacja gatunków cryptosporidium i giardia obecnych w wodzie. Zostaje to osiągnięte najpierw poprzez zagęszczenie próbki wody przy użyciu ultrafiltracji przepływu stycznego z wykorzystaniem włókien kapilarnych. Drugim krokiem jest elucja organizmów i usunięcie zanieczyszczeń z filtra po etapie wirowania.Immunomagnetyczna separacja umożliwia selektywne oddzielenie pasożytów od skoncentrowanych zanieczyszczeń. Kulki magnetyczne są oddzielane od pasożytów poprzez dysocjację termiczną i usuwane za pomocą magnesu. Następnie cysty i oocysty nanosi się na szkiełko, a próbkę barwi w celu wizualizacji pod mikroskopem immunofluorescencyjnym.Główną zaletą filtracji hofi w porównaniu z istniejącymi technikami jest fakt, że ultrafiltr jest znacznie tańszy i wychwytuje wiele mikroorganizmów oprócz Cryptosporidium i Giardia, takich jak wirusy i bakterie. Zazwyczaj osoby początkujące w separacji immunologicznej będą miały trudności z ilością i rodzajem zanieczyszczeń towarzyszących różnym próbkom pochodzącym z bardzo zróżnicowanych warunków klimatycznych. Należy rozpocząć od złożenia aparatury do ultrafiltracji wewnątrz komory bezpiecznej biologicznie.Po złożeniu aparat działa w następujący sposób: próbka wody dostaje się do układu, przechodząc przez czarny łącznik T, następnie przepływa przez głowicę pompy, manometr i do ultrafiltra z pustych włókien; przefiltrowana woda wypływa z boku filtra do pojemnika na odpady. Zatrzymana woda zawierająca organizmy jest tłoczona do butelki z retentatem i recyrkulowana w układzie, aż do zredukowania objętości wody. Aby rozpocząć procedurę, należy zdjąć kapturek odpowietrzający i otworzyć wszystkie zaciski z wyjątkiem zacisku zaciskowego numer dwa, który powinien pozostać zamknięty, aby butelka z retentatem mogła napełnić się wodą; należy ustawić kierunek pompowania tak, aby próbka wody przepływała do filtra.Następnie ustaw prędkość pompy na 25% i uruchom pompę, gdy butelka z renatem będzie wypełniona w dwóch trzecich. Otwórz zacisk nr dwa i szybko szczelnie zamknij butelkę za pomocą zakrętki odpowietrzającej. Sprawdź wszystkie przewody i połączenia, aby upewnić się, że nie ma żadnych wycieków.Następnie powoli zwiększ prędkość pompy do około 1,5 litrów na minutę, korzystając z cylindra miarowego i stopera lub przepływomierza, i zweryfikuj, czy szybkość filtracji, czyli tempo wypływu wody z linii odpływowej, rzeczywiście wynosi 1,5 litrów na minutę. Monitoruj proces filtracji, dbając o to, aby butelka z retentatem nigdy nie opustoszała, choć jej objętość może nieznacznie wzrosnąć lub zmaleć. Jeśli objętość spadnie poniżej jednej trzeciej, zdejmij nasadkę odpowietrzającą i zamknij zacisk zaciskowy dwa.Ponownie poczekaj, aż objętość w butelce wzrośnie do dwóch trzecich. Następnie szczelnie zakręć nasadkę odpowietrzającą i ponownie otwórz zacisk dwa. Gdy pojemnik z próbką będzie pusty, natychmiast zamknij zacisk zwężający, zmniejsz prędkość pompy do 20%, zdejmij nasadkę odpowietrzającą z butelki na retentat i zamknij zacisk rampy łączący rurkę odpływową kolumny filtrującej ze zbiornikiem na odpady.Dokręć lub poluzuj zacisk rampy, aby ustawić objętość w butelce z retentatem na około 200 mililitrów. Następnie dokręć zacisk rampy dla eluentu, aby przeprowadzić eluowanie próbki. Najpierw dodaj 500 mililitrów roztworu eluentu do pojemnika z próbką, płucząc przy tym wnętrze pojemnika.Następnie umieść pipetę o pojemności 10 ml, podłączoną do linii zasysania próbki, w pojemniku z roztworem elucian. Otwórz zacisk zaciskowy jeden i chwilowo zamknij zacisk zaciskowy dwa, aby zaciągnąć roztwór elucian. Po pobraniu całego roztworu zamknij zacisk zaciskowy jeden, otwórz zacisk zaciskowy dwa i pozwól roztworowi krążyć przez pięć minut przy prędkości pompy wynoszącej 20%dokręć lub poluzuj zacisk rampy, aby dostosować objętość próbki w butelce z renatem do około 100 ml.Następnie całkowicie dokręć zacisk rampy i pozwól próbce rekirculować przez jedną minutę. W tym momencie zmień kierunek działania pompy na 20 sekund. Spowoduje to zgromadzenie około 225 mililitrów próbki w butelce tate.Następnie wyłącz pompę. Zdejmij przewody z głowicy pompy oraz przewód wychodzący z filtra i przytrzymaj go nad butelką tate, aby wymusić przedostanie się pozostałej próbki do butelki. Następnie odłącz wszystkie przewody od butelki i zastąp nasadkę odpowietrzającą nasadką szczelną.Przenieś skoncentrowaną próbkę do 250 mililitrowej stożkowej probówki do wirowania. Przepłucz butelkę z osadem dwukrotnie 10 mililitrami wody odczynnikowej, przenosząc płuczankę do probówki do wirowania. Wirować próbkę z prędkością co najmniej 1500 ×g przez 15 minut.Nie należy używać funkcji hamowania, aby zatrzymać wirowanie. Po zakończeniu wirowania ostrożnie odessać nadsącz do poziomu 5 ml powyżej osadu. Należy zachować szczególną ostrożność, aby pozostać przy górnej granicy poziomu cieczy i uniknąć odessania cyst O oraz cyst znajdujących się w osadzie.Wymieszaj zawartość probówki na wortexie, aby dokładnie resuspender osad. Następnie przenieś próbkę do probówki dyal L 10 o płaskim dnie zawierającej po jednym mililitrze 10 X buforu SL A i buforu B. Przepłucz probówkę wirówkową dwukrotnie 2,5 mililitrami wody odczynnikowej i dodaj roztwór płuczący do probówki dyal L 10. Doprowadzając objętość końcową do 12 mililitrów, dodaj do probówki po 100 mikrolitrów przeciwciał anty-Cryptosporidium oraz anty-Giardia sprzężonych z kuleczkami magnetycznymi.Następnie obróć probówkę z prędkością 18 RPM przez jedną godzinę w temperaturze pokojowej na mieszalniku rotacyjnym. Przyłóż płaską stronę probówki do magnesu MP six i delikatnie nią potrząsaj przez dwie minuty, nie odsuwając probówki od magnesu. Trzymając płaską stronę u góry, odlej nadsącz.Należy uważać, aby nie poruszyć kulek zatrzymanych na płaskiej ściance probówki w pobliżu magnesu. Wyjmij probówkę z próbką z magnesu i trzykrotnie przemyj płaską ściankę probówki 500 µl buforu A, unikając kontaktu z osadem znajdującym się po okrągłej stronie probówki. Każdą porcję płuczki przenieś do probówki do mikrocentryfugi o pojemności 1,5 ml umieszczonej w magnesie MPCS.Przy magnesie w pozycji pionowej zamknąć probówkę i delikatnie nią potrząsać przez jedną minutę. Następnie, pozostawiając magnes na miejscu, odessać supernatant za pomocą pipety Pasteura umieszczonej przy dnie probówki, a następnie delikatnie dodać do probówki 1 mL PBS.Należy uważać, aby nie zaburzyć osadu z kulek. Przymocuj probówkę do ścianki w pobliżu magnesu. Usuń pasek magnetyczny i delikatnie kołysz probówką, aż kulki zostaną ponownie zawieszone.Ponownie umieść pasek magnetyczny w pozycji pionowej. Delikatnie kołysz probówką przez minutę i odessij nadsącz, usuwając jak najwięcej zanieczyszczeń, aby nie poruszyć kulek. Po tym etapie płukania usuń magnes i dodaj 50 µL wody odczynnikowej bezpośrednio na osad z kulek.Mieszaj probówkę w wstrząsarce wirowej (vortex) z maksymalną prędkością przez 50 sekund, aby resuspender kuleczki. Następnie inkubuj próbkę w temperaturze 80 °C przez 10 minut, aby umożliwić dysocjację cyst Giardia oraz oocyst Cryptosporidium z kuleczek. Po inkubacji mieszaj próbkę w wstrząsarce wirowej przez 30 sekund. Następnie umieść pasek magnetyczny w urządzeniu MPCS w pozycji skośnej, aby oddzielić kuleczki od zawieszonych w próbce cyst i oocyst.Przenieś supernatant zawierający cysty i O-cysty na szkiełko z wgłębnikami. Powtórz etapy dodawania wody, mieszania w wortexie oraz dysocjacji termicznej po raz drugi, dodając supernatant na to samo szkiełko. Następnie umieść szkiełko na podgrzewaczu do szkiełek o temperaturze 37 °C, aby wysuszyć zawiesinę.Zacznij od naniesienia 50 µL metanolu na szkiełko w celu utrwalenia próbki, a następnie pozostaw je do wyschnięcia w temperaturze pokojowej. Następnie dodaj 50 µL roztworu DPI i inkubuj szkiełko przez dwie minuty w temperaturze pokojowej. Aby zabarwić jądra komórkowe, użyj chusteczki Kim wipe do odsączenia nadmiaru cieczy z dołka, uważając, aby nie dotknąć jego ścianek.Następnie dodaj 50 µL barwnika easy stain, aby zabarwić ścianę komórkową cyst Giardia i cyst cryptosporidium o. Inkubuj próbkę w temperaturze 35 °C przez 30 minut. Usuń barwnik za pomocą chusteczki Kim wipe, analogicznie jak poprzednio.Następnie powoli dodaj 300 µL zimnego buforu utrwalającego easy stain, ostrożnie umieszczając końcówkę pipety poza dołkiem i pozwalając cieczy wpłynąć do jego wnętrza. Inkubuj preparat przez dwie minuty w temperaturze pokojowej. Następnie usuń bufor za pomocą chusteczki KimWipe i nałóż 10 µL medium montażowego; delikatnie połóż szkiełko nakrywkę na próbce, usuwając wszelkie pęcherzyki powietrza, i zabezpiecz krawędzie szkiełka bezbarwnym lakierem do paznokci. Używając mikroskopu fluorescencyjnego, zbadaj preparat przy powiększeniu od 200x do 1000x oraz przy użyciu filtra FITC i DPI; przy powiększeniu 200x cysty i O-cysty pojawiają się jako jaskrawoniezelone fluorescencyjne struktury jajowate z wyraźnie podkreślonymi krawędziami.Cysty Cryptosporidium O są okrągłe i mają rozmiary od czterech do sześciu mikronów. Cysty Giardia są większe, o szerokości od pięciu do 15 mikronów i długości od ośmiu do 18 mikronów i przy powiększeniu 1000 x mogą być okrągłe lub owalne. Dzięki zastosowaniu filtra DPI można lepiej dostrzec strukturę wewnętrzną cyst.Zazwyczaj wewnątrz cyst Cryptosporidium O cys oraz Giardia Cys.DIC widocznych jest do czterech sporozoitów, których jądra wybarwione metodą DPI mają jasnoniebieski kolor. Mikroskopia może również pomóc w prawidłowej identyfikacji pasożytów, gdyż pozwala na dostrzeżenie dodatkowych cech morfologicznych. Sporozoity Cryptosporidium mogą być widoczne w obrazowaniu DIC, natomiast cysty Giardia często wykazują jedną lub więcej rozpoznawalnych struktur wewnętrznych, takich jak widoczne jądra, narządy w kształcie półksiężyca zwane ciałkami medianami oraz wewnętrzne struktury wiciowe zwane aksonami.Należy zauważyć, że procedura ultrafiltracji za pomocą włókien holo umożliwia wychwycenie wielu mikroorganizmów. Ponadto do skoncentrowanych próbek można zastosować inne testy detekcyjne, takie jak qPCR i genotypowanie, co czyni tę metodę bardziej elastyczną i łatwiejszą do dostosowania do konkretnych zastosowań. Dziękujemy za oglądanie i prosimy o kontakt w przypadku jakichkolwiek pytań.

a-modified-epa-method-1623-that-uses-tangential-flow-hollow-fiber

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologia i infekcje

Zmodyfikowana metoda EPA 1623, która wykorzystuje ultrafiltrację przepływową styczną w światłowodach i kroki dysocjacji cieplnej w celu wykrycia przenoszonych wodą Cryptosporidium i Giardia spp.

Filtry z wełny szklanej były wykorzystywane do zagęszczania wirusów przenoszonych przez wodę przez liczne grupy badawcze na całym świecie. W niniejszej pracy przedstawiamy prostą metodę konstruowania filtrów z wełny szklanej i wykazujemy, że są one również skuteczne w zagęszczaniu wodnych patogenów wirusowych, bakteryjnych i pierwotniakowych.

Filtry z wełny szklanej do zagęszczania wirusów przenoszonych przez wodę oraz rolniczych patogenów odzwierzęcych

Protokół obejmujący zintegrowane zagęszczenie, wzbogacenie i kolorymetryczne wykrywanie patogenów przenoszonych przez żywność w dużych ilościach wody rolniczej jest tutaj przedstawiony.  Woda jest filtrowana przez zmodyfikowane waciki Moore'a (MMS), wzbogacone o selektywne lub nieselektywne media, a detekcja odbywa się za pomocą papierowych urządzeń analitycznych (μPAD) osadzonych w bakteryjno-orientacyjnych podłożach kolorymetrycznych.

Kolorymetryczne wykrywanie Escherichia coli, Salmonella spp. i Listeria monocytogenes na papierze w dużych ilościach wody rolniczej

Metoda EPA 1615 wykorzystuje filtr elektrododatni do koncentracji enterowirusów i norowirusów w środowisku i wodach pitnych. Niniejszy manuskrypt opisuje procedurę pobierania próbek do analiz metodą 1615.

Metoda EPA 1615. Pomiar występowania enterowirusów i norowirusów w wodzie za pomocą hodowli i RT-qPCR. I. Pobieranie próbek wirusów

Tutaj prezentujemy procedurę pomiaru całkowitej liczby wirusów zdolnych do hodowli za pomocą linii komórkowej nerki Buffalo Green Monkey. Procedura zapewnia ustandaryzowane narzędzie do pomiaru występowania zakaźnych wirusów w środowisku i wodach pitnych.

Metoda EPA 1615. Pomiar występowania enterowirusów i norowirusów w wodzie za pomocą hodowli i RT-qPCR. II. Całkowity test na obecność wirusa hodowlanego

Tutaj prezentujemy procedurę ilościowego oznaczania enterowirusa i norowirusa w wodach środowiskowych i pitnych za pomocą odwrotnej transkrypcji ilościowej PCR. Średni odzysk wirusa z wód gruntowych przy użyciu tej znormalizowanej procedury z metody EPA 1615 wynosił 20% dla wirusa polio i 30% dla mysiego norowirusa.

Metoda EPA 1615. Pomiar występowania enterowirusów i norowirusów w wodzie za pomocą hodowli i RT-qPCR. Część III. Wykrywanie wirusów za pomocą RT-qPCR

Przedstawiono protokół ekstrakcji i wstępnego zatężania estradiolu z próbek wody za pomocą zautomatyzowanego i zminiaturyzowanego systemu.

Prosta metoda automatycznej ekstrakcji próbek wody do fazy stałej do analizy immunologicznej małych zanieczyszczeń

Ten manuskrypt opisuje dupleksowy cyfrowy test PCR, który może być używany do jednoczesnego ilościowego oznaczania Enterococcus spp. i markerów genetycznych HF183 jako wskaźników ogólnego i związanego z człowiekiem zanieczyszczenia kałem w wodach rekreacyjnych.

Dupleksowy cyfrowy test PCR do jednoczesnej kwantyfikacji Enterococcus spp. i ludzkiego markera HF183 związanego z kałem w wodzie

Opisujemy tutaj najnowsze osiągnięcia w izolacji wirusów w celu scharakteryzowania nowych genotypów wirusa Faustowirusa, nowej linii gigantycznych wirusów związanej z asfarwirusem. Protokół ten może być stosowany do wysokoprzepustowej izolacji wirusów, zwłaszcza gigantycznych wirusów infekujących ameby.

Szybka strategia izolacji nowych faustowirusów z próbek środowiskowych przy użyciu Vermamoeba vermiformis

Cyfrowy mikrofluidyk oparty na elektrozwilżaniu to technika, która wykorzystuje sterowaną napięciem zmianę pozornego kąta zwilżania kropli o objętości mikrolitra, aby ułatwić jej manipulację. Połączenie tego z funkcjonalizowanymi kulkami magnetycznymi umożliwia integrację wielu operacji laboratoryjnych w celu przygotowania próbki i identyfikacji patogenów za pomocą testu immunoenzymatycznego (ELISA).

Cyfrowa platforma mikroprzepływowa oparta na elektrozwilżaniu do zautomatyzowanego testu immunoenzymatycznego

Opracowaliśmy zmodyfikowaną metodę QuEChERS-HPLC do oceny wewnętrznych poziomów 16 WWA w zarodkach danio pręgowanego.

Zmodyfikowana metoda QuEChERS-HPLC do wykrywania wielopierścieniowych węglowodorów aromatycznych w zarodkach danio pręgowanego narażonych na działanie drobnych cząstek stałych

Poznaj zmodyfikowaną metodę EPA 1623 do wykrywania Cryptosporidium i Giardia w wodzie wykorzystującą ultrafiltrację pustych włókien o przepływie stycznym oraz dysocjację ciepła. Protokół obejmuje immunomagnetyczną separację i mikroskopię immunofluorescencyjną.

Zmodyfikowana metoda EPA 1623, która wykorzystuje etapy ultrafiltracji pustych włókien o przepływie stycznym i dysocjacji ciepła do wykrywania przenoszonych przez wodę Cryptosporidium i Giardia spp. (Wideo) | JoVE Journal

Zmodyfikowana metoda EPA 1623 wykorzystująca ultrafiltrację przezroświećną z przepływem stycznym oraz etapy dysocjacji termicznej do wykrywania wodnych Cryptosporidium i Giardia spp.

Przeglądaj więcej filmów