Name: Oczyszczanie zygot S. cerevisiae za pomocą cytometrii przepływowej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-09-21T13:00:00.000+00:00
Duration: 15 min 9 s
Description: Poznaj metodę oczyszczania zygot S. cerevisiae za pomocą cytometrii przepływowej z dwuetapowym sortowaniem. Technika ta zapewnia około 90% czystość próbek, umożliwiając badania biologii zygot i przejścia haploidalno-diploidalnego.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy dr. R. Michaelowi Sramkoskiemu za pomoc przy cytometrii przepływowej, dr Purnimie Jaiswal i dr Di Wu za wcześniejszy wkład oraz Ilji Aylyarovowi za pomoc w przygotowaniu ilustracji. Praca była wspierana przez grant NIH R01GM089872 oraz Cytometry &amp; Imaging Microscopy Core Facility of the Case Comprehensive Cancer Center (P30 CA43703).

1. Wzrost komórek haploidalnych
<ol>
 <li>Hodować komórki S. cerevisiae szczepu S288C (BY4741) w warunkach standardowych 10.</li>
 <li>Przeprowadzić transformację haploidów w celu ekspresji jednego z dwóch wyraźnych markerów fluorescencyjnych 10. Wybranymi markerami są rozpuszczalne GFP ekspresowane w cytoplazmie (pEG220, URA3/YIp, linearyzowane za pomocą BglII 11) oraz pojedyncze białko rybosomalne RPL25 połączone z mCherry (pAJ1661, URA3/CEN, od A. Johnston). Przewiduje się, że równoważne protokoły oczyszczania dwukolorowego mogą wykorzystywać inne silnie fluorescencyjne białka syntetyzowane przez haploidalne komórki rodzicielskie. Alternatywnie można zastosować znakowanie ściany komórkowej fluorescencyjnymi lektynami.</li>
 <li>W dniu poprzedzającym oczyszczanie zygot, zaszczepić kultury o objętości 5 ml każdego typu komórek i hodować je z wytrząsaniem przez noc w temperaturze 23 °C, aż do osiągnięcia wartości A600 nieprzekraczającej 1.0. Transformanty GFP (ATY4442) hodować w pełnym medium syntetycznym z dodatkiem 2% glukozy (CSM-glucose), a transformanty RPL25-mCherry (ATY4552) w syntetycznym medium selektywnym pozbawionym uracylu 10. Utrzymywać równoległe kultury każdego typu komórek z wytrząsaniem w temperaturze pokojowej.</li>
</ol>
2. Przeprowadzenie krzyżowania
<ol>
 <li>Dostosuj gęstość optyczną (A600) każdej próbki do wartości 1,0 w świeżej pożywce. [1 jednostka gęstości optycznej ~ 3 x 107 komórek/ml]</li>
 <li>Wymieszaj równe objętości obu kultur, krótko wierzcieksuj 3 razy, a następnie wierzcieksuj raz dłużej przez 10 s.</li>
 <li>Przygotuj płytki z pożywką CSM z glukozą. Płytki są identyczne z tymi używanymi do rutynowej hodowli i zostały wysuszone przez 45 min po wylaniu i zestaleniu agaru 10.</li>
 <li>Nanieś do dwudziestu kropel mieszaniny o objętości 40 µl każda w odległości 1 cm od krawędzi powierzchni płytek CSM z glukozą. W momencie naniesienia pierwszych kropel na powierzchnię uruchom stoper, aby mierzyć upływ czasu. Po wchłonięciu cieczy (około 30 min) przykryj płytki i pozostaw je w temperaturze pokojowej.</li>
</ol>
3. Przygotowanie do zbioru
<ol>
 <li>Zebierz próbki po 1,75-2,5 h w temperaturze 23 °C, wielokrotnie wypłukując pojedyncze wysuszone kropelki z płytki przy użyciu 150 ml zimnego CSM-glucose, utrzymując płytki w lodzie. Wypłukuj obszar z kropelkami 10-20 razy tym samym medium, aby zmaksymalizować odzysk. Zbierz materiał do probówek Falcon 15 ml w lodzie.</li>
 <li>Sonicuj próbki za pomocą sonikatora sondowego 10 razy przy amplitudzie 60% przy użyciu sonikatora Fisher FB120 (120Watt, 120Volt, Freq 20KHz) w lodzie.</li>
 <li>Zweryfikuj w mikroskopie fazowym, czy pozostało niewielka liczba agregatów lub czy nie ma ich wcale. Na tym etapie spodziewane jest, że od 15-50% komórek utworzyło zygoty.</li>
 <li>Pozostaw probówkę z komórkami w pozycji pionowej, bez poruszania, w lodzie przez 10 min jako dodatkowy środek ostrożności (aby umożliwić osadzenie się agregatów).</li>
 <li>Odzyskaj górne 90% objętości i przefiltruj ją przez siatkę nylonową (probówka BD Falcon z polipropylenu z nakrętką z filtrem (Ref 352235)). W typowym eksperymencie 107 komórek odzyskanych z jednej płytki zostało na tym etapie rozcieńczone w 4 ml CSM-glucose.</li>
</ol>
4. Cytometria przepływowa
<ol>
 <li>Przeprowadź sortowanie komórek przy użyciu cytometru przepływowego Sony iCyt Reflection Model, (Highly Automated Parallel Sort) HAPS1 z końcówką 100 µm. Do wzbudzenia GFP należy użyć niebieskiego lasera argonowo-jonowego o mocy 250 mW i długości fali 488 nm. Do wzbudzenia mCherry należy użyć lasera o mocy 100 mW i długości fali 561 nm. Choć nie mamy doświadczenia w pracy z innymi urządzeniami, przewidujemy, że Becton Dickinson FACSAria, Becton Dickson Influx lub Beckman Coulter MoFlo XDP będą odpowiednie, jeśli zostaną wyposażone w właściwe lasery.</li>
 <li>Parametry sortowania ustal na podstawie wykresu rozproszenia przedniego względem tylnego (forward vs. back scatter), aby wyznaczyć bramkę dla żywych komórek. Stwórz wykres emisji z użyciem filtra pasmowo-przepustowego 615 +/- 30 nm (mCherry) względem filtra pasmowo-przepustowego 525 +/- 25 nm (GFP), aby podzielić zdarzenia na cztery kwadranty: „Red+ Green-”, „Red+ Green+”, „Red- Green-” oraz „Red- Green+” (Rycina S2). Jako wzorzec do wyznaczenia kwadrantu „Red- Green-” wykorzystaj komórki niefluorescencyjne.</li>
 <li>Sortuj komórki przy ciśnieniu osłony 21,5 psi, częstotliwości tworzenia kropel 43 400 drops/sec oraz ciśnieniu próbki 20,5 psi.</li>
 <li>Sortowanie wstępne („tryb odzyskiwania” - Recovery Mode): Zbieraj próbki do schłodzonych probówek Eppendorf zawierających 250 µl zimnego CSM-glucose. Wirowarkuj przez 10 s z maksymalną prędkością w chłodzonej mikrowirowarce (Tomy MRX-150, 15 000 rpm) i odessaj roztwór przepływowy (Flow cytometry sheath solution (PBS z 1 mM EDTA) BioSure nr kat. 1027). Resuspenduj w 500 µl zimnego CSM-glucose.</li>
 <li>Drugie sortowanie („tryb czystości” - Purity Mode): Przeprowadź sortowanie analogicznie jak w przypadku sortowania wstępnego, korzystając z opcji „purity mode”. Odwirowuj oczyszczone komórki i resuspenduj osady w 500 µl-1,0 µl CSM-glucose. Inkubuj przez 15 min w płytkach 24-dołkowych w temperaturze 23 °C, aby umożliwić regenerację metaboliczną.</li>
</ol>
5. Mikroskopia DeltaVision
<ol>
 <li>Przygotować podkładki agarozowe w następujący sposób: zawiesinę 1,5% agarozy (UltraPure Agarose, Invitrogen, nr katalogowy 15510-07) w pożywce CSM-glucose doprowadzić do wrzenia, krótko wymieszać w wortexie, a następnie nanieść 0,3 ml roztworu agarozy na powierzchnię poziomych standardowych szkiełek przedmiotowych i natychmiast przykryć je drugim szkiełkiem (nie wywierając nacisku).</li>
 <li>Po schłodzeniu przez 10 min ostrożnie usunąć górne szkiełko, przesuwając je poziomo, dbając o zachowanie gładkiej powierzchni i niezakłócenie warstwy agarozy. (Po usunięciu górnego szkiełka próbkę komórek należy nanieść w ciągu 1-2 min. Przechowywane w komorze wilgotnościowej w temperaturze pokojowej bez zdejmowania górnego szkiełka, podkładki można przechowywać do jednego dnia przed użyciem).</li>
 <li>Osadzić próbki i nanieść 1 ml alikwotów osadu na podkładki agarozowe (nie dotykając powierzchni). Natychmiast przykryć próbkę kwadratowym szkiełkiem nakrywkowym nr 1. Odciąć nadmiar agarozy za pomocą żyletki jednostronnej. Uszczelnić preparaty wazeliną naniesioną za pomocą strzykawki.</li>
 <li>Wykonać obrazowanie za pomocą systemu Deltavision (Applied Precision) z użyciem obiektywu immersyjnego 100x bez binningu (Olympus UPlanApo 100x/1.40; ∞/0.17/FN26.5).</li>
 <li>Dokonać dekonwolucji stosów z (z-stacks) przy użyciu programu softWoRx 5.0.0 (<a href="http://www.api.com/softworx.asp" target="_blank">http://www.api.com/softworx.asp</a>) i przeprowadzić minimalne przetwarzanie. Kolejne płaszczyzny z gromadzono zazwyczaj w odstępach 0,2-0,4 mikrona).</li>
</ol>
6. Reprezentatywne wyniki
Poziomy intensywności fluorescencji w transformowanych komórkach haploidalnych: Poziom fluorescencji w haploidach przedstawiono na Rysunku S1. Przed krzyżówką badanie w epifluorescencji wykazało, że zasadniczo wszystkie transformanty GFP były zielone, a wszystkie transformanty mCherry, choć często słabiej świecące, były czerwone. Aby upewnić się, że wszystkie komórki wykorzystane do krzyżówki były rzeczywiście fluorescencyjne, zastosowano subpopulację o najsilniejszym sygnale fluorescencyjnym.
Wydajność: Po wstępnej sortowaniu próbka Red+ Green+ (Ryc. S2) zazwyczaj zawiera 8-20% początkowej liczby komórek oraz nadmierną liczbę komórek haploidalnych, co może wynikać z utrzymującej się adhezji międzykomórkowej. Ponieważ pojedyncze sortowanie nie zapewnia wysokiego stopnia wzbogacenia, częściowo oczyszczoną próbkę należy poddać sonikacji sondą dwa razy przy amplitudzie 60%, a następnie ponowić sortowanie. (Sortowania odzyskiwania trwają zazwyczaj od 1 do 2 godz., natomiast drugie sortowanie wymaga jedynie 15 min). Wśród komórek poddanych drugiemu sortowaniu, próbki Red+ Green+ zawierały 23-52% komórek wejściowych.
Badanie mikroskopowe w kontraście fazowym: Badanie za pomocą mikroskopii fazowej wykazało, że czystość końcowego preparatu zygot wynosiła średnio około 90% w 21 preparatach (zakres od 86% do 91%). Zanieczyszczenia stanowiły zielone lub czerwone haploidy bądź pary haploidów pozostających w kontakcie ze sobą. Rycina 3 przedstawia w formie tabeli procent zygot bez pączków, z pączkami środkowymi (Med), bocznymi (Lat) lub końcowymi (Term), liczbę sparowanych haploidów tego samego koloru ("2Same") lub różnych kolorów ("2Hap"), a także pojedynczych haploidów (Hap). Gdy komórki zebrano po 1,75 hr, ponad 50% nie wykazywało pączkowania, a pozostałe podkategorie (z pączkami środkowymi, bocznymi lub końcowymi) były reprezentowane w równym stopniu. Po 2,5 hr w każdej z czterech kategorii (bez pączków, z pączkami środkowymi, bocznymi lub końcowymi) znajdowała się w przybliżeniu taka sama liczba zygot.
Obserwacje mikroskopowe (Rycina 4):
Struktura zygot wydaje się pozostać niezmieniona podczas procesu oczyszczania. W zależności od czasu trwania krzyżowania, populacja wykazywała różne proporcje zygot niepączkujących i pączkujących, co wyjaśniono powyżej. Ponieważ zarówno zielone, jak i czerwone haploidy wykazywały znaczną zmienność w intensywności sygnału fluorescencyjnego, niektóre zygoty były w przeważającej mierze czerwone, a inne zielone, co można zaobserwować, porównując obrazy jednobarwne z obrazami połączonymi na Rysunku 4. Należy również zauważyć, że GFP (MW 26kDa) przedostaje się do jądra i może w nim występować nawet wtedy, gdy jądra nie uległy jeszcze fuzji. Wakuole wyróżniają się jako czarne, niefluorescencyjne sfery.
Produkt końcowy oczyszczania stanowi zróżnicowaną populację na różnych etapach rozwoju. Zygoty oznaczone jako A nie przeszły fuzji. Zygoty typu B nie są wypączkowane. Typ C posiada mały pączek. Typ D ma większy pączek, a zygoty typu E są tuż przed cytokinezą. Należy również zauważyć, że wiele z wcześniejszych zygot nadal wykazuje niefluorescencyjną środkową linię podziału (*), a wakuolarną „strukturę dziedziczenia” (I) 12 często można dostrzec, jak rozciąga się z zygoty do pączka. W niektórych przypadkach sygnał zielony uległ redystrybucji do partnera w znacznie większym stopniu niż sygnał czerwony. Odzwierciedla to opóźnienie transferu charakterystyczne dla polisomów (Tartakoff, w przygotowaniu).
Zaczynając od pary 5 ml kultur logarytmicznych komórek haploidalnych, otrzymujemy około 1-2 x 106 zygot, co jest ilością wystarczającą do wielu analiz immunoblottingowych z wykorzystaniem procedur detekcji chemiluminescencyjnej. Stosując protokoły izolacji fenolowo-chloroformowej, ekstrahujemy około 1,5 mg RNA z tej liczby komórek.
Ponieważ oczyszczone zygoty zostały schłodzone, przed dalszą analizą zalecamy inkubację w 23 °C w pożywce wzrostowej.
<img alt="Schemat cyklu życiowego komórki drożdży; kojenie, fuzja komórek, powstawanie pąka diploidalnego; proces biologiczny." src="/files/ftp_upload/4197/4197fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1. Chronologia powstawania zygoty. Zygoty jako etap pośredni między haploidami a diploidami. Schemat przedstawia klasyczną aktywację (tworzenie tzw. shmoo) haploidów, ich fuzję oraz powstawanie pierwszego pąka. Pąki mogą być środkowe (M), boczne (L) lub końcowe (T).
<img alt="Schemat procesu tworzenia zygot haploidalnych; inkubacja, sortowanie typów kojarzenia, oczyszczanie zygot." src="/files/ftp_upload/4197/4197fig2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 2. Schemat protokołu oczyszczania zygot. Po inkubacji na powierzchni płytek agarowych w pożywce kompletnej z glukozą, mieszaninę komórek odzyskano poprzez przemywanie, a następnie poddano pierwszemu sortowaniu w „trybie odzyskiwania” (recovery mode), po którym nastąpiło drugie sortowanie w „trybie czystości” (purity mode). Kolor żółty oznacza, że w zygotach widoczne były sygnały mCherry i GFP.
<img alt="Wczesne i późne stadia zygoty; wykres słupkowy; analiza częstotliwości haploidów i komórek bez pączków." src="/files/ftp_upload/4197/4197fig3.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3. Odmiany zygot w oczyszczonych frakcjach. Mieszaniny kojarzone zbierano po 1,75 lub 2,5 hr w celu odzyskania frakcji wzbogaconych w zygoty stosunkowo wczesne w porównaniu do zygot stosunkowo bardziej dojrzałych. Dla każdego punktu czasowego przeprowadzono osiem niezależnych eksperymentów, oznaczonych odrębnymi kolorami. Wykresy przedstawiają względną liczbę zygot o przestrzennie odmiennych wzorach tworzenia pączków. Biorąc pod uwagę krótki czas inkubacji (mniej niż 2,5 hr w temperaturze pokojowej), wszystkie zaobserwowane pączki stanowią początkowe zdarzenia pączkowania zygotycznego.
<img alt="Obrazy z mikroskopii fluorescencyjnej; komórki drożdży, białka znakowane, lokalizacja fluorescencji, badanie komórkowe." src="/files/ftp_upload/4197/4197fig4.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 4"> 
Rysunek 4. Analiza frakcji wzbogaconych za pomocą systemu DeltaVision. Typowe pole widzenia zbadano za pomocą mikroskopii Deltavision. Ilustracje przedstawiają kolory czerwony i zielony jednocześnie lub pojedynczo. Kolor czerwony odpowiada znacznikowi polisomalnemu (Rpl25p-mCherry), a zielony cytozolowemu GFP. Zwróć uwagę na wysokie wzbogacenie zygot oraz oznaczone struktury subkomórkowe: wakuole (v), pączki (b), jądro (n), „strukturę dziedziczenia” wakuol (i) oraz przegrodę (*), która wydaje się oddzielać domeny rodzicielskie w stosunkowo wczesnych zygotach. Zmienny kolor ogólny odzwierciedla względną intensywność haploidów, które uległy fuzji. W przypadkach, w których dwie domeny rodzicielskie zachowują odrębny kolor, równowaga znaczników (cytoplazmatyczne GFP, polisomy znakowane mCherry) była niepełna. Trwające badania time-lapse wykazują, że rozpuszczalne GFP redystrybuuje się przed polisomami. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/4197/4197fig4large.jpg" target="_blank"> Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększony rysunek</a>.
Uzupełniające legendy
<img alt="Histogramy cytometrii przepływowej; porównanie fluorescencji haploidów GFP, mCherry oraz kontroli negatywnej." src="/files/ftp_upload/4197/4197figS1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina S1"> 
Rycina S1. Fluorescencja komórek haploidalnych. Po lewej: zbadano komórki wykazujące ekspresję polizomów znakowanych mCherry w celu wykrycia sygnału zielonego. Prostokątne okno ustawiono tak, aby wykluczyć komórki negatywne. Wykres środkowy: przeanalizowano komórki wykazujące ekspresję cytosolowego GFP, co wykazało wyraźnie jasną, główną populację komórek pozytywnych. Po prawej: przeanalizowano komórki wykazujące ekspresję polizomów znakowanych mCherry. Prostokąt (identyczny z tym po lewej stronie) obejmuje najjaśniejsze komórki i pozwala na wykluczenie wszystkich komórek negatywnych. Oznaczenie „R2” wskazuje odsetek komórek odzyskanych wewnątrz wskazanego prostokąta.
<img alt="Wykresy kropkowe cytometrii przepływowej; analiza w trybie odzysku i czystości; metoda sortowania komórek; dane fluorescencyjne." src="/files/ftp_upload/4197/4197figS2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina S2"> 
Rycina S2. Rozkład komórek w pierwszym i drugim sortowaniu. Te dwukolorowe wykresy wskazują proporcję komórek Green+ Red+ w prawym górnym kwadrancie (R5). Proporcja ta wzrasta do 52% w drugim sortowaniu. Oś pozioma: sygnał zielony. Oś pionowa: sygnał czerwony.

<ol><li>Herskowitz, I., Oshima, Y. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHerskowitz%2C+I+%22Control+of+cell+type+in+Saccharomyces+cerevisiae%3A+Mating+type+and+mating-type+interconversion%22">Control of cell type in Saccharomyces cerevisiae: Mating type and mating-type interconversion</a>. , Cold Spring Harbor Press. 181-210 (1981).</li>
<li>Muller, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Parental+age+and+the+life-span+of+zygotes+of+Saccharomyces+cerevisiae%5BTitle%5D)+AND+%22Antonie+Van+Leeuwenhoek%22%5BJournal%5D)">Parental age and the life-span of zygotes of Saccharomyces cerevisiae.</a> Antonie Van Leeuwenhoek. 51, 1-10 (1985).</li>
<li>Tartakoff, A. M., Jaiswal, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nuclear+fusion+and+genome+encounter+during+yeast+zygote+formation%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Biol.+Cell%22%5BJournal%5D)">Nuclear fusion and genome encounter during yeast zygote formation.</a> Mol. Biol. Cell. 20, 2932-2942 (2009).</li>
<li>Azpiroz, R., Butow, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Patterns+of+mitochondrial+sorting+in+yeast+zygotes%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Biol.+Cell%22%5BJournal%5D)">Patterns of mitochondrial sorting in yeast zygotes.</a> Mol. Biol. Cell. 4, 21-36 (1993).</li>
<li>Rose, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nuclear+fusion+in+the+yeast+Saccharomyces+cerevisiae%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.+Rev.+Cell+Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Nuclear fusion in the yeast Saccharomyces cerevisiae.</a> Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 12, 663-695 (1996).</li>
<li>Dujon, B. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aDujon%2C+B+%22Molecular+Biology+of+the+Yeast+Saccharomyces%3A+Life+Cycle+and+Inheritance%22">Molecular Biology of the Yeast Saccharomyces: Life Cycle and Inheritance</a>. Jones, E., Strathern, J., Broach, J. , Cold Spring Harbor Press. 505-635 (1981).</li>
<li>Sprague, G. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assay+of+yeast+mating+reaction%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Enzymol%22%5BJournal%5D)">Assay of yeast mating reaction.</a> Methods Enzymol. 194, 77-93 (1991).</li>
<li>Ydenberg, C. A., Rose, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Yeast+mating%3A+a+model+system+for+studying+cell+and+nuclear+fusion%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Yeast mating: a model system for studying cell and nuclear fusion.</a> Methods Mol. Biol. 475, 3-20 (2008).</li>
<li>Sena, E. P., Radin, D. N., Fogel, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synchronous+mating+in+yeast%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Synchronous mating in yeast.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 70, 1373-1377 (1973).</li>
<li>Amberg, D., Burke, D., Strathern, D. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAmberg%2C+D+%22Methods+in+Yeast+Genetics%3A+A+Cold+Spring+Harbor+Laboratory+Course+Manual%2C+2005+Edition%22">Methods in Yeast Genetics: A Cold Spring Harbor Laboratory Course Manual, 2005 Edition</a>. , Cold Spring Harbor Press. (2005).</li>
<li>Nolan, S., Cowan, A. E., Koppel, D. E., Jin, H., Grote, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((FUS1+regulates+the+opening+and+expansion+of+fusion+pores+between+mating+yeast%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Biol.+Cell%22%5BJournal%5D)">FUS1 regulates the opening and expansion of fusion pores between mating yeast.</a> Mol. Biol. Cell. 17, 2439-2450 (2006).</li>
<li>Weisman, L. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Organelles+on+the+move%3A+insights+from+yeast+vacuole+inheritance%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Rev.+Mol.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Organelles on the move: insights from yeast vacuole inheritance.</a> Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 7, 243-252 (2006).</li>
</ol>

Nie zadeklarowano żadnych konfliktów interesów.

Dostępność oczyszczonych zygot powinna ułatwić badania biochemiczne, w tym transkryptomikę, proteomikę i lipidomikę, a także badanie mechanizmów, dzięki którym zygoty wchodzą ponownie w cykl komórkowy, przebudowują ścianę komórkową, pączkują i przekazują cechy dziedziczne itp. Alternatywnie zygoty można generować, zaczynając od szczepów z charakterystycznymi mutacjami u jednego lub obojga rodziców. Co więcej, oczyszczone zygoty, podobnie jak komórki haploidalne lub diploidalne, można mrozić w medium zawierającym 15% glic...

<table><tbody><tr><td>pEG220, URA3/YIp, kodujący cytoplazmatyczne GFP &lt;sup&gt;11&lt;/sup&gt;)</td><td>E. Grote</td><td></td><td></td></tr><tr><td>pAJ1661, URA3/CEN, kodujący RPL25 połączony z mCherry </td><td>A. Johnston</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sonikator Fisher FB120</td><td>Fisher Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Probówka polipropylenowa z nakrętką z filtrem</td><td>BD Falcon</td><td>Ref 352235</td><td></td></tr><tr><td>Chłodzona mikrowirówka </td><td>Tomy</td><td>MRX-150</td><td></td></tr><tr><td>Płyn osłonowy do cytometrii przepływowej</td><td>Biosure</td><td>1027</td><td></td></tr><tr><td>Cytometr przepływowy iCyt Reflection Model</td><td>Sony</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop dekonwolucyjny DeltaVision</td><td>Applied Precision</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pionowy mikroskop epifluorescencyjny</td><td>Leica</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Agaroza UltraPure</td><td>Invitrogen</td><td>15510-07</td><td></td></tr><tr><td>Formuła glukozy CSM&lt;br/&gt; Uwagi: W przypadku szalek z agarem należy dodać 2% agaru (Difco)</td><td>10</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

oczyszczanie zygot s. cerevisiae metodą cytometrii przepływowej

Flow Cytometry-based Purification of S. cerevisiae Zygotes

Zygoty są kluczowymi ogniwami pośrednimi między stanem haploidalnym a diploidalnym w cyklu życiowym wielu organizmów, w tym drożdży (Rysunek 1) 1. Zygoty S. cerevisiae powstają w wyniku fuzji komórek haploidalnych o różnych typach kojarzenia (MATa, MATalpha) i dają początek odpowiednim stabilnym diploidom, które w wyniku niezwykle asymetrycznych podziałów mitotycznych sukcesywnie generują nawet 20 diploidalnych potomków 2. Tworzenie zygot jest sterowane przez złożony ciąg zdarzeń: w procesie tym rozpuszczalne czynniki kojarzenia wiążą się z pokrewnymi receptorami, wyzwalając kaskady sygnałowe pośredniczone przez receptory, co ułatwia przerwanie cyklu komórkowego i kulminuje w fuzji komórka-komórka. Zygoty mogą być uznane za model funkcji komórek progenitorowych lub macierzystych.
Mimo że na temat powstawania zygot uzyskano wiele informacji, a same zygoty służyły do badania kwestii komórkowo-molekularnych o ogólnym znaczeniu, niemal wszystkie badania opierały się na mieszaninach kopulacyjnych, w których zygoty były wymieszane z przeważającą populacją komórek haploidalnych 3-8. W związku z tym wiele aspektów biochemii powstawania zygot oraz dalszego życia zygoty pozostaje niezbadanych.
Opisy oczyszczania zygot drożdżowych przedstawiają protokoły oparte na ich właściwościach sedymentacyjnych 9; jednak ta procedura oparta na sedymentacji nie pozwoliła nam uzyskać czystości na poziomie bliskim 90%. Ponadto posiada ona wadę polegającą na wystawieniu komórek na działanie hipertonicznego sorbitolu. Opracowaliśmy zatem uniwersalną procedurę oczyszczania. W tym celu pary komórek haploidalnych wykazujących ekspresję czerwonych lub zielonych białek fluorescencyjnych poddano wspólnej inkubacji w celu umożliwienia formowania zygot, zebrano je w różnych odstępach czasu, a otrzymane zygoty oczyszczono za pomocą protokołu sortowania opartego na cytometrii przepływowej. Technika ta zapewnia wygodną wizualną ocenę czystości i stopnia dojrzewania. Średnia czystość frakcji wynosi około 90%. W zależności od czasu zbioru można odzyskać zygoty o różnym stopniu dojrzałości. Oczyszczone próbki stanowią dogodny punkt wyjścia dla badań „omicznych”, odzyskiwania pierwotnego potomstwa oraz systematycznego badania tej komórki progenitorowej.

W celu oczyszczenia zygot S. cerevisiae, zmodyfikowano komórki haploidalne o przeciwnych typach matingowych tak, aby wykazywały ekspresję czerwonych lub zielonych białek fluorescencyjnych, a następnie poddano je wspólnej inkubacji w celu umożliwienia tworzenia zygot i frakcjonowania zgodnie z protokołem opartym na cytometrii przepływowej. Wysoce wzbogacona frakcja umożliwia późniejsze badania „omiczne”, odzyskanie początkowego potomstwa oraz systematyczne badanie morfogenezy zygot.

Oczyszczanie zygot S. cerevisiae metodą cytometrii przepływowej

Zygoty są kluczowymi etapami pośrednimi między stanem haploidalnym a diploidalnym w cyklu życiowym wielu organizmów, w tym drożdży (Rycina 1) 1. S. cerevisiae ...

Ogólnym celem następującego eksperymentu jest uzyskanie oczyszczonej populacji zygot drożdży. Osiąga się to poprzez uprzednią ekspresję białek poly zones znakowanych cytoplazmatycznym GFP lub M cherry. W komórkach haploidalnych o przeciwnych typach kojarzenia komórki są hodowane do fazy logarytmicznej, a następnie łączone i inkubowane wspólnie, aby umożliwić formowanie się zygot.Mieszaninę kopulacyjną następnie zbiera się i sortuje za pomocą cytometrii przepływowej w trybie odzyskiwania (recovery mode), aby wyizolować komórki podwójnie dodatnie dla barwników czerwonego i zielonego. Ta subpopulacja obejmuje zarówno jednostki przedzygotyczne, jak i zygotyczne. W celu dalszego oczyszczenia próbki, populacja podwójnie dodatnia poddawana jest drugiej rundzie sortowania przepływowego.Stosując tryb czystości. Procedura ta pozwala uzyskać średnią czystość zygot na poziomie 90% w oparciu o badanie wizualne oraz ilościowe określenie liczby komórek za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej. Zalety tej techniki w porównaniu z istniejącymi metodami, takimi jak oczyszczanie oparte na sedymentacji, są następujące.Po pierwsze, technika ta umożliwia wygodną wizualną ocenę czystości i dojrzałości zygot. Po drugie, w naszych badaniach średnia czystość frakcji zygotycznej wynosi około 90%, co jest wynikiem znacznie wyższym niż w przypadku istniejących metod. Nasza metoda oczyszczania może pomóc w odpowiedzi na kluczowe pytania biologiczne dotyczące przejścia z fazy haploidalnej do diploidalnej w komórkach eukariotycznych na poziomie molekularnym, biorąc pod uwagę znaczne podobieństwo między niższymi a wyższymi eukariotami.W związku z tym badanie zygot drożdżowych powinno przyczynić się do ogólnego zrozumienia biologii zygot. Można argumentować, że zygoty mogą być również uznane za model funkcji komórek progenitorowych lub macierzystych Grow s cera, VCA, Matt A i Matt alpha BY 47 41. Uzyskaj komórki poprzez wymazanie zamrożonych szczepów drożdży na stałą pożywkę agarową i inkubację płytek w temperaturze pokojowej lub 30 °C aż do pojawienia się kolonii w dniu poprzedzającym oczyszczanie zygot. Oznacz dwie probówki stożkowe o pojemności 50 ml do hodowli przekształconych tabloidów jako soluble GFP i RPL 25 M.Cherry. Zaszczep jedną kulturę przekształconymi tabloidami ekspresującymi rozpuszczalne GFP w cytoplazmie, a drugą przekształconymi tabloidami ekspresującymi pojedyncze białko rybosomalne.RPL 25 połączony z m cherry. Hodować kultury z wytrząsaniem przez noc w temperaturze 23 °C, aby osiągnąć wartość A 600 nieprzekraczającą 1,0. Następnie, aby przeprowadzić krzyżowanie, należy zacząć od dostosowania gęstości optycznej każdej próbki do 1,0 w świeżym medium, co odpowiada w przybliżeniu 3 × 10⁷ komórkom na ml.Następnie, w 50 mililitrowej probówce stożkowej, wymieszaj równe objętości obu kultur w świeżej pożywce. Krótko wymieszaj na vortexie trzy razy, a następnie włącz vortex na 10 sekund. Umieść końcówkę pipety jeden centymetr nad powierzchnią roztworu.Podłoże glukozowe CSM w odpowiedniej temperaturze. Uruchom timer odliczający 30 minut i niezwłocznie nanieś krople mieszanych kultur o objętości 40 µL wzdłuż obwodu płytki. Pozostaw płytki do wyschnięcia na blacie roboczym z otwartą pokrywką przez około 30 minut.Po wchłonięciu cieczy należy przykryć płytki i pozostawić je w temperaturze pokojowej przez 1,75 do 2,5 godziny. Proces wzrostu spolaryzowanego prowadzi do powstania charakterystycznej morfologii typu schmo. W fazie schmo obie komórki haid nadal rosną w kierunku siebie, aż do uzyskania bezpośredniego kontaktu międzykomórkowego.Kolejna fuzja komórek prowadzi do powstania zygoty. Nowo powstała zygota ponownie wchodzi w cykl komórkowy mitozy, dając początek swojej pierwszej diploidalnej pączce. Po inkubacji należy umieścić płytki na lodzie i zebrać próbki, przemywając poszczególne obszary z wysuszonymi kroplami od 10 do 20 razy za pomocą 150 µL zimnej glukozy CSM.Zbierz roztwór płuczący do 15 mililitrowych probówek stożkowych na lodzie. Następnie, trzymając próbki na lodzie, poddaj każdą z probówek sonikacji sondą 10 razy przy amplitudzie 60%. Po sonikacji sprawdź pod mikroskopem fazowym, czy pozostały niewielkie ilości agregatów lub czy nie ma ich wcale; oczekuje się, że od 15 do 50% komórek utworzyło zygoty. W tym momencie pozostaw probówkę z komórkami w pozycji pionowej, nieporuszając jej, na lodzie przez 10 minut, aby zapobiegawczo umożliwić opadnięcie wszelkich pozostałych agregatów.Odzyskaj górne 90% objętości i przefiltruj ją przez nylonową siatkę w probówce z polipropylenu z nakrętką z sitkiem. W typowym eksperymencie z jednej płytki odzyskuje się 10⁷ komórek w 4 ml CSM. Sortowanie komórek z glukozą wykonuje się przy użyciu cytometru przepływowego Sony eyesight reflection model z HAPS 1 z końcówką 100 µm.Zacznij od wybrania laserów wzbudzających w oprogramowaniu win list 3D dla wzbudzenia GFP. Do wzbudzenia M cherry użyj niebieskiego lasera jonowego Argonne o mocy 500 milliwatt przy długości fali 488 nanometrów. W oprogramowaniu sterującym HAPS użyj lasera o mocy 100 milliwatt przy długości fali 561 nanometrów.Upewnij się, że wybrany jest tryb odzyskiwania (recovery mode) oraz że ciśnienie osłony podczas sortowania jest ustawione na 21,5 pounds per square inch przy częstotliwości kropli wynoszącej 43 400 drops per second i ciśnieniu próbki 20,5 pounds per square inch. Parametry sortowania należy oprzeć na wykresie rozrzutu forward versus back scatter, aby wyznaczyć bramkę (gate) dla żywych komórek. Należy zauważyć, że użyta tutaj maszyna Sony eyesight unikalnie oznacza wykres side scatter jako back scatter, jednak ten back scatter jest funkcjonalnie równoważny z side scatter. Wyznacz wykres emisji M cherry versus GFP, aby podzielić zdarzenia na cztery kwadranty.Czerwony dodatni, zielony dodatni, czerwony ujemny, zielony ujemny oraz czerwony ujemny, zielony dodatni. W celu wyznaczenia kwadrantu czerwony ujemny, zielony ujemny należy wykorzystać komórki niefluorescencyjne jako standard. Do wstępnej sortowania.Wybierz tryb odzyskiwania (recovery mode) i zbierz próbki do schłodzonych probówek do mikrocentryfugi zawierających 250 mililitrów zimnego CSM glucose. Po zakończeniu zbierania, osadź komórki przez 10 sekund przy maksymalnej prędkości w chłodzonej mikrocentryfudze; po wirowaniu odessaj roztwór przepływowy i resuspenduj je w 500 mikrolitrach zimnego CSM glucose.Ponieważ pojedyncze sortowanie nie pozwala na uzyskanie wysokiego stopnia wzbogacenia, należy krótko poddać częściowo oczyszczoną próbkę sonikacji za pomocą sondy dwukrotnie przy amplitudzie 60%. Ponownie posortuj komórki, tym razem korzystając z opcji trybu czystości (purity mode) z bramką ustawioną na żywe komórki i utwórz wykres emisji M cherry w stosunku do GFP, osad z oczyszczonych komórek a następnie resuspenduj pellety w 0,5 do 1,0 mililitrów glukozy CSM. Po wirowaniu przenieś 0,5 mililitrów do każdego z dołków płytek 24-dołkowych, a następnie inkubuj komórki z wytrząsaniem przez 15 minut.W płytkach 24-dołkowych w temperaturze 23°C w celu umożliwienia regeneracji metabolicznej. Aby przygotować podkładki z agros, doprowadzić zawiesinę 1,5% agros w pożywce CSM z glukozą do wrzenia w probówce stożkowej o pojemności 15 ml. Krótko wymieszać roztwór na wortexie, a następnie nanieść próbki roztworu agro o objętości 0,3 ml na powierzchnię co najmniej dwóch do trzech standardowych szkiełek przedmiotowych, po czym natychmiast przykryć je drugim szkiełkiem.Nie wywierać nacisku. Pozostawić preparaty do ochłodzenia na 10 minut. Jeśli podkładki aros nie będą używane natychmiast, należy umieścić je w komorze wilgotnościowej w temperaturze pokojowej, nie usuwając górnego szkiełka.Próbki te można przechowywać do jednego dnia. Następnie ostrożnie usuń górne szkiełko, przesuwając je poziomo. Dbając o zachowanie gładkiej powierzchni i niezakłócenie warstwy aros, w ciągu jednej do dwóch minut nanieś szybko jednomikrolitrowe aliquoty osadzone komórki na podkładki aros, nie dotykając ich powierzchni.Natychmiast przykryj próbkę kwadratowym szkiełkiem nakrywką, a nadmiar agaru odetnij za pomocą jednostronnego żyletki. Użyj strzykawki, aby nanieść wazelinę wzdłuż krawędzi szkiełka nakrywki. Wykonaj obrazowanie za pomocą systemu DeltaVision z obiektywem imersyjnym 100x bez binningu. Idealnym polem widzenia jest takie, które ukazuje pojedynczą warstwę komórek z wystarczającą przestrzenią między nimi, aby móc rozróżnić poszczególne komórki. Po zakończeniu obrazowania wykonaj serie zdjęć w odstępach od 0,2 do 0,4 µm.Wykonano dekonwolucję obrazów za pomocą programu SoftCell 5.0, stosując standardowe przetwarzanie z 20 cyklami dekonwolucji. Dostosowano intensywność fluorescencji czerwonej względem zielonej, aby zminimalizować sygnał tła na obrazach po dekonwolucji. W celu oceny ekspresji białek fluorescencyjnych w komórkach transformowanych, przeprowadzono analizę cytometryczną przed i po wykonaniu krzyżowania. W zasadzie wszystkie transformanty mCherry były czerwone, a wszystkie transformanty GFP były zielone.Należy zauważyć, że mimo iż sygnał M cherry był mniej intensywny niż sygnał GFP, został on wykryty zarówno za pomocą cytometrii, jak i mikroskopii fluorescencyjnej. Komórki zostały posortowane, a następnie wybrano najjaśniejsze komórki, znajdujące się w kwadrancie R dwa, i hodowano je z transformatem GFP przez 2,5 godziny, co przedstawiono tutaj. Próbka pozytywna pod kątem czerwonego i zielonego sygnału stanowiła 8,89% całkowitej populacji po skrzyżowaniu.Po pierwszej segregacji odzysku stopień wzbogacenia wyniósł 52,4%, a następnie został on zwiększony podczas drugiej segregacji czystości, kiedy to 21 podobnych preparatów komórek czerwonych i zielonych dodatnich poddano analizie za pomocą mikroskopii kontrastowej. W celu oceny liczby zygot ustalono, że średnia czystość wynosiła 90%. Zanieczyszczenia stanowiły albo zielone lub czerwone haploidy, albo pary haploidów będące w kontakcie, co pozwoliło określić kinetykę początkowego wyłaniania się pączków zygotycznych, a także częstość i rozmieszczenie pączków zygotycznych w położeniu środkowym, bocznym i końcowym. Haploidy krzyżowano przez 1,75 godziny lub 2,5 godziny, po czym poddano je segregacji metodą cytometrii przepłyewej i analizie za pomocą mikroskopii epifluorescencyjnej.Gdy komórki zebrano po 1,75 godziny, ponad 50% z nich nie posiadało pączków lub posiadało pączki środkowe. Po 2,5 godziny pączki boczne i końcowe były reprezentowane w równym stopniu. Jednak w każdej z czterech kategorii – bez pączków oraz z pączkami środkowymi, bocznymi lub końcowymi – znajdowała się w przybliżeniu taka sama liczba zygot.Struktura zygot wydaje się pozostawać niezmieniona podczas procesu oczyszczania. Należy zauważyć, że GFP przenika do jądra i może w nim występować nawet wtedy, gdy jądra nie uległy jeszcze fuzji. Komórki ES wyróżniają się jako czarne, niefluorescencyjne sfery.Produkt końcowy oczyszczania stanowi zróżnicowana populacja na różnych etapach rozwoju. Zygoty oznaczone jako A nie przeszły procesu fuzji. Zygoty typu B są nieubuteryzowane.Zygoty typu C mają mały pączek, typu D mają większy pączek, a zygoty typu E znajdują się w fazie przed cytokinezą; należy również zauważyć, że wiele wcześniejszych zygot nadal wykazuje niefluorescencyjną środkową linię podziału, a struktura dziedziczenia walarnej często wydaje się rozciągać z zygoty do pączka. Podczas wykonywania tej procedury ważne jest przeprowadzenie zarówno sortowania regeneracyjnego, jak i późniejszego sortowania czystości. Stwierdziliśmy, że drugie sortowanie jest kluczowe dla zwiększenia czystości zygot w produkcie końcowym.Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak przeprowadzić selekcję oczyszczonych zygot za pomocą cytometrii przepływowej, ocenić ich czystość metodami mikroskopowymi oraz jak preparować i fotografować zygoty przy użyciu fluorescencyjnej mikroskopii dekonwolucyjnej.

flow-cytometry-based-purification-of-s-cerevisiae-zygotes

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Oczyszczanie zygot S. cerevisiae na podstawie cytometrii przepływowej

Opisano wydajną metodę otrzymywania wysokiej czystości żywych frakcji meiotycznych z jądra myszy, która łączy udoskonalony protokół dysocjacji komórek z fluorescencyjnym sortowaniem komórek (FACS). Metoda ta wykorzystuje różnice w zawartości DNA oraz gęstości jąder poszczególnych frakcji meiotycznych.

Oczyszczanie komórek meiotycznych myszy metodą cytometrii przepływowej

Zgłaszamy urządzenie i nową metodę badania komórek i embrionów. Pojedyncze komórki są precyzyjnie uporządkowane w układach mikrownękowych. Ich uwięzienie w 3D jest krokiem w kierunku środowisk 3D spotykanych w warunkach fizjologicznych i umożliwia orientację organelli. Kontrolując kształt komórki, ta konfiguracja minimalizuje zmienność zgłaszaną w standardowych testach.

Porządkowanie pojedynczych komórek i pojedynczych zarodków w zamknięciu 3D: nowe urządzenie do badań przesiewowych o wysokiej zawartości

Opisujemy strategię sortowania plemników myszy za pomocą cytometrii przepływowej. Spermatydy są podzielone na cztery wysoce czyste populacje, w tym okrągłe (etapy spermiogenezy 1-9), wczesne wydłużające się (etapy spermiogenezy 10-12), późne wydłużające się (etapy spermiogenezy 13-14) i wydłużone spermioidy (etapy spermiogenezy 15-16). Barwienie DNA, wielkość i ziarnistość są wykorzystywane jako parametry selekcji.

Sortowanie spermatyd myszy według cytometrii przepływowej w zależności od kroku

Ten protokół opisuje metodę izolowania pojedynczych komórek z zarodków danio pręgowanego, wzbogacania o interesujące komórki, przechwytywania komórek danio pręgowanego w mikroprzepływowych systemach multipleksów jednokomórkowych i oceny ekspresji genów z pojedynczych komórek.

Izolacja i charakterystyka pojedynczych komórek z zarodków danio pręgowanego

Podczas gdy infiltrujące makrofagi są stale rekrutowane do tkanek dorosłych z krążących prekursorów, makrofagi rezydentne zasiewają swoją tkankę podczas rozwoju, gdzie są utrzymywane bez dalszego wkładu ze strony przodków. Niedawno zidentyfikowano prekursorów rezydujących makrofagów. W tym miejscu przedstawiono metody genetycznego mapowania losów rezydentnych przodków makrofagów.

Identyfikacja przodków erytromieloidów i ich potomstwa w zarodku myszy za pomocą cytometrii przepływowej

Ta praca opisuje standaryzację metody uzyskiwania oczyszczonych populacji komórek rozrodczych z tkanki jąder różnych gatunków ssaków. Jest to prosty protokół, który łączy mechaniczną dysocjację jąder, barwienie za pomocą Hoechst-33342 i jodku propidyny oraz sortowanie FACS, z szerokim zastosowaniem w badaniach porównawczych biologii rozrodu mężczyzn.

Ustandaryzowane podejście do wielogatunkowego oczyszczania męskich komórek rozrodczych ssaków za pomocą mechanicznej dysocjacji tkanek i cytometrii przepływowej

Ten artykuł opisuje protokół cytometrii przepływowej oparty na FRET, który pozwala określić ilościowo samoorganizację białek zarówno w komórkach S. cerevisiae, jak i HEK293T.

Wykrywanie i charakterystyka samoorganizacji białek in vivo za pomocą cytometrii przepływowej

Ten test jest prostą metodą do ilościowego oznaczania komórek krwiotwórczych w rozwoju embrionalnej danio pręgowanego. Komórki krwi od zdysocjowanego danio pręgowanego poddawane są analizie cytometrii przepływowej. Pozwala to na wykrycie wad krwi u zwierząt zmutowanych oraz po modyfikacji genetycznej.

Wykorzystanie cytometrii przepływowej do wykrywania i ilościowego określania zmienionego tworzenia się krwi u rozwijającego się danio pręgowanego

Ten artykuł przedstawia protokół izolacji błony plazmatycznej na małą skalę w celu scharakteryzowania białka Cdr1 Candida albicans ABC (ATP-binding cassette), którego nadekspresja występuje w Saccharomyces cerevisiae. Podwójny znacznik c-końcowy mGFPHis z rozszczepialnym proteazą z łącznikiem 16 reszt między Cdr1 a znacznikiem został zaprojektowany w celu ułatwienia oczyszczania i przesiewania detergentem Cdr1.

Preparat błony plazmatycznej na małą skalę do analizy Candida albicans Cdr1-mGFPHis

Tutaj opisujemy nowatorską metodę cytometrii przepływowej do prospektywnej izolacji wczesnych prekursorów erytroidalnych (BFU-e) i erytroidalnych tworzących kolonie (CFU-e) bezpośrednio ze świeżego szpiku kostnego i śledziony myszy. Protokół ten, opracowany na podstawie danych transkryptomicznych pojedynczych komórek, jest pierwszym, który izoluje wszystkie erytroidalne komórki progenitorowe tkanki o wysokiej czystości.

Identyfikacja i izolacja progenitorów erytroidalnych jednostek tworzących pęknięcia i kolonii z tkanki myszy za pomocą cytometrii przepływowej

Poznaj metodę oczyszczania zygot S. cerevisiae za pomocą cytometrii przepływowej z dwuetapowym sortowaniem. Technika ta zapewnia około 90% czystość próbek, umożliwiając badania biologii zygot i przejścia haploidalno-diploidalnego.

Oczyszczanie zygot S. cerevisiae metodą cytometrii przepływowej

Przeglądaj więcej filmów