Name: Projekt i montaż ultralekkiego zmotoryzowanego mikronapędu do przewlekłych nagrań neuronowych u małych zwierząt (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-11-08T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 29 s
Description: Poznaj montaż ultralekkiego zmotoryzowanego mikronapędu do przewlekłych nagrań neuronowych u małych zwierząt. Urządzenie waży poniżej 750 mg i umożliwia stabilne rejestracje do 10 tygodni.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Praca ta była wspierana przez Ester and Joseph Klingenstein Fund, McKnight Endowment Fund oraz NINDS 1R01NS066408-01A1.

1. Przegląd komponentów
<ol>
	<li>Kompletny mikronapęd składa się z kilku głównych elementów (Rysunek 1): podwozia, które służy jako nadbudowa napędu, silnika z drobnozwojnym wałem wyjściowym, gwintowanego wózka, który przenosi elektrody i zapewnia punkt połączenia elektrycznego, oraz złącza Omnetics (lub równoważnego).</li>
	<li>Podwozie, wózek elektrod oraz rurki wózka elektrod to niestandardowe komponenty zaprojektowane w oprogramowaniu 3D CAD (SolidWorks) i wykonane przez lokalny zakład obróbki precyzyjnej. Wszystkie pozostałe elementy są dostępne w sprzedaży.</li>
	<li>Podwozie i wózek są wykonane z lekkiego polieteroimidu (PEI), natomiast rurki wózka elektrod są docinane na tokarce ze stali nierdzewnej z rurek hipodermicznych (0.0293"OD x 0.00975"ID). Choć komponenty te mogą być wykonane z innych materiałów, ustaliliśmy, że PEI i stal nierdzewna zapewniają odpowiedni balans między obrabialnością, wytrzymałością a masą w naszej aplikacji.</li>
	<li>Do zmontowania napędu wymagany jest sterownik silnika zdolny do obsługi niskonapięciowego silnika krokowego DC. Stosujemy autorskie rozwiązanie oparte na trójfazowym układzie scalonym sterownika silnika (Faulhaber BLD05002 dostępny u producenta) w połączeniu z timerem IC, który generuje sygnał wejściowy kroków. Dostępne są również różnorodne gotowe rozwiązania (np. Faulhaber MCBL05002 lub Sutter Instruments MP-285).</li>
</ol>
2. Przygotowanie i montaż podwozia napędowego
<ol>
	<li>Za pomocą precyzyjnych obcinaczek do drutu przytnąć piny kontaktowe na spodzie złącza Omnetics (lub równoważnego) – do 1,5 mm dla tylnego rzędu i do 1 mm dla przedniego rzędu (Rysunek 2A). Aby zwiększyć wytrzymałość wiązania epoksydowego między chassis napędu a złączem, należy zmatowić skalpelem tylne powierzchnie obu komponentów.</li>
	<li>Za pomocą skalpela wyciąć cztery odcinki rurki polimidowej (0,0113" ID x 0,0133" OD) o długości 15 mm do wykorzystania jako prowadnice przewodów. Ostrożnie zamocować chassis w małym imadle otwartą wnęką do dołu (Rysunek 2B). Użyć kleju cyjanoakrylowego, aby przytwierdzić rurki polimidowe do chassis. Powinny one przylegać do tylnej powierzchni chassis i być zorientowane równolegle do siebie, jak pokazano na Rysunku 2B.</li>
	<li>Po wyschnięciu przyciąć rurki polimidowe do długości około 6 mm i usunąć odpady. Pozostałe rurki powinny znajdować się około 3 mm od dolnej krawędzi chassis.</li>
	<li>Aby zapewnić odpowiedni prześwit podczas łączenia z headstage'em lub kablem, złącze powinno być zamontowane kilka milimetrów powyżej rurek polimidowych i być równoległe do powierzchni chassis (Rysunek 2B). Użyć żywicy epoksydowej (Torr Seal) do zbudowania małej podstawki pod złącze, umieścić je na górze krótszym rzędem pinów do góry i dodać więcej żywicy wokół złącza. Nie kontynuować prac do czasu całkowitego utwardzenia żywicy.</li>
	<li>Zdjąć chassis z imadła, przenieść na uchwyt umożliwiający połączenie z kontrolerem silnika (t.j. w naszym przypadku uchwyt ten jest po prostu sztywnym prętem z przymocowanym na jednym końcu pasującym złączem Omnetics) i zorientować tak, aby przednia powierzchnia napędu była skierowana do góry. Przeciągnąć przewody silnika przez otwór w chassis i wsunąć silnik w rowek w podstawie. Silnik i wał napędowy powinny być równoległe do chassis i ściśle przylegać do dołu i boku.</li>
	<li>Przykleić silnik do chassis za pomocą żywicy epoksydowej, uważając, aby nie zablokować ani wału napędowego, ani miejsca, w którym zostaną zainstalowane elektrody (patrz rozmieszczenie Torr Seal na Rysunku 4). Pozostawić żywicę do utwardzenia.</li>
	<li>Obrócić chassis tak, aby złącze było dostępne. Aby podeprzeć przewody silnika i zapobiec ich przypadkowemu przełamaniu, dodać małą kroplę szybko utwardzalnej żywicy epoksydowej na przewody w miejscu, w którym wychodzą z chassis. Przyciąć, zdjąć izolację i przylutować przewody do odpowiednich styków złącza (Rysunek 2A). Przetestować silnik, aby upewnić się, że wał obraca się płynnie w obu kierunkach.</li>
</ol>
3. Montaż przekaźnika elektrod
<ol>
	<li>Aby zminimalizować ryzyko wystąpienia artefaktów ruchowych w zapisach, niezbędne jest, aby prowadnica elektrod ściśle pasowała do obudowy. Sprawdź dopasowanie prowadnicy, nakręcając ją na wał silnika i przesuwając w górę i w dół na całej długości wału przy niskiej prędkości. Należy uważać, aby nie zablokować prowadnicy w napędzie, co mogłoby doprowadzić do przekroczenia momentu obrotowego silnika – na tym etapie bardzo łatwo jest trwale uszkodzić plastikową przekładnię. Jeśli wał silnika, który wcześniej się obracał, przestanie pracować, może to oznaczać uszkodzenie przekładni.</li>
	<li>Jeśli prowadnica nie przesuwa się płynnie wzdłuż wału, sprawdź powierzchnie obudowy oraz śrubę napędową pod kątem obecności zanieczyszczeń. Usuń je za pomocą precyzyjnej pęsety lub sprężonego powietrza, pokryj gwint niewielką ilością lekkiego oleju mineralnego i ponownie sprawdź dopasowanie prowadnicy.</li>
	<li>Jeśli prowadnica jest zbyt ciasna, użyj pęsety i drobnoziarnistego osełki, aby usunąć przeszkadzający materiał z boku prowadnicy. Należy dbać o równomierne usuwanie materiału.</li>
	<li>Jeśli prowadnica jest zbyt luźna, co powoduje jej przechylanie się i drgania podczas ruchu, przyklej do niej mały pasek folii przezroczystej, aby wypełnić lukę między prowadnicą a powierzchnią obudowy.</li>
	<li>Po prawidłowym dopasowaniu prowadnicy zdejmij ją z wału i wciśnij jedną z rurek ze stali nierdzewnej w każdy z czterech dużych otworów w prowadnicy. Każda z nich powinna być wycentrowana na prowadnicy, a końce wszystkich czterech rurek powinny być zlicowane (Rycina 3). Zabeziecz je niewielką kroplą kleju cyjanoakrylowego naniesioną u podstawy rurki. Należy zachować szczególną ostrożność, aby klej nie dostał się na krawędzie prowadnicy ani do wnętrza rurek.</li>
	<li>Nakręć gotową prowadnicę elektrod z powrotem na wał napędowy i przesuń ją całkowicie do podstawy gwintu.</li>
</ol>
4. Instalacja rurki prowadzącej i elektrody
<ol>
	<li>Odetnij cztery odcinki rurki poliimidowej o długości 25 mm (średnica wewnętrzna 0,0045" x średnica zewnętrzna 0,006"), które posłużą jako prowadnice elektrod. Dodatkowo odetnij cztery elektrody w odcinkach po 40 mm, aby służyły jako elektrody atrapy, które utrzymają rurki prowadzące w odpowiedniej pozycji podczas montażu. (Należy pamiętać, że elektrody atrapy służą wyłącznie do montażu i nie będą używane do rejestracji, dlatego można wykorzystać te same elementy do każdego montażu). Nasuń każdy odcinek rurki na elektrodę atrapę w taki sposób, aby elektroda wystawała ok. 10 mm poza koniec rurki.</li>
	<li>Rozmieść rurki poliimidowe w obudowie, jak pokazano na Rysunku 4A. W rezultacie końce prowadnic elektrod będą ze sobą zrównane i wyrównane do podstawy wału silnika, rozszerzając się w stronę suwaka elektrod, podczas gdy przeciwległe końce będą zbiegać się u dołu napędu. Wymieszaj niewielką ilość żywicy Kwik-Cast i nałóż ją około 2 mm poniżej górnego końca prowadnic elektrod. Pozostaw do wyschnięcia.</li>
	<li>Usuń elektrody atrapy i ponownie ustaw wolne końce prowadnic elektrod tak, aby tworzyły ciasny pęk u dołu napędu. Pomocne może być użycie cienkiego drutu do tymczasowego utrzymania ich w miejscu (Rysunek 4B). Utrwal nową pozycję kolejną porcją żywicy Kwik-Cast. Pozostaw do wyschnięcia.</li>
	<li>Za pomocą ostrego skalpela przytnij rurki prowadzące elektrody w miejscach, w których wystają poza dół mikronapędu. Po implantacji rurki te będą prowadzić elektrody od dołu napędu (opartego o czaszkę) do powierzchni mózgu. Zatem długość, na jaką należy przyciąć rurki, zależy od anatomii miejsca implantacji (Rysunek 5). W przypadku ptaków śpiewających jest to około 1,5 mm.</li>
	<li>Aby połączyć elektrodę ze złączem, odetnij odcinek izolowanego drutu platynowego (średnica 0,003") o długości 30 mm i zdejmij 1 mm izolacji z jednego końca. Przylutuj go do jednego z pinów sygnałowych we złączu. Zegnij drut pod złączem i przełóż go przez jedną z rurek prowadzących druty. Naciągnij drut i owiń go wokół szczeliny prowadzącej w górnej części obudowy.</li>
	<li>Za pomocą nożyczek lub precyzyjnych obcinaczek do drutu utnij elektrodę na długość ok. 25 mm. Należy uważać, aby nie wygiąć elektrody ani nie uszkodzić jej końcówki; w takim przypadku elektroda nie może zostać użyta. Przy suwaku elektrod znajdującym się w górnej części wału, wprowadź elektrodę do rurki poliimidowej i przeciągnij ją w górę przez rurkę ze stali nierdzewnej w suwaku. Ustaw ją tak, aby końcówka elektrody była zrównana z dolnym końcem rurki poliimidowej. Przytnij elektrodę 1 mm powyżej rurki suwaka.</li>
	<li>Za pomocą precyzyjnej pęsety zdejmij izolację z ostatnich 2 mm elektrody oraz z ostatnich 2 mm drutu platynowego. Ponownie ustaw elektrodę w rurce suwaka, wprowadź do rurki drut platynowy i połącz oba elementy, wsuwając do rurki krótki, 1 mm odcinek drutu wolframowego (średnica 0,008"). Połączenie powinno być ciasne, aby zapewnić zarówno mechaniczne, jak i elektryczne połączenie między elektrodą a drutem (Rysunek 3).</li>
	<li>Przesuń suwak w górę i w dół wzdłuż wału napędowego, aby upewnić się, że ruch odbywa się płynnie.</li>
	<li>Powtarzaj kroki 4.5-4.8, aż wszystkie elektrody zostaną zainstalowane.</li>
	<li>Odetnij odcinek drutu srebrnego (średnica 0,005") o długości 30 mm do wykorzystania jako przewód uziemiający. Zdejmij 1 mm izolacji z jednego końca i przylutuj go do pinu masy.</li>
</ol>
5. Montaż końcowy i przygotowanie przed implantacją
<ol>
	<li>Aby zmniejszyć tarcie elektrod o prowadnice, należy napełnić prowadnice lekkim olejem mineralnym. Siły kapilarne są wystarczające, aby napełnić rurki za pomocą jednej kropli oleju umieszczonej na jednym z końców.</li>
	<li>Aby stworzyć osłonę ochronną dla silnika i elektrod, należy wyciąć z folii przezroczystej prostokąt o wymiarach 12 mm x 25 mm i zgiąć go w szeroki kształt litery U. Użyj cyjanoakrylanu, aby przykleić osłonę do zewnętrznych powierzchni podwozia (Rycina 6). Wytnij z folii przezroczystej prostokąt o wymiarach 15 mm x 6 mm i przyklej go cyjanoakrylanem wokół złącza. Aby uniknąć kolizji ze złączem, dłuższa krawędź folii powinna być zrównana z górną krawędzią złącza.</li>
	<li>Przed implantacją należy wysterylizować elektrody i prowadnice, zanurzając wysunięte elektrody w roztworze wody dejonizowanej z wybielaczem w stosunku 10:1 na 10 min. Następnie należy dokładnie przepłukać całość sterylną wodą.</li>
	<li>Do utrzymania mikronapędu w manipulatorze stereotaktycznym podczas implantacji można użyć uchwytu podobnego do tego zastosowanego w kroku 2.5.</li>
</ol>
6. Reprezentatywne wyniki
Ten protokół wymaga około 5 h aktywnego czasu montażu, z dodatkowymi 6-8 h przerw na wyschnięcie epoksydy i kleju. Jednakże, po pierwszym zmontowaniu mikronapędu, można go przygotować do ponownego użycia (t.j. wymienić elektrody, prowadnice elektrod i przewody elektrod) w czasie krótszym niż 2 h. Jakość i charakter rejestracji uzyskanych zgodnie z tym protokołem będą, oczywiście, w części zależeć od celu rejestracji, wyboru elektrod oraz wszelkich procesów przetwarzania sygnału w stopniu wejściowym (headstage) lub w dalszych etapach toru sygnałowego za mikronapędem. Pomijając te kwestie, możliwe jest uzyskanie stabilnych rejestracji od zwierzęcia w trakcie zachowań w okresie przekraczającym dziesięć tygodni. Przykłady rejestracji pojedynczych jednostek z jądra robustus archistriatum (RA) u śpiewającego ptaka w trakcie zachowań przedstawiono na Rysunku 7A; aktywność wielojednostkowa z tego samego obszaru przedstawiono na Rysunku 7B.
<img alt="Schemat prowadnicy elektrod; podwozie i komponenty do precyzyjnego sterowania ruchem w systemach mikroskalowych." src="/files/ftp_upload/4314/4314fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1. Model 3D zmontowanego zmotoryzowanego mikronapędu. Mikronapęd składa się z kilku głównych komponentów: (i) podwozia, (ii) silnika z gwintowanym wałem wyjściowym, (iii) prowadnicy elektrod, (iv) rurek prowadnicy, (v) elektrod, (vi) rurek prowadzących elektrody oraz (vii) złącza.
<img alt="Schemat mikrowytwarzania z oznakowanymi polami kontaktowymi oraz zdjęcie prowadnic przewodów z złączem." src="/files/ftp_upload/4314/4314fig2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2. A) Model i schemat połączeń złącza. Przewody silnika: b, i, l. Przewody elektrod: c, d, e, f. Przewód uziemiający: k. Pozostałe piny są dostępne dla aparatury pomocniczej. B) Zdjęcie złącza przymocowanego do obudowy za pomocą epoksydu Torr Seal. Zwróć uwagę na położenie zarówno złącza, jak i znajdujących się pod nim prowadnic przewodów. Klej cyjanoakrylanowy utrzymujący prowadnice w pozycji wysycha do stanu przezroczystego, w związku z czym nie jest widoczny na zdjęciu.
<img alt="Schemat przenośnika elektrod z pinem z drutu wolframowego, drutem platynowym i wałem silnika do badań elektrochemicznych." src="/files/ftp_upload/4314/4314fig3.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3. Zespół przenośnika elektrod.
<img alt="Złożenie elektrod z rurkami polimidowymi w układzie eksperymentu neuronaukowego; szczegółowy schemat z opisami." src="/files/ftp_upload/4314/4314fig4.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 4"> 
Rysunek 4. A) Rurki prowadzące elektrody umieszczone w obudowie przed nałożeniem Kwik-Cast. B) Aby upewnić się, że elektrody wychodzą z dołu napędu równolegle, należy ściśle zebrać dolne końce rurek prowadzących przed dodaniem ostatniej kropli Kwik-Cast.
<img alt="Schemat implantacji mikronapędu z kraniotomią, prowadnicami, czaszką i elektrodami do badania mózgu." src="/files/ftp_upload/4314/4314fig5.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 5"> 
Rycina 5. Długość, na jaką prowadnice elektrod wystają poza spód napędu, jest określona przez anatomię miejsca implantacji. Schemat ilustruje wymiary istotne dla ustalenia długości prowadnic. W przypadku implantacji u ptaka śpiewającego wystarczająca jest długość 1,5 mm.
<img alt="Schemat mikroelektroniki z przewodem uziemiającym, uchwytem i osłonami ochronnymi; skupienie na komponentach obwodu." src="/files/ftp_upload/4314/4314fig6.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 6"> 
Rycina 6. Gotowy zmotoryzowany mikronapęd z zamocowanymi osłonami ochronnymi.
<img alt="Wykres napięcia w funkcji czasu; analiza sygnałów elektrofizjologicznych; porównanie aktywności neuronalnej." src="/files/ftp_upload/4314/4314fig7.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 7"> 
Rysunek 7. Reprezentatywne zapisy z jądra robustus archistriatum (RA) u zachowującego się naturalnie zebra fincha. A) Aktywność pojedynczych jednostek zarejestrowana za pomocą elektrod platynowo-irydowych 10MΩ. Góra: przykładowy zapis wykonany tydzień po implantacji. Dół: przykładowy zapis z tej samej elektrody co powyżej, dziewięć tygodni później. B) Aktywność wielojednostkowa zarejestrowana za pomocą elektrod platynowych 1MΩ. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/4314/4314fig7large.jpg" target="_blank"> Kliknij tutaj, aby wyświetlić większy rysunek</a>.
Pliki dodatkowe: Podwozie, czółenko oraz rurki elektrod zostały zaprojektowane w oprogramowaniu CAD SolidWorks 2010. Pliki części są dostarczone zarówno w formacie zastrzeżonym (*.sldprt), jak i w formacie neutralnym dla dostawcy (*.iges), a wymiarowane rysunki produkcyjne są dostępne w formacie PDF.

<ol><li>O'Keefe, J., Dostrovsky, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+hippocampus+as+a+spatial+map%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Research%22%5BJournal%5D)">The hippocampus as a spatial map.</a> Brain Research. 34, 171-175 (1971).</li>
<li>Pennartz, C. M., Berke, J. D., Graybiel, A. M., Ito, R., Lansink, C. S., van der Meer, M., Redish, A. D., Smith, K. S., Voorn, P. Corticostriatal Interactions during Learning, Memory Processing, and Decision. 29, 12831-12838 (2009).</li>
<li>Kepecs, A., Uchida, N., Zariwala, H., Mainen, Z. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+correlates%2C+computation%2C+and+behavioural+impact+of+decision+confidence%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Neural correlates, computation, and behavioural impact of decision confidence.</a> Nature. 455, 227-2231 (2008).</li>
<li>Hahnloser, R. H. R., Kozhevnikov, A. A., Fee, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+ultra-sparse+code+underlies+the+generation+of+neural+sequences+in+a+songbird%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">An ultra-sparse code underlies the generation of neural sequences in a songbird.</a> Nature. 419, 65-70 (2002).</li>
<li>Leonardo, A., Fee, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ensemble+Coding+of+Vocal+Control+in+Birdsong%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Ensemble Coding of Vocal Control in Birdsong.</a> J. Neurosci. 25 (3), 652-661 (2005).</li>
<li>Yamamoto, J., Wilson, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large-scale+chronically+implantable+precision+motorized+microdrive+array+for+freely+behaving+animals%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Large-scale chronically implantable precision motorized microdrive array for freely behaving animals.</a> J. Neurophysiol. 100 (4), 2430-2440 (2008).</li>
<li>Fee, M. S., Leonardo, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Miniature+motorized+microdrive+and+commutator+system+for+chronic+neural+recording+in+small+animals%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Miniature motorized microdrive and commutator system for chronic neural recording in small animals.</a> J. Neurosci. Methods. 112, 83-94 (2001).</li>
<li>Ölveczky, B. P., Otchy, T. M., Goldberg, J. H., Aronov, D., Fee, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changes+in+the+neural+control+of+a+complex+motor+sequence+during+learning%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophys%22%5BJournal%5D)">Changes in the neural control of a complex motor sequence during learning.</a> J. Neurophys. 106, 386-397 (2011).</li>
<li>Otchy, T. M., Ölveczky, B. P. Effects of Sensory Experience on the Development and Maintenance of a Motor Program Underlying a Complex Motor Sequence. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aOtchy%2C+TM+%22Soc.+for+Neurosci.+Abstr%22">Soc. for Neurosci. Abstr</a>. , (2011).</li>
<li>Goldberg, J. H., Adler, A., Bergman, H., Fee, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Singing-related+neural+activity+distinguishes+two+putative+pallidal+cell+types+in+the+songbird+basal+ganglia%3A+comparison+to+the+primate+internal+and+external+pallidal+segments%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Singing-related neural activity distinguishes two putative pallidal cell types in the songbird basal ganglia: comparison to the primate internal and external pallidal segments.</a> J. Neurosci. 30 (20), 7088-7098 (2010).</li>
<li>Goldberg, J. H., Fee, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Singing-related+neural+activity+distinguishes+four+classes+of+putative+striatal+neurons+in+the+songbird+basal+ganglia%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophys%22%5BJournal%5D)">Singing-related neural activity distinguishes four classes of putative striatal neurons in the songbird basal ganglia.</a> J. Neurophys. 103 (4), 2002-2014 (2010).</li>
<li>Venkatachalam, S., Fee, M. S., Kleinfeld, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Miniature+headstage+with+6-channel+drive+and+vacuum-assisted+microwire+implantation+for+chronic+recording+from+neocortex%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Miniature headstage with 6-channel drive and vacuum-assisted microwire implantation for chronic recording from neocortex.</a> J. Neurosci. Methods. 90, 37-46 (1999).</li>
<li>Shirvalkar, P. R., Shapiro, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Design+and+Construction+of+a+Cost+Effective+Headstage+for+Simultaneous+Neural+Stimulation+and+Recording+in+the+Water+Maze%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Design and Construction of a Cost Effective Headstage for Simultaneous Neural Stimulation and Recording in the Water Maze.</a> J. Vis. Exp. (44), e2155(2010).</li>
</ol>

Nie zadeklarowano żadnych konfliktów interesów.

Przedstawiony tutaj protokół pozwoli na stworzenie urządzenia zdolnego do rejestracji wysokiej jakości z minimalnymi artefaktami ruchowymi tylko pod warunkiem zachowania należytej staranności podczas konstrukcji. Pasowanie elementu ruchomego (shuttle) w obudowie ma krytyczne znaczenie: zbyt ciasne pasowanie wiąże się z wysokim ryzykiem przeciążenia silnika, natomiast zbyt luźne z wysokim ryzykiem wystąpienia znacznych artefaktów ruchowych. Idealne pasowanie pozwoli elementowi ruchomemu na przebycie całej długości gwintow...

<table><tbody><tr><td>Podwozie</td><td>Własny wykonanie</td><td></td><td>Wycięte z PEI</td></tr><tr><td>Suwak elektrod</td><td>Własny wykonanie</td><td></td><td>Wycięte z PEI</td></tr><tr><td>Rurki suwaka</td><td>Własny wykonanie</td><td></td><td>Wycięte ze stali nierdzewnej</td></tr><tr><td>Konektor</td><td>Omnetics</td><td>A7886-001</td><td>Pasuje do A7877-001</td></tr><tr><td>Silnik z przekładnią</td><td>Faulhaber</td><td>0206-A-001-B-021-47:1</td><td></td></tr><tr><td>Przewodnik drutu</td><td>Small Parts, Inc.</td><td>SWPT-0113-12</td><td></td></tr><tr><td>Przewodnik elektrod</td><td>Small Parts, Inc.</td><td>SWPT-0045-12</td><td></td></tr><tr><td>Elektrody Pt-Ir 10M&amp;#937;</td><td>Microprobes, Inc</td><td>PI2PT310.0H3</td><td></td></tr><tr><td>Drut platynowy</td><td>A-M Systems</td><td>772000</td><td>Do przewodów elektrod</td></tr><tr><td>Drut srebrny</td><td>A-M Systems</td><td>786000</td><td>Do przewodu uziemiającego</td></tr><tr><td>Drut wolframowy</td><td>A-M Systems</td><td>797000</td><td>Do pinów elektrod</td></tr><tr><td>Folia przezroczysta</td><td>3M</td><td>AF4300</td><td></td></tr><tr><td>Uszczelniacz Torr Seal</td><td>Varian Inc., Agilent</td><td>9530001</td><td></td></tr><tr><td>Kwik-Cast</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>KWIK-CAST</td><td></td></tr><tr><td>Cyjanoakrylan</td><td>Krazy Glue</td><td>KG517</td><td></td></tr><tr><td>Szybkowiążąca żywica epoksydowa</td><td>Hardman</td><td>04001</td><td></td></tr><tr><td>Lekki olej mineralny</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M5310</td><td></td></tr><tr><td>Podchloryn sodu</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Obcinaczki boczne</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ostrze skalpela</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pinceta</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Uchwyt napędowy</td><td>Własny wykonanie</td><td></td><td>Przykleić konektor dopasowujący do strzykawki lub pręta za pomocą żywicy epoksydowej</td></tr><tr><td>Mały imadło</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

projekt i montaż ultralekkiego zmotoryzowanego mikronapędu do chronicznych rejestracji neuronalnych u małych zwierząt

Design and Assembly of an Ultra-light Motorized Microdrive for Chronic Neural Recordings in Small Animals

Możliwość chronicznego rejestrowania aktywności populacji neuronów u zwierząt swobodnie zachowujących się okazała się nieocenionym narzędziem w analizie funkcji obwodów neuronalnych leżących u podstaw wielu naturalnych zachowań, w tym nawigacji1, podejmowania decyzji 2,3 oraz generowania złożonych sekwencji ruchowych4,5,6. Postępy w precyzyjnej obróbce materiałów umożliwiły wytwarzanie lekkich urządzeń odpowiednich do chronicznych pomiarów u małych zwierząt, takich jak myszy i ptaki śpiewające. Możliwość regulacji pozycji elektrody za pomocą niewielkich silników sterowanych zdalnie dodatkowo zwiększyła wydajność rejestracji w różnych kontekstach behawioralnych poprzez ograniczenie konieczności manipulowania zwierzętami.6,7
 W niniejszej pracy opisujemy protokół budowy ultralekkiego zmotoryzowanego mikroprzesuwacza do długoterminowych rejestracji chronicznych u małych zwierząt. Nasza konstrukcja ewoluowała z wcześniej opublikowanej wersji7 i została dostosowana pod kątem łatwości użytkowania oraz kosztów, aby stać się bardziej praktyczną i dostępną dla szerokiego grona badaczy. Ta sprawdzona konstrukcja 8,9,10,11 umożliwia precyzyjne, zdalne pozycjonowanie elektrod w zakresie ok. 5 mm i po pełnym złożeniu waży mniej niż 750 mg. Przedstawiamy kompletny protokół budowy i montażu tych przesuwaczy, w tym rysunki 3D CAD dla wszystkich niestandardowych komponentów mikroprzesuwacza.

Opisano projektowanie, wykonanie i montaż ultralekkiego zmotoryzowanego mikronapędu. Urządzenie stanowi kosztowo efektywne i łatwe w użyciu rozwiązanie do chronicznych rejestracji pojedynczych jednostek u małych zwierząt w warunkach behawioralnych.

Projekt i montaż ultralekkiego zmotoryzowanego mikronapędu do chronicznych rejestracji neuronalnych u małych zwierząt

Zdolność do chronicznej rejestracji aktywności populacji neuronów u zwierząt w warunkach swobodnego zachowania okazała się nieocenionym narzędziem w badaniu funkcji...

Ogólnym celem tej procedury jest montaż ultralekkiego zmotoryzowanego mikronapędu, odpowiedniego do stabilnych rejestracji pozakomórkowych u aktywnych małych zwierząt. W pierwszym kroku konektor oraz silnik są bezpiecznie montowane do podwozia. Drugim krokiem jest dopasowanie kształtu prowadnicy do podwozia oraz zamocowanie rurek prowadnicy.Następnie instaluje się prowadnice elektrod, a elektrody rejestrujące umieszcza się w mikronapędzie. Na koniec dodaje się przezroczyste osłony, aby chronić elektrody i okablowanie przed przypadkowym uszkodzeniem. Po prawidłowym montażu i implantacji opisany mikronapęd może być wykorzystywany do rejestracji aktywności zewnątrzkomórkowej przez okres do 10 tygodni.Nasza procedura projektowania i montażu ewoluowała wraz z czasem w celu zmaksymalizowania łatwości użytkowania i zminimalizowania kosztów, dzięki czemu jest ona bardziej praktyczna i dostępna dla szerszego grona badaczy niż wiele wcześniej opublikowanych wersji. Przedstawiony tutaj kompletny mikroprzebieg składa się z kilku głównych komponentów: chassis, który służy jako nadbudowa napędu, silnika z precyzyjnie gwintowaną osią wyjściową, gwintowanego suwaka, który przenosi elektrody i zapewnia punkt połączenia elektrycznego, a także złącza noetics pokazanego również przy rurkach suwaka, elektrodach i prowadnicach elektrod.Przesuwnik elektrody podwozia oraz rurki przesuwnika elektrody to niestandardowe komponenty, które zostały zaprojektowane w oprogramowaniu 3D CAD i wykonane przez lokalnego mechanika precyzyjnego. Wszystkie pozostałe elementy są dostępne w sprzedaży. Najpierw należy użyć obcinaczy bocznych do przycięcia pinów stykowych na spodzie złącza.Przytnij tylny rząd pinów do 1,5 mm, a przedni rząd do 1 mm, zgodnie z przedstawionym schematem. Następnie ostrożnie zamocuj obudowę w małym imadle, otworami skierowanymi w dół, i za pomocą kleju cyjanoakrylowego przytwierdź do niej cztery 15 mm odcinki rurek poliamidowych w taki sposób, aby były one zrównane z tylną powierzchnią obudowy i zorientowane równolegle do siebie, jak pokazano tutaj. Po wyschnięciu kleju cyjanoakrylowego przytnij rurki poliamidowe do długości około 6 mm i usuń sekcje środkowe.Pozostałe sekcje rurek powinny znajdować się w odległości około trzech milimetrów od dolnej krawędzi obudowy. Następnie należy nanieść żywicę epoksydową na obudowę, aby zbudować niewielki postument dla konektora. Umieść konektor na górze i dodaj dodatkową żywicę epoksydową wokół konektora.Powierzchnia złącza powinna znajdować się kilka milimetrów powyżej rurek poliamidowych i być równoległa do powierzchni podwozia. Po całkowitym utwardzeniu żywicy epoksydowej należy wyjąć podwozie z imadła i przenieść je do uchwytu tak, aby powierzchnia przednia była skierowana do góry. Następnie należy przeprowadzić przewody silnika przez otwór w podwoziu i wsunąć silnik do rowka w podstawie.Po upewnieniu się, że silnik i wał napędowy są równoległe do podwozia i ściśle przylegają do jego dna oraz boku, należy przykleić silnik do podwozia za pomocą żywicy epoksydowej. Po utwardzeniu żywicy należy obrócić podwozie tak, aby złącze było dostępne. Aby zmniejszyć naprężenia mechaniczne działające na silnik i przewody, należy nałożyć niewielką ilość szybkoutwardzalnej żywicy epoksydowej na przewody w miejscu, w którym wychodzą one z podwozia. Następnie należy przyciąć, zdjąć izolację i przylutować przewody do odpowiednich styków złącza.Przetestuj silnik, aby upewnić się, że wał obraca się płynnie w obu kierunkach, a następnie przystąp do montażu prowadnicy elektrody. Najpierw sprawdź dopasowanie prowadnicy, ostrożnie nakładając ją na wał silnika i przesuwając ją w górę i w dół na całej długości wału napędowego przy niskiej prędkości.Wózek powinien ściśle przylegać do chassis, nie może blokować się w napędzie, a wał silnika nie może przestać się obracać. Jeśli wózek nie przesuwa się płynnie wzdłuż wału, należy sprawdzić, czy na powierzchni chassis oraz śruby napędowej nie znajdują się zanieczyszczenia.Usuń wszelkie zanieczyszczenia za pomocą precyzyjnej pęsety lub sprężonego powietrza, a następnie pokryj gwint niewielką ilością oleju mineralnego i ponownie sprawdź dopasowanie. Jeśli czółenko jest zbyt ciasne, użyj pęsety i drobnoziarnistego kamienia szlifnego do usunięcia przeszkadzającego materiału z boku czółenka. Należy dbać o to, aby materiał był usuwany równomiernie.Na koniec, jeśli element przesuwny (shuttle) jest luźny, co objawia się pochylaniem i drżeniem podczas ruchu, przyklej niewielki pasek folii przezroczystej do elementu przesuwanego, aby wypełnić szczelinę między nim a powierzchnią podwozia. Po uzyskaniu odpowiedniego dopasowania zdejmij element przesuwny z wału i wciśnij rurkę ze stali nierdzewnej w każdy z czterech dużych otworów w elemencie przesuwnym, upewniając się, że rurki są wycentrowane na elemencie przesuwnym i że końce wszystkich czterech rurek są zlicowane, tak jak pokazano tutaj; nanieś niewielką kroplę kleju cyjanoakrylowego u podstawy każdej rurki, dbając o to, aby klej nie dostał się na krawędzie elementu przesuwanego ani do wnętrza rurek. Po wyschnięciu kleju nakręć gotowy element przesuwny elektrody z powrotem na wał napędowy i przesuń go całkowicie do podstawy gwintu.Odetnij 4 odcinki rurki poliamidowej o długości 25 mm, które posłużą jako prowadnice elektrod. Dodatkowo odetnij cztery odcinki elektrod o długości 40 mm, które posłużą jako elektrody zastępcze podczas montażu. Nasuń każdy odcinek rurki na elektrodę zastępczą w taki sposób, aby elektroda wystawała poza koniec rurki o około 10 mm.Następnie umieść każdą z poliamidowych rurek w obudowie, tak jak pokazano tutaj. Wymieszaj niewielką ilość masy szybkoschnącej i nanieś ją na odległość około dwóch milimetrów poniżej górnego końca elektrody, a następnie pozostaw do wyschnięcia. Następnie usuń elektrody zastępcze i przesuń wolne końce prowadnic elektrod tak, aby tworzyły ciasny pęczek na dnie układu napędowego.W razie potrzeby owiń elektrody cienkim drutem, aby je ustabilizować. Następnie utrwal nową pozycję za pomocą szybkowiążącego gipsu, jak pokazano tutaj. Użyj ostrym skalpelem, aby przyciąć prowadnice rurek elektrod w miejscach, w których wystają poza spód mikronapędu.Rurki te będą ostatecznie prowadzić elektrody do powierzchni mózgu, dlatego wybrana długość zależy od anatomii miejsca implantacji. Następnie odetnij odcinek izolowanego drutu platynowego o długości 30 milimetrów i usuń jeden milimetr izolacji z jednego końca. Następnie przylutuj go do jednego z pinów sygnałowych we wtyczce.Następnie zgnij drut pod złączem i przesuń go przez jedną z prowadnic drutu. Naciągnij drut i wprowadź go do szczeliny prowadzącej w górnej części obudowy, tak aby suwak elektrody znajdował się na szczycie wału. Włóż 25 milimetrową elektrodę do rurki poliamidowej i przeciągnij ją w górę przez rurkę ze stali nierdzewnej.W czółenku. Ustaw końcówkę elektrody tak, aby znajdowała się na równi z dolnym końcem rurki poliamidowej. Następnie przytnij elektrodę 1 mm powyżej rurki czółenka.Za pomocą precyzyjnej pęsety usuń izolację z ostatnich dwóch milimetrów elektrody oraz z ostatnich dwóch milimetrów drucika platynowego. Przesuń elektrodę tak, aby jej końcówka znajdowała się na wysokości dna rurek prowadzących. Następnie wprowadź drucik platynowy do rurki przesuwy i połącz oba elementy, wsuwając do rurki przesuwy krótki, jedenmilimetrowy odcinek drucika wolframowego.Upewnij się, że elektroda i drut ściśle do siebie przylegają, aby zapewnić zarówno połączenie mechaniczne, jak i elektryczne. Następnie przesuń czółenko w górę i w dół wzdłuż wału napędowego, aby sprawdzić, czy ruch pozostaje płynny. Po zainstalowaniu wszystkich elektrod w ten sam sposób, utnij odcinek drutu srebrnego o długości 30 mm do wykorzystania jako przewód uziemiający.Zdejmij jeden milimetr izolacji z jednego końca i przylutuj go do pinu uziemienia, aby zmniejszyć tarcie elektrod o ścianki rurki prowadzącej. Nanieś kroplę lekkiego oleju mineralnego na końce rurek prowadzących i pozwól, aby siły kapilarne wciągnęły olej do wnętrza rurek. Następnie wytnij z folii przezroczystej prostokąt o wymiarach 12 mm na 25 mm i zegnij go w szeroki kształt litery U.Użyj kleju, aby przymocować tę osłonę do zewnętrznych powierzchni obudowy. Następnie wytnij z folii przezroczystej prostokąt o wymiarach 15 mm na 6 mm. Użyj kleju cyjanoakrylowego, aby przymocować go wokół złącza, upewniając się, że dłuższa krawędź kawałka folii przezroczystej jest zlicowana z górną krawędzią złącza.Gotowe urządzenie powinno wyglądać w ten sposób. Poniższe obrazy przedstawiają reprezentatywne rejestracje z jądra robustum obszaru AUM u zebrudy w trakcie zachowania. Pierwszy obraz pokazuje aktywność pojedynczych jednostek zarejestrowaną za pomocą elektrody platynowo-irydowej o rozmiarze 10 µm tydzień po implantacji.Kolejny obraz przedstawia zapis z tej samej elektrody, której użyto w poprzednim obrazie, ale zarejestrowany około dziewięć tygodni później. Należy zwrócić uwagę na utrzymującą się wysoką jakość zapisu dzięki zastosowaniu elektrod o niskiej impedancji. Możliwa jest rejestracja stabilnej aktywności wielojednostkowej.Ten końcowy obraz przedstawia aktywność wielojednostkową zarejestrowaną za pomocą platynowej elektrody o rezystancji jednego megaoma. Po opanowaniu procedury montażu, pełny montaż mikronapędu zajmuje około pięciu godzin, z wyłączeniem czasu schnięcia żywicy epoksydowej przy pierwszym budowaniu. Jednakże napęd można przygotować do ponownego użycia w czasie krótszym niż dwie godziny.

design-assembly-an-ultra-light-motorized-microdrive-for-chronic

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Projekt i montaż ultralekkiego napędzanego mikronapędu do przewlekłych rejestracji neuronalnych u małych zwierząt

W niniejszym protokole demonstrujemy sposób wykonania macierzy mikrodrajwerów do chronicznych rejestracji elektrofizjologicznych u szczurów.

Układ mikro-napędów do przewlekłych pomiarów in vivo: Konstrukcja napędu

W niniejszym protokole demonstrujemy sposób wykonania i kondycjonowania tetrod do zastosowania w macierzy mikro-napędów, która została zaprojektowana do chronicznych rejestracji elektrofizjologicznych u szczurów. Dodatkowo przedstawiamy końcowe etapy konstrukcji macierzy mikro-napędów, obejmujące instalację przewodów uziemiających oraz stożka ochronnego.

Macierz mikronapędów do chronicznych pomiarów in vivo: montaż tetrod

Opisano projektowanie i montaż mikronapędów do elektrofizjologicznych zapisów in vivo sygnałów mózgowych od myszy. Dzięki przymocowaniu wiązek mikroelektrod do wytrzymałych nośników napędzanych, techniki te pozwalają na długotrwałe i stabilne zapisy neuronowe. Lekka konstrukcja pozwala na nieograniczoną wydajność behawioralną zwierzęcia po wszczepieniu napędu.

Budowa macierzy mikronapędów do przewlekłych nagrań neuronowych u myszy zachowujących się w stanie czuwania

Zrozumienie neuronalnych substratów zachowania wymaga nagrania zespołu obwodów mózgowych. Ze względu na swoją podatność genetyczną, mysz oferuje model do rozwarstwiania obwodów i mimikry choroby. W tym miejscu opisano metodę projektowania i wytwarzania zminiaturyzowanych sond, która jest odpowiednia do celowania w głęboką strukturę mózgu u myszy.

Projektowanie i produkcja ultralekkich, regulowanych sond wieloelektrodowych do zapisów elektrofizjologicznych u myszy

Prezentujemy konstrukcję hipernapędu do druku 3D z osiemnastoma niezależnie regulowanymi tetrodami. Hipernapęd ma za zadanie rejestrować aktywność mózgu swobodnie zachowujących się szczurów przez okres kilku tygodni.

Budowa ulepszonego hipