Name: Multimodalne obrazowanie angiogenezy w nagim szczurzym modelu przerzutów do kości raka piersi z wykorzystaniem rezonansu magnetycznego, wolumetrycznej tomografii komputerowej i ultradźwięków (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-08-14T12:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 23 s
Description: Poznaj multimodalne obrazowanie angiogenezy w modelu przerzutów raka piersi do kości u szczurów z wykorzystaniem rezonansu magnetycznego, tomografii komputerowej i ultradźwięków. Ta metoda umożliwia nieinwazyjną ocenę naczyniowania w czasie rzeczywistym.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Praca ta była wspierana przez Deutsche Forschungsgemeinschaft (SFB-TR 23 i SFB-TR 79, T.B. oraz D.K.). Autorzy chcieliby podziękować Renate Bangert, Karin Leotta i Lisa Seyler za doskonałą pomoc techniczną.

1. Hodowla komórkowa
<ol>
 <li>Hodować komórki raka piersi człowieka MDA-MB-231 (American Type Culture Collection) w medium RPMI-1640 (Invitrogen, Niemcy) uzupełnionym o 10% FCS (Sigma, Niemcy). Wszystkie hodowle utrzymywać w standardowych warunkach (37 °C, atmosfera nawilżona, 5% CO2) i pasażować komórki 2-3 razy w tygodniu, aby utrzymać je w fazie wzrostu logarytmicznego. W przypadku opisanego poniżej modelu zwierzęcego nie ma potrzeby stosowania linii podpochodnych komórek MDA-MB-231 specyficznych dla kości, ponieważ odsetek przyjęcia nowotworu przekracza 90%1.</li>
 <li>Zbić pod-konfluente komórki nowotworowe po zastosowaniu 2 mM EDTA w PBS- (soli fizjologicznej buforowanej fosforanami, bez Ca2+ i Mg2+) oraz 0,25% trypsyny (Sigma, Taufkirchen, Niemcy). Policzyć komórki MDA-MB-231 w komorze Neubauera i zawiesić je w RPMI-1640 (5x105 komórek w 1 ml).</li>
</ol>
2. Model przerzutów do kości u szczura nago
<ol>
 <li>Wszystkie eksperymenty zostały zatwierdzone przez właściwą rządową komisję etyki ds. zwierząt.</li>
 <li>Należy wykorzystać szczury nude w wieku 6-8 tygodni i utrzymywać je w warunkach wolnych od patogenów w odpowiednim systemie dla małych zwierząt (np. systemie mini-bariery). Zwierzęta należy trzymać w kontrolowanych warunkach (temperatura pokojowa 21 +/- 2 °C, wilgotność 60% oraz 12-godzinny rytm światło-ciemność) i zapewniać im autoklawowaną karmę oraz wodę ad libitum.</li>
 <li>Przed operacją zwierzęcia należy podać lek przeciwbólowy (np. Carprofen 4 mg/kg s.c.; ze względu na jednorazowe podanie i krótki okres półtrwania (ok. 8 hr), carprofen nie powinien wpływać na wzrost guza). Szczury należy znieczulić mieszaniną tlenu (0.5 l/min) i izofluranu (1-1.5 vol. %) oraz upewnić się, że szczur jest prawidłowo znieczulony i oddycha regularnie przed rozpoczęciem następnej procedury.</li>
 <li>Znieczulone zwierzę należy umieścić pod odpowiednim binokularowym mikroskopem operacyjnym (np. Leica) i pracować przy 16-krotnym powiększeniu.</li>
 <li>Procedurę chirurgiczną należy rozpocząć od nacięcia skóry i tkanki podskórnej w okolicy pachwinowej na długości 2-3 cm za pomocą nożyczek (BC060r Iris scissors 108 mm). Należy wypreparować wszystkie tętnice odgałęziające się od tętnicy udowej (FA), w tym tętnicę nadbrzuszną powierzchowną (SEA), tętnicę kolanową zstępującą (DGA), tętnicę podkolanową (PA) i tętnicę odpiszczelową (SA).</li>
 <li>Na tętnicę udową proksymalnie od ujścia SEA, a także na DGA, PA i SA należy założyć klipsy, aby tymczasowo zamknąć miejscowy przepływ krwi. Tętnicę SEA należy podwiązać w jej części dystalnej, aby umożliwić otwarcie tego naczynia bez krwawienia (Rysunek 1A).</li>
 <li>Tętnicę SEA należy przeciąć nożyczkami (Vannas Micro-SCRS-Grooved STR 85 mm) proksymalnie od podwiązania (Rysunek 1B) i podać 1% roztwór papaweryny na SEA, aby ułatwić późniejsze wprowadzenie igły dzięki rozluźnieniu naczynia (Rysunek 1C).</li>
 <li>Nożyczkami należy przeciąć około połowy średnicy SEA i wprowadzić igłę (średnica 0.3 mm i długość 42 mm) do światła SEA, trzymając przecięty koniec naczynia pęsetą (Rysunek 1D, E). Jeśli jest to możliwe, należy zamocować igłę w urządzeniu zewnętrznym, aby ograniczyć nieregularne ruchy, które mogłyby doprowadzić do perforacji ściany naczynia. Do igły należy podłączyć strzykawkę. Należy zdjąć klips z dystalnej części FA i założyć go na tętnicę odpiszczelową (Rysunek 1F).</li>
 <li>Komórki MDA-MB-231 zawieszone w 0.2 ml pożywki należy powoli wstrzyknąć do SEA. Dzięki klipsom komórki MDA-MB-231 zostaną skierowane do DGA i PA. Przed zdjęciem klipsów tętniczych należy wyjąć igłę i podwiązać SEA, aby zapobiec krwawieniu. Ranę należy zamknąć za pomocą klipsów chirurgicznych i zakończyć znieczulenie wziewne.</li>
 <li>W ramach monitorowania po zabiegu, szczury są zazwyczaj uśmiercane 7-8 tygodni po inokulacji komórek nowotworowych, aby uniknąć poważnych powikłań szkieletowych. W tym czasie zwierzęta powinny być monitorowane codziennie w celu oceny wielkości guza i wszelkich oznak bólu (np. odchyleń behawioralnych, utraty masy ciała, deficytów motorycznych). Jeśli zwierzęta wykażą wielkość guza przekraczającą etycznie dopuszczalną granicę lub oznaki bólu podczas wzrostu guza, muszą zostać uśmiercone.</li>
 <li>Do ksenotransplantacji ludzkich komórek raka piersi MDA-MB-231 wykorzystano szczury immunodeficyjne (nude). Wybrano szczury nude, aby lepiej wizualizować rosnący guz.</li>
</ol>
3. Obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego (MRI)
<ol>
 <li>Po inokulacji komórek nowotworowych należy odczekać około 25-30 dni na wzrost guza przed rozpoczęciem obrazowania. Do obrazowania MR należy użyć dedykowanego skanera eksperymentalnego lub ludzkiego systemu MR z odpowiednią cewką zwierzęcą. Wykorzystano ludzki system MR (Symphony, Siemens, Niemcy) oraz własnoręcznie zbudowaną cewkę do wzbudzenia i detekcji częstotliwości radiowych, zaprojektowaną jako cylindryczny rezonator objętościowy o średnicy wewnętrznej 83 mm i długości użytkowej 120 mm (Rysunek 2A).</li>
 <li>Zanurz szczura w znieczuleniu tlenem i izofluranem zgodnie z powyższym opisem. Wprowadzić kaniulę do żyły ogonowej i przymocować ją do ogona za pomocą taśmy. Podłączyć strzykawkę zawierającą środek kontrastowy (np. 0,1 mmol/kg Gd-DTPA w około 0,5 ml; Magnevist, Bayer-Schering, Niemcy).</li>
 <li>Umieścić szczura w systemie MR, utrzymując znieczulenie wziewne. Rozpocząć od morfologicznej sekwencji MR w celu zlokalizowania przerzutu do kości (np. T2-zależna: sekwencja turbo spin echo, TR 3240 ms, TE 81 ms, macierz 152 x 256, FOV 90 x 53,4 mm2, grubość warstwy 1,5 mm, 3 średnie, czas skanowania 3:40 min).</li>
 <li>Wyznaczyć warstwę przerzutu do kości o największej średnicy i uruchomić sekwencję dla DCE-MRI (np. sekwencja saturation recovery turbo flash, TR 373 ms, TE 1,86 ms, macierz 192 x 144, FOV 130 x 97,5 mm2, grubość warstwy 5 mm, pomiary 512, średnie 1, czas skanowania 6:55 min). Po około 30 s rozpocząć wstrzykiwanie środka kontrastowego w czasie 10 s. Całkowity czas trwania wyżej wymienionych procedur w celu wykonania badania MRI wynosi około 15-20 min na zwierzę.</li>
</ol>
4. Wolumetryczna tomografia komputerowa (VCT)
<ol>
 <li>Wybierz odpowiedni system CT, skaner dla ludzi lub eksperymentalny. W tym przypadku użyto prototypu wolumetrycznego tomografu komputerowego z panelem płaskim (Rysunek 2B; Volume CT, Siemens, Niemcy).</li>
 <li>Zapewnij szczurowi znieczulenie tlenem i izofluranem zgodnie z powyższym opisem. Wprowadź kaniulę do żyły ogonowej i przymocuj ją do ogona za pomocą taśmy. Podłącz strzykawka zawierającą środek kontrastowy (np. 1 g jodu na kg w około 0,5 ml; Imeron 400, Bracco, Niemcy).</li>
 <li>Umieść szczura w skanerze pod znieczuleniem inhalacyjnym. Dla VCT zastosuj następujące parametry skanowania: napięcie lampy 80 kV, prąd lampy 50 mA, czas skanowania 51 sec, prędkość rotacji 10 sec, liczba klatek na sekundę 120, macierz 512 x 512 oraz grubość warstwy 0,2 mm. Wstrzyknij środek kontrastowy podczas drugiego obrotu systemu z panelem płaskim. Całkowity czas wykonania badania VCT zgodnie z powyższymi procedurami wynosi około 5-10 min na zwierzę.</li>
 <li>Zrekonstruuj obrazy za pomocą zmodyfikowanego algorytmu rekonstrukcji wiązki stożkowej FDK (Feldkamp-Davis-Kress) (jądro H80a, Afra, Niemcy).</li>
</ol>
5. Ultradźwięki (US)
<ol>
 <li>Do tego celu można wykorzystać eksperymentalne i kliniczne systemy US. Użyliśmy klinicznego systemu ultrasonograficznego Acuson Sequoia 512 z przetwornikiem liniowym 15L8 (Rysunek 2C; Siemens-Acuson, Mountain View, CA).</li>
 <li>Zanurz szczura w narkozie przy użyciu tlenu i izofluranu zgodnie z powyższym opisem. Wprowadź cewnik do żyły ogonowej i przymocuj go do ogona taśmą. Podłącz strzykawkę zawierającą mikrobąbelkowy środek kontrastowy (np. 1,6 ml/kg w objętości około 0,5 ml; SonoVue, Bracco, Włochy). Przymocuj przetwornik US do odpowiedniej tylnej kończyny za pomocą statywu i nałóż żel US między przetwornik a kończynę.</li>
 <li>Wykonaj obrazowanie w trybie B (częstotliwość transmisji: 17 MHz; indeks mechaniczny: 0,51), aby określić największą średnicę przerzutu do kości i ustal przetwornik w tej pozycji. Do obrazów w trybie B dodaj sygnał Dopplera w celu uzyskania informacji o ukrwieniu tkanek. Należy pamiętać, że fale US docierają wyłącznie do tych zmian, które naruszają kość korową.</li>
 <li>W przypadku dynamicznego US z kontrastem (DCE-US) ustaw urządzenie US w trybie sekwencjonowania impulsów kontrastowych w rytmie (CPS) (częstotliwość transmisji: 7 MHz; indeks mechaniczny: 0,18), wstrzyknij mikrobąbelki i nagraj pętlę kinową o długości 90 s. Całkowity czas powyższych procedur niezbędnych do wykonania badania US wynosi około 10-15 min na zwierzę.</li>
</ol>
6. Postprocessing danych obrazowych
<ol>
 <li>Wykorzystaj informacje morfologiczne z MRI, VCT i US do charakterystyki guza tkanek miękkich (MRI, US) oraz destrukcji szkieletowej (VCT) w przerzutach do kości, a następnie określ lokalizację, wielkość i objętość zmian za pomocą przeglądarki DICOM (np. Osirix Dicom Viewer).</li>
 <li>Dane VCT można wykorzystać do uzyskania obrazu wzorca rozgałęzień naczyń w przerzutach do kości (angiografia). Zrekonstruuj obrazy 2D lub 3D, wykorzystując informacje z fazy tętniczej, z zastosowaniem lub bez zastosowania technik subtrakcji (np. Osirix Dicom Viewer).</li>
 <li>W celu ilościowego określenia parametrów unaczynienia z DCE-MRI, DCE-VCT i DCE-US zastosuj narzędzia programowe specyficzne dla danych modalności. W przypadku DCE-MRI określ parametry naczyniowe: amplitudę A (związaną z objętością krwi) oraz stałą szybkości wymiany kep (związaną z perfuzją i przepuszczalnością naczyń) w przerzutach do kości za pomocą oprogramowania Dyna Lab (Mevis Research, Bremen, Germany) w oparciu o dwukomorowy model Brixa8,9. Do oceny dostępne są alternatywne modele farmakokinetyczne, np. model Tofts10.</li>
 <li>Aby ilościowo ocenić dane DCE-VCT, przeprowadź analizę opisową danych w celu obliczenia parametrów takich jak powierzchnia pod krzywą (AUC) lub szczytowe wzmocnienie (PE) za pomocą oprogramowania Dyna Lab (Mevis Research, Bremen, Germany).</li>
 <li>Ilościowo oceń informacje z DCE-US w czasie rzeczywistym, korzystając z oprogramowania do analizy ilościowej (np. Qontrast, Bracco, Italy), analizując pętle cine zgodnie z zaimplementowanym modelem wstrzyknięcia bolusa. Umieść obszar zainteresowania (ROI) nad przerzutem do kości, a następnie określ czynniki opisowe, takie jak powierzchnia pod krzywą, lub parametry ilościowe z map kolorystycznych, np. regionalną objętość krwi, regionalny przepływ krwi oraz czas napełniania.</li>
</ol>
7. Reprezentatywne wyniki
Po domięśniowym wtryśnięciu komórek MDA-MB-231 do SEA (Rycina 1), w odpowiedniej tylnej kończynie szczura nago rozwijają się swoiste dla danego miejsca przerzuty do kości. Zmiany osteolityczne ograniczone do kości udowej, piszczelowej i strzałkowej mogą być obrazowane nieinwazyjnie za pomocą MRI, VCT oraz US (Rycina 2) począwszy od około 25–30 dni po wtryśnięciu, z obserwacją w kolejnych tygodniach. Dzięki połączeniu MRI, VCT i US, w tym technik natywnych i z użyciem kontrastu, można ocenić komplementarne informacje o przerzutach do kości, które składają się z guza z tkanki miękkiej (komórek nowotworowych i zrębu) oraz odpowiadającej im zmiany osteolitycznej (destrukcji kości). W celu porównania danych uzyskanych za pomocą poszczególnych technik, wszystkie trzy metody obrazowania można zastosować sekwencyjnie u tego samego szczura. MRI obrazuje morfologię tkanki miękkiej przerzutu do kości, która początkowo jest ograniczona do jamy szpiku kostnego, a następnie w miarę rozwoju wykracza poza kość korową. Parametry funkcjonalne, takie jak regionalna objętość krwi, perfuzja i przepuszczalność naczyń, mogą być pozyskane z DCE-MRI i poddane kwantyfikacji (Rycina 3). Struktura kości, a w szczególności zmiany osteolityczne w przerzutach, są oceniane w wysokiej rozdzielczości za pomocą VCT. Jako uzupełnienie wyników MRI, zmiany osteolityczne są zlokalizowane w sąsiedztwie wzrostu guza wewnątrzszpikowego. Angiografia VCT ujawnia zmienioną architekturę makronaczyń w przerzutach do kości, a DCE-VCT obrazuje odpowiednie aspekty mikrokrążenia (Rycina 4). Ze względu na miejscową destrukcję kości korowej w zmianach przerzutowych, US znajduje zastosowanie w ocenie cech morfologicznych i funkcjonalnych guza z tkanki miękkiej przy użyciu technik B-mode i Dopplera. Po zastosowaniu mikropęcherzyków, DCE-US umożliwia obrazowanie unaczynienia w przerzutach do kości w czasie rzeczywistym (Rycina 5).
<img alt="Sekwencja procedury chirurgicznej, zaciskanie tętnic i anastomoza naczyniowa w chirurgii sercowo-naczyniowej." src="/files/ftp_upload/4178/4178fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1. Tylna kończyna szczura nago przygotowana do inokulacji komórek nowotworowych, obrazowana za pomocą mikroskopu operacyjnego. A, wzór rozgałęzień tętnicy udowej (FA), w tym tętnicy nadbrzusznej powierzchownej (SEA), tętnicy kolanowej zstępującej (DGA), tętnicy podkolanowej (PA) oraz tętnicy sapyrycznej (SA). Założenie zacisków tętniczych na SA, PA i proksymalny odcinek FA oraz podwiązanie SEA; B, przecięcie SEA proksymalnie od miejsca podwiązania; C, rozluźnienie mięśniowe SEA po dodaniu papaweryny; D, nacięcie SEA (utrzymywane pęsetą); E, wprowadzenie igły do SEA; F, unieruchomiona igła w SEA (zewnętrzne urządzenie stabilizujące) i wstrzyknięcie komórek nowotworowych MDA-MB-231 poprzez SEA do DGA i PA dzięki zastosowanym zaciskom.
<img alt="sprzęt do MRI, TK, USG, zestaw do obrazowania diagnostycznego, technologia badań lekarskich" src="/files/ftp_upload/4178/4178fig2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2. A, ludzki system MR (Symphony, Siemens, Niemcy) oraz zbudowana własnoręcznie cewka do wzbudzenia i detekcji częstotliwości radiowej umieszczona w skanerze; B, wolumetryczny tomograf komputerowy z panelem płaskim (Volume CT, Siemens, Niemcy); C, kliniczny system USG Acuson Sequioa 512 (Siemens-Acuson, Mountain View, CA).
<img alt="Obrazy MRI przedstawiające mapy T2w, amplitudy oraz stałej szybkości wymiany dla analizy tkanki." src="/files/ftp_upload/4178/4178fig3.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3. Przekroje MR w płaszczyźnie osiowej. Panel lewy, MRI T2w; panel środkowy, amplituda A (DCE-MRI); panel prawy, stała szybkości wymiany kep (DCE-MRI). Strzałki wskazują przerzuty do kości. Mapa kolorów dla danych DCE-MRI obejmuje zakres od czerwieni (wysokie wartości) do niebieskiego (niskie wartości).
<img alt="Obrazowanie naczyniowe: natywne VCT, angiografia, schemat DCE-VCT; analiza naczyń, ocena przepływu kontrastu." src="/files/ftp_upload/4178/4178fig4.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 4"> 
Rysunek 4. Trójwymiarowe rekonstrukcje VCT osteolitycznej przerzutności do kości (panel lewy), angiografia (panel środkowy) oraz przekrój DCE-VCT w orientacji osiowej dla parametru maksymalnego wzmocnienia (panel prawy). Mapa kolorów dla danych DCE-VCT obejmuje zakres od czerwieni (wysokie wartości) do błękitu (niskie wartości).
<img alt="Techniki obrazowania ultradźwiękowego; porównanie trybu B, Dopplera i CEUS; medyczna metoda diagnostyczna." src="/files/ftp_upload/4178/4178fig5.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 5"> 
Rycina 5. Obrazy US w trybie B (morfologia, panel lewy), Dopplerze (perfuzja, panel środkowy) oraz CEUS (panel prawy, szczytowe wzmocnienie po wstrzyknięciu mikropęcherzyków podczas obrazowania unaczynienia w czasie rzeczywistym) przerzutu do kości.
Film dodatkowy 1. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/4178/4178movie1.mov" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić film dodatkowy</a>.

<ol><li>Bäuerle, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+a+rat+model+with+site-specific+bone+metastasis+induced+by+MDA-MB-231+breast+cancer+cells+and+its+application+to+the+effects+of+an+antibody+against+bone+sialoprotein%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+J.+Cancer%22%5BJournal%5D)">Characterization of a rat model with site-specific bone metastasis induced by MDA-MB-231 breast cancer cells and its application to the effects of an antibody against bone sialoprotein.</a> Int. J. Cancer. 115, 177-186 (2005).</li>
<li>Merz, M., Komljenovic, D., Zwick, S., Semmler, W., Bäuerle, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sorafenib+tosylate+and+paclitaxel+induce+anti-angiogenic%2C+anti-tumor+and+anti-resorptive+effects+in+experimental+breast+cancer+bone+metastases%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Cancer%22%5BJournal%5D)">Sorafenib tosylate and paclitaxel induce anti-angiogenic, anti-tumor and anti-resorptive effects in experimental breast cancer bone metastases.</a> Eur. J. Cancer. 47, 277-286 (2010).</li>
<li>Bäuerle, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cilengitide+inhibits+progression+of+experimental+breast+cancer+bone+metastases+as+imaged+noninvasively+using+VCT%2C+MRI+and+DCE-MRI+in+a+longitudinal+in+vivo+study%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+J.+Cancer%22%5BJournal%5D)">Cilengitide inhibits progression of experimental breast cancer bone metastases as imaged noninvasively using VCT, MRI and DCE-MRI in a longitudinal in vivo study.</a> Int. J. Cancer. 128, 2453-2462 (2011).</li>
<li>Bäuerle, T., Merz, M., Komljenovic, D., Zwick, S., Semmler, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drug-induced+vessel+remodeling+in+bone+metastases+as+assessed+by+dynamic+contrast+enhanced+magnetic+resonance+imaging+and+vessel+size+imaging%3A+a+longitudinal+in+vivo+study%5BTitle%5D)+AND+%22Clin.+Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Drug-induced vessel remodeling in bone metastases as assessed by dynamic contrast enhanced magnetic resonance imaging and vessel size imaging: a longitudinal in vivo study.</a> Clin. Cancer Res. 16, 3215-3225 (2010).</li>
<li>Bäuerle, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+anti-angiogenic+treatment+response+with+DCE-VCT%2C+DCE-MRI+and+DWI+in+an+animal+model+of+breast+cancer+bone+metastasis%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Radiol%22%5BJournal%5D)">Imaging anti-angiogenic treatment response with DCE-VCT, DCE-MRI and DWI in an animal model of breast cancer bone metastasis.</a> Eur. J. Radiol. 73, 280-287 (2010).</li>
<li>Bäuerle, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bevacizumab+inhibits+breast+cancer-induced+osteolysis%2C+surrounding+soft+tissue+metastasis%2C+and+angiogenesis+in+rats+as+visualized+by+VCT+and+MRI%5BTitle%5D)+AND+%22Neoplasia%22%5BJournal%5D)">Bevacizumab inhibits breast cancer-induced osteolysis, surrounding soft tissue metastasis, and angiogenesis in rats as visualized by VCT and MRI.</a> Neoplasia. 10, 511-520 (2008).</li>
<li>Merz, M., Komljenovic, D., Semmler, W., Bäuerle, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+contrast-enhanced+ultrasound+for+imaging+anti-angiogenic+treatment+response+in+experimental+osteolytic+breast+cancer+bone+metastases%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Quantitative contrast-enhanced ultrasound for imaging anti-angiogenic treatment response in experimental osteolytic breast cancer bone metastases.</a> , Forthcoming (2012).</li>
<li>Brix, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pharmacokinetic+parameters+in+CNS+Gd-DTPA+enhanced+MR+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comput.+Assist.+Tomogr%22%5BJournal%5D)">Pharmacokinetic parameters in CNS Gd-DTPA enhanced MR imaging.</a> J. Comput. Assist. Tomogr. 15, 621-628 (1991).</li>
<li>Brix, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microcirculation+and+microvasculature+in+breast+tumors%3A+pharmacokinetic+analysis+of+dynamic+MR+image+series%5BTitle%5D)+AND+%22Magn.+Reson.+Med%22%5BJournal%5D)">Microcirculation and microvasculature in breast tumors: pharmacokinetic analysis of dynamic MR image series.</a> Magn. Reson. Med. 52, 420-429 (2004).</li>
<li>Tofts, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estimating+kinetic+parameters+from+dynamic+contrast-enhanced+T%281%29-weighted+MRI+of+a+diffusable+tracer%3A+standardized+quantities+and+symbols%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Magn.+Reson.+Imaging%22%5BJournal%5D)">Estimating kinetic parameters from dynamic contrast-enhanced T(1)-weighted MRI of a diffusable tracer: standardized quantities and symbols.</a> J. Magn. Reson. Imaging. 10, 223-232 (1999).</li>
<li>Arguello, F., Baggs, R. B., Frantz, C. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+murine+model+of+experimental+metastasis+to+bone+and+bone+marrow%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">A murine model of experimental metastasis to bone and bone marrow.</a> Cancer Res. 48, 6876-6881 (1988).</li>
<li>Kjonniksen, I., Winderen, M., Bruland, O., Fodstad, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Validity+and+usefulness+of+human+tumor+models+established+by+intratibial+cell+inoculation+in+nude+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Validity and usefulness of human tumor models established by intratibial cell inoculation in nude rats.</a> Cancer Res. 54, 1715-1719 (1994).</li>
<li>Bäuerle, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Treatment+of+bone+metastasis+induced+by+MDA-MB-231+breast+cancer+cells+with+an+antibody+against+bone+sialoprotein%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+J.+Oncol%22%5BJournal%5D)">Treatment of bone metastasis induced by MDA-MB-231 breast cancer cells with an antibody against bone sialoprotein.</a> Int. J. Oncol. 28, 573-583 (2006).</li>
<li>Andersen, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+physical+mechanism+for+coupling+bone+resorption+and+formation+in+adult+human+bone%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Pathol%22%5BJournal%5D)">A physical mechanism for coupling bone resorption and formation in adult human bone.</a> Am. J. Pathol. 174, 239-247 (2009).</li>
<li>Nyangoga, H., Mercier, P., Libouban, H., Basle, M. F., Chappard, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Three-dimensional+characterization+of+the+vascular+bed+in+bone+metastasis+of+the+rat+by+microcomputed+tomography+%28MicroCT%29%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Three-dimensional characterization of the vascular bed in bone metastasis of the rat by microcomputed tomography (MicroCT).</a> PLoS One. 6, e17336(2011).</li>
<li>Bäuerle, T., Semmler, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+response+to+systemic+therapy+for+bone+metastases%5BTitle%5D)+AND+%22European+Radiol%22%5BJournal%5D)">Imaging response to systemic therapy for bone metastases.</a> European Radiol. 19, 2495-2507 (2009).</li>
<li>Bretschi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cilengitide+inhibits+metastastic+bone+colonization+in+a+nude+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22Oncol.+Rep%22%5BJournal%5D)">Cilengitide inhibits metastastic bone colonization in a nude rat model.</a> Oncol. Rep. 26, 843-851 (2001).</li>
</ol>

Nie zgłoszono żadnych konfliktów interesów.

Zaprezentowana tutaj metoda indukowania eksperymentalnych przerzutów do kości, w połączeniu z procedurami obrazowania, umożliwia podłużną obserwację zmian litycznych u szczurów nago. W naszym modelu komórki ludzkiego raka piersi MDA-MB-231 są wstrzykiwane do SEA, czyli anastomozy pomiędzy tętnicą biodrową (poprzez pień pachwinowo-brzuszny) a tętnicą udową. W konsekwencji przepływ krwi do zaopatrywanego obszaru stawu kolanowego zostaje zachowany po podwiązaniu SEA. Zalety tego modelu w porównaniu z uznanymi modelami przer...

<table><tbody><tr><td>ludzkie komórki raka piersi MDA-MB-231</td><td>American Type Culture Collection</td><td>HTB-26</td><td></td></tr><tr><td>RPMI-1640</td><td>Invitrogen</td><td>61870</td><td></td></tr><tr><td>FCS</td><td>Invitrogen</td><td>10270</td><td></td></tr><tr><td>Trypsyna-EDTA</td><td>Invitrogen</td><td>25300</td><td></td></tr><tr><td>Karprofen Rimadyl</td><td>Pfizer Pharma GmbH</td><td>PZN 110208</td><td></td></tr><tr><td>Magnevist</td><td>Bayer-Schering</td><td>PZN 6961516</td><td></td></tr><tr><td>Imeron 400 MCT</td><td>Bracco</td><td>PZN 228654</td><td></td></tr><tr><td>SonoVue</td><td>Bracco</td><td>PZN 1567358</td><td></td></tr><tr><td>Papaveryna</td><td>Alfa Aesar</td><td>L 04152</td><td></td></tr><tr><td>Izofluran</td><td>Baxter Internationl Inc.</td><td>HDG 9623</td><td></td></tr><tr><td>Symphony (Obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego)</td><td>Siemens AG</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Volume CT (Wolumetryczna tomografia komputerowa)</td><td>Siemens AG</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Acuson Sequioa 512 (Ultradźwięki)</td><td>Siemens-Acuson</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

wielomodalne obrazowanie angiogenezy w modelu przerzutów raka piersi do kości u szczurów nago z wykorzystaniem obrazowania rezonansem magnetycznym, wolumetrycznej tomografii komputerowej i ultradźwięków

Multi-modal Imaging of Angiogenesis in a Nude Rat Model of Breast Cancer Bone Metastasis Using Magnetic Resonance Imaging, Volumetric Computed Tomography and Ultrasound

Angiogeneza jest kluczową cechą wzrostu nowotworów i tworzenia przerzutów. W przypadku przerzutów do kości czynniki angiogenne odgrywają zasadniczą rolę w proliferacji komórek nowotworowych w jamie szpiku kostnego, a także w interakcjach między komórkami nowotworowymi a komórkami kostnymi, co prowadzi do lokalnej destrukcji kości. Naszym celem było opracowanie modelu eksperymentalnych przerzutów do kości, który umożliwia ocenę in vivo angiogenezy w zmianach szkieletowych z wykorzystaniem nieinwazyjnych technik obrazowania.
W tym celu wstrzyknięto 105 ludzkich komórek raka piersi MDA-MB-231 do tętnicy brzusznej powierzchownej, co zapobiega wzrostowi przerzutów w obszarach ciała innych niż odpowiednia kończyna tylna1. Po 25–30 dniach od inokulacji komórek nowotworowych rozwijają się swoiste dla danego miejsca przerzuty do kości, ograniczone do dystalnej części kości udowej oraz proksymalnych części kości piszczelowej i strzałkowej1. Aspekty morfologiczne i funkcjonalne angiogenezy w przerzutach do kości można badać podłużnie, wykorzystując obrazowanie rezonansem magnetycznym (MRI), wolumetryczną tomografię komputerową (VCT) oraz ultrasonografię (US).
Obrazowanie MRI dostarcza informacji morfologicznych na temat tkanek miękkich w przerzutach do kości, które początkowo ograniczone są do jamy szpiku kostnego, a w miarę progresji przekraczają kość korową. Wykorzystując dynamiczne MRI z kontrastem (DCE-MRI), można uzyskać i ilościowo określić dane funkcjonalne, w tym regionalną objętość krwi, perfuzję oraz przepuszczalność naczyń2-4. Destrukcja kości jest rejestrowana w wysokiej rozdzielczości przy użyciu morfologicznego obrazowania VCT. Dopełniając wyniki MRI, zmiany osteolityczne mogą być zlokalizowane sąsiadując z miejscami wewnątrzszpikowego wzrostu guza. Po podaniu środka kontrastowego angiografia VCT ujawnia architekturę makronaczyń w przerzutach do kości w wysokiej rozdzielczości, a DCE-VCT umożliwia wgląd w mikrokrążenie tych zmian5,6. USG jest stosowane do oceny cech morfologicznych i funkcjonalnych zmian w układzie kostnym ze względu na miejscową osteolizę kości korowej. Przy użyciu technik B-mode i Dopplera można odpowiednio ocenić strukturę oraz perfuzję przerzutów w tkankach miękkich. DCE-US pozwala na obrazowanie w czasie rzeczywistym unaczynienia w przerzutach do kości po wstrzyknięciu mikropęcherzyków7.
Podsumowując, w modelu specyficznych dla danej lokalizacji przerzutów raka piersi do kości, multimodalne techniki obrazowania, w tym MRI, VCT i US, dostarczają komplementarnych informacji na temat morfologii i parametrów funkcjonalnych angiogenezy w tych zmianach szkieletowych.

W patogenezie przerzutów do kości angiogeneza jest procesem kluczowym, w związku z czym stanowi cel obrazowania i terapii. W niniejszej pracy przedstawiamy szczurzy model miejscowych przerzutów raka piersi do kości oraz opisujemy strategie nieinwazyjnego obrazowania angiogenezy in vivo z wykorzystaniem obrazowania rezonansem magnetycznym, wolumetrycznej tomografii komputerowej i ultrasonografii.

Wielomodalne obrazowanie angiogenezy w modelu przerzutów raka piersi do kości u szczurów nago z wykorzystaniem obrazowania rezonansem magnetycznym, wolumetrycznej tomografii komputerowej i ultradźwięków

Angiogeneza jest kluczową cechą wzrostu nowotworu i tworzenia przerzutów. W przypadku przerzutów do kości czynniki angiogenne odgrywają kluczową rolę w procesie komórek nowotworowych...

W tym eksperymentie wykorzystano komplementarne techniki obrazowania do nieinwazyjnej oceny angiogenezy w szczurzym modelu raka piersi. W celu wywołania specyficznych dla danego miejsca osteolitycznych przerzutów do kości w tylnej kończynie szczurów nago, w pierwszym kroku wprowadzono ludzkie komórki raka piersi do powierzchownej tętnicy nadbrzuszkowej. Po 25 do 30 dniach przygotowano zwierzę do analizy obrazowej, a następnie pozyskano dane za pomocą obrazowania rezonansem magnetycznym, tomografii komputerowej i badania ultrasonograficznego.Następnie należy wykorzystać uzupełniające się dane morfologiczne i funkcjonalne z tych modalności obrazowania, aby opisać różne aspekty unaczynienia w zmianach osteolitycznych. Uzyskane wyniki obejmują architekturę naczyń makroskopowych, lokalną objętość krwi, perfuzję i przepuszczalność, a także obrazowanie unaczynienia w przerzutach do kości w czasie rzeczywistym. Metody te mogą pomóc w udzieleniu odpowiedzi na kluczowe pytania dotyczące roli angiogenezy w patogenezie przerzutów do kości, co ma istotne znaczenie dla obrazowania i leczenia złośliwych zmian kostnych.W przypadku opisanego tutaj modelu zwierzęcego nie ma potrzeby stosowania specyficznej dla kości podlinii subkomórkowej N-D-A-M-B 2 3 1, ponieważ wskaźnik przyjęcia guza przekracza 90%. Należy rozpocząć od hodowli logarytmicznej ludzkich komórek raka piersi w pożywce RPMI 1640. Pożywka powinna być uzupełniona o 10% płodowej surowicy cielęcej. Po zebraniu subkonfluencyjnych komórek nowotworowych za pomocą trypsyny, należy policzyć komórki przy użyciu komory Neubauera i zawiesić je w RPMI 1640. Wszystkie eksperymenty zostały zatwierdzone przez właściwą Rządową Komisję Etyczną ds. Doświadczeń na Zwierzętach. Szczura w wieku od sześciu do ośmiu tygodni należy znieczulić zgodnie z procedurą chirurgiczną opisaną w załączonym tekście.Należy użyć odpowiedniego binokularowego mikroskopu operacyjnego z 16-krotnym powiększeniem. Rozpocznij od nacięcia skóry i tkanki podskórnej w okolicy pachwinowej na długości od dwóch do trzech centymetrów. Następnie wypreparuj wszystkie tętnice odgałęziające się od tętnicy udowej, a następnie nałóż klipsy na tętnicę udową proksymalnie względem odejścia S CA, a także na DGA, PA oraz S SA, aby tymczasowo zablokować miejscowy przepływ krwi.Następnie podwiązać SEA w jego części dystalnej, aby umożliwić otwarcie naczynia bez krwawienia. Przeciąć SEA proksymalnie od miejsca podwiązania i nanieść 1% roztwór pipenu na SEA. Teraz, nożyczkami wyciąć około połowy średnicy naczynia, a trzymając przecięty koniec naczynia pęsetą, wprowadzić igłę do światła naczynia.Jeśli to możliwe, należy unieruchomić igłę w zewnętrznym urządzeniu, aby ograniczyć nieregularne ruchy, które mogłyby doprowadzić do perforacji ściany naczynia. Następnie do igły należy podłączyć strzykawkę. Należy zdjąć zacisk z tętnicy udowej dystalnej i założyć go na tętnicę odpiszczelową.Następnie powoli wstrzyknij 0,2 ml komórek raka piersi MDA MD 2 31 do tętnicy brzusznej powierzchownej. Należy zauważyć, że dzięki zastosowaniu klipsów komórki są kierowane do DGA i pa. Wyjmij igłę i podwiąż tętnicę brzuszną powierzchowną, aby zapobiec krwawieniu przed zdjęciem klipsów tętniczych.Po zamknięciu rany i zakończeniu znieczulenia inhalacyjnego, pozostaw zwierzę na 25 do 30 dni w celu wzrostu guza. Użyj dedykowanego eksperymentalnego skanera MR lub systemu MR dla ludzi z odpowiednią cewką dla zwierząt, taką jak ta wykonana własnoręcznie cewka do wzbudzania i detekcji częstotliwości radiowych. Po znieczuleniu szczura tlenem i izofluranem, wprowadź cewnik do żyły ogonowej i przymocuj go do ogona.Za pomocą taśmy przymocuj strzykawkę zawierającą środek kontrastowy. Następnie umieść szczura w systemie MR, utrzymując anestezię wziewną. Rozpocznij od morfologicznej sekwencji MR w celu zlokalizowania przerzutów do kości.Następnie wyznacz przekrój przerzutu do kości o największej średnicy i po około 30 sekundach uruchom sekwencję D-C-E-M-R-I. Rozpocznij wstrzykiwanie środka kontrastowego w czasie 10 sekund. Wybierz odpowiedni system CT, korzystając ze skanera dla ludzi lub skanera eksperymentalnego.W niniejszym doświadczeniu wykorzystujemy prototyp wolumetrycznego tomografu komputerowego wyposażonego w detektor panelowy. Po znieczuleniu szczura tlenem i izofluranem, należy wprowadzić kaniulę do żyły ogonowej i przymocować ją do ogona za pomocą taśmy. Następnie należy podłączyć strzykawkę zawierającą środek kontrastowy.Następnie umieść szczura w skanerze pod narkozą wziewną. Ustaw parametry obrazowania dla VCT. Do tego celu można wykorzystać kilka eksperymentalnych i klinicznych systemów ultrasonograficznych.Po znieczuleniu szczura tlenem i izofluranem, wprowadź kaniulę do żyły ogonowej i przymocuj ją do ogona za pomocą taśmy. Następnie podłącz strzykawka zawierającą kontrast mikropęcherzykowy. Przymocuj przetwornik ultradźwiękowy do odpowiedniej tylnej kończyny za pomocą statywu i nałóż żel do USG pomiędzy przetwornikiem a kończyną.Następnie przeprowadź obrazowanie w trybie B. Aby określić największą średnicę przerzutu do kości i ustalić pozycję głowicy, na obrazach w trybie B dodaj sygnał dopplerowski w celu uzyskania informacji o ukrwieniu tkanki. Należy pamiętać, że fale ultradźwiękowe docierają jedynie do zmian naruszających strukturę kości korowej.W przypadku dynamicznego kontrastowego USG ustaw urządzenie ultrasonograficzne w trybie cadence, sekwencjonowania impulsów kontrastowych, wstrzyknij mikropęcherzyki i zarejestruj krótką pętlę o długości 90 sekund. Przetwórz informacje morfologiczne uzyskane z M-R-I-V-C-T oraz USG, aby scharakteryzować guz tkanek miękkich i destrukcję szkieletową przerzutów do kości. Następnie określ lokalizację i objętość przerzutów do kości, korzystając z przeglądarki DICOM do angiografii.Korzystając z przeglądarki eRx DICOM, przeanalizuj dane VCT, aby określić wzór rozgałęzień naczyń w przerzutach do kości. Zrekonstruuj obrazy 2D lub 3D, wykorzystując informacje z fazy tętniczej z zastosowaniem lub bez zastosowania technik subtrakcyjnych. W celu ilościowego określenia parametrów funkcjonalnych unaczynienia na podstawie D-C-M-R-I-D-C-E-V-C-T oraz ultradźwięków DCE, użyj narzędzi programistycznych specyficznych dla każdej z tych metod.W przypadku D-C-E-M-R wykorzystuję oprogramowanie Dyna Lab do określenia parametrów naczyniowych związanych z objętością krwi oraz stałej szybkości wymiany związanej z perfuzją i przepuszczalnością naczyń w przerzutach do kości. Aby ilościowo ocenić dane z D-C-E-V-C-T, należy przeprowadzić analizę opisową danych w celu obliczenia parametrów, takich jak pole pod krzywą lub maksymalne wzmocnienie. Należy również ilościowo ocenić informacje z ultrasonografii DCE w czasie rzeczywistym, korzystając z oprogramowania do analizy ilościowej poprzez analizę pętli cine. Zgodnie z zastosowanym modelem wstrzyknięcia bolusa, należy umieścić obszar zainteresowania (ROI) nad przerzutem do kości, a następnie określić czynniki opisowe, takie jak pole pod krzywą, lub parametry ilościowe z map kodowanych kolorystycznie.Do wywołania specyficznych dla danej lokalizacji przerzutów do kości w odpowiedniej tylnej kończynie szczura nago zastosowano domięśniowy wtrysk komórek M-D-A-M-B 2 31 do SEA. Obraz ten przedstawia wzorzec rozgałęzień tętnicy udowej, w tym powierzchowną tętnicę brzuszną, tętnicę zstępującą, tętnicę podkolanową oraz tętnicę odbytową. Zaciski tętnicze umieszczono na sa, PA i proksymalnej fa, a także wykonano podwiązanie SEA.Następnie tętnicę SEA przecięto proksymalnie od miejsca podwiązania, a po dodaniu papainy rozluźniono mięśnie ściany naczynia za pomocą pęsety. Wykonano nacięcie tętnicy SEA i za pomocą zewnętrznego urządzenia stabilizującego igłę wprowadzono igłę do naczynia. Komórki nowotworu raka piersi człowieka wstrzyknięto poprzez SEA, kierując je do DGA oraz pa.Dzięki zastosowaniu clipse, osteolityczne zmiany ograniczoną do kości udowej, piszczelowej i strzałkowej można obrazować nieinwazyjnie za pomocą M-R-I-V-C-T oraz ultradźwięków, zaczynając w przybliżeniu od 25 do 30 dni po wstrzyknięciu i kontynuując obserwacje przez kilka tygodni. Wszystkie trzy metody obrazowania mogą być stosowane sekwencyjnie u tego samego szczura. MRI obrazuje morfologię tkanek miękkich przerzutów do kości, które początkowo ograniczają się do jamy szpiku kostnego, a następnie w miarę rozwoju przekraczają kość korową.Na tych przekrojach osiowych obraz MR ważony T2 pokazuje część tkanek miękkich przerzutu do kości, a kolorowe mapy D-C-E-M-R-I wyświetlają wartości amplitudy A oraz stałej szybkości wymiany w obrębie struktury kostnej zmiany; w szczególności zmiany osteolityczne w przerzutach są oceniane w wysokiej rozdzielczości za pomocą VCT jako uzupełnienie wyników MRI, a zmiany OSTEOLITYCZNE znajdują się w sąsiedztwie śródszpikowego wzrostu guza. Angiografia VCT ujawnia zmienioną architekturę makronaczyń w przerzutach kostnych, a D-C-E-V-C-T obrazuje odpowiednie aspekty mikrokrążenia wynikające z miejscowej destrukcji kości korowej w zmianach przerzutowych. Ultradźwięki znajdują zastosowanie w ocenie cech morfologicznych i funkcjonalnych guza tkanek miękkich z wykorzystaniem techniki B-mode oraz dopplerowskiej.Po zastosowaniu mikropęcherzyków, ultrasonografia DCE umożliwia obrazowanie unaczynienia przerzutów do kości w czasie rzeczywistym. Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze rozumieć, jak przeprowadzić inokulację komórek nowotworowych w celu wywołania specyficznych dla danego miejsca przerzutów raka piersi do kości, aby w sposób nieinwazyjny zobrazować morfologiczne i funkcjonalne aspekty angiogenezy w tych zmianach.

multi-modal-imaging-angiogenesis-nude-rat-model-breast-cancer-bone

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Wielomodalne obrazowanie angiogenesy w nagowanionym modelu szczurzym przerzutów do kości w raku piersi przy użyciu rezonansu magnetycznego, tomografii komputerowej objętościowej i ultrasonografii

Opisujemy metodę obrazowania odpowiedzi na leczenie przeciwnowotworowe in vivo i w rozdzielczości pojedynczej komórki.

Obrazowanie na żywo odpowiedzi na leki w mikrośrodowisku guza w mysich modelach raka piersi

Mysi model przerzutów do mózgu raka piersi jest tworzony za pomocą obrazowania ultradźwiękowego we wstrzyknięciu dosercowym komórek MDA-MB231/Br-GFP. Rozwój wieloogniskowych przerzutów wewnątrzczaszkowych monitorowano podłużnie za pomocą rezonansu magnetycznego 9,4 T o wysokiej rozdzielczości.

Iniekcja dosercowa pod kontrolą obrazowania ultrasonograficznego w celu opracowania mysiego modelu przerzutów raka piersi do mózgu, a następnie podłużnego rezonansu magnetycznego

Opisujemy nieinwazyjną platformę obrazowania zwierząt, która pozwala na wykrywanie, kwantyfikację i monitorowanie wzrostu i nawrotów raka jajnika. Ten model ksenoprzeszczepu dootrzewnowego naśladuje profil kliniczny pacjentek z rakiem jajnika.

Mysi model do nieinwazyjnego obrazowania w celu wykrywania i monitorowania nawrotu raka jajnika

Opisujemy, jak uzyskać mapy parametryczne i wektorowe tensora dyfuzji piersi za pomocą rezonansu magnetycznego. Protokół i końcowe wyniki po przetworzeniu obrazowania są dostosowane do śledzenia cech architektonicznych piersi i wykrywania nowotworu złośliwego piersi.

Śledzenie cech architektonicznych sutka i wykrywanie raka piersi za pomocą obrazowania tensora dyfuzji rezonansu magnetycznego

Tutaj używamy obrazowania bioluminescencyjnego, rentgenowskiego i pozytonowej tomografii emisyjnej/tomografii komputerowej, aby zbadać, jak hamowanie aktywności mTOR wpływa na guzy szpiczaka kostnego przeszczepionego szpiczakiem kostnym w modelu ksenoprzeszczepu. Pozwala to na fizjologicznie istotne, nieinwazyjne i multimodalne analizy działania przeciwszpiczaka mózgu terapii ukierunkowanych na guzy szpiczaka kostnego przeszczepione szpiczakiem kostnym in vivo.

Multimodalna bioluminescencyjna i pozytroniczna tomografia emisyjna/tomografia obliczeniowa ksenoprzeszczepów szpiczaka mnogiego szpiku kostnego u myszy NOG

Ta praca wstępnie ustawia zaawansowany protokół do dokładnej oceny obciążenia guza poprzez detekcję zielonego białka fluorescencyjnego i sygnałów bioluminescencji, a także integrację ilościowej techniki wykrywania molekularnego.

Badanie potrójnie ujemnego raka piersi przy użyciu ortotopowego modelu raka piersi

Opisane podejście łączy eksperymentalne testy przerzutów do żył ogonowych z obrazowaniem żywych zwierząt in vivo, aby umożliwić monitorowanie w czasie rzeczywistym powstawania i wzrostu przerzutów raka piersi, a także ilościowe określenie liczby i wielkości przerzutów w płucach.

Łączne wykorzystanie testów przerzutów do żył ogonowych i obrazowania in vivo w czasie rzeczywistym w celu ilościowego określenia kolonizacji przerzutowej raka piersi i obciążenia płuc

Ten protokół został zaprojektowany, aby wytrenować algorytm uczenia maszynowego do korzystania z kombinacji parametrów obrazowania pochodzących z rezonansu magnetycznego (MRI) i pozytonowej tomografii emisyjnej/tomografii komputerowej (PET/CT) w szczurzym modelu przerzutów raka piersi do kości w celu wykrycia wczesnej choroby przerzutowej i przewidywania późniejszej progresji do makroprzerzutów.

Algorytmy uczenia maszynowego do wczesnego wykrywania przerzutów do kości w eksperymentalnym modelu szczurzym

Opisujemy bardziej spójną i szybką metodę ilościowego oznaczania przerzutów do płuc w modelu raka piersi 4T1 za pomocą Fiji-ImageJ.

Wykorzystanie komputerowej analizy obrazu w celu poprawy kwantyfikacji przerzutów do płuc w modelu raka piersi 4T1

Tłumaczenie wyników mikroskopii przyżyciowej jest utrudnione ze względu na jego płytką głębokość penetracji w tkanki. W tym miejscu opisujemy mysi model komory z oknem grzbietowym, który umożliwia jednoczesną rejestrację mikroskopii przyżyciowej i klinicznie stosowanych metod obrazowania (np. CT, MRI) w celu bezpośredniej korelacji przestrzennej, potencjalnie usprawniając kliniczne tłumaczenie wyników mikroskopii przyżyciowej.

Mysi model guza w komorze grzbietowego fałdu skórnego do połączonej mikroskopii przyżyciowej i obrazowania metodą rezonansu magnetycznego w translacyjnych badaniach nad rakiem

Protokół ten wykorzystuje wielokomorowe łóżko do równoległego rezonansu magnetycznego (MRI) do czterech zwierząt do wykrywania guzów gruczolakoraka trzustki w genetycznie modyfikowanych modelach myszy. Ten protokół MRI wielozwierzęcy jest szybki i opłacalny w wykrywaniu i pomiarze guzów, ułatwiając selekcję zwierząt do badań przedklinicznych oraz podłużne monitorowanie wzrostu guzów.

Wielozwierzęce obrazowanie rezonansu magnetycznego do pomiarów guza w myszych modelach raka trzustki

Poznaj multimodalne obrazowanie angiogenezy w modelu przerzutów raka piersi do kości u szczurów z wykorzystaniem rezonansu magnetycznego, tomografii komputerowej i ultradźwięków. Ta metoda umożliwia nieinwazyjną ocenę naczyniowania w czasie rzeczywistym.

Multimodalne obrazowanie angiogenezy w nagim szczurzym modelu przerzutów do kości raka piersi z wykorzystaniem rezonansu magnetycznego, wolumetrycznej tomografii komputerowej i ultradźwięków (Wideo) | JoVE Journal

Wielomodalne obrazowanie angiogenezy w modelu przerzutów raka piersi do kości u szczurów nago z wykorzystaniem obrazowania rezonansem magnetycznym, wolumetrycznej tomografii komputerowej i ultradźwięków

Przeglądaj więcej filmów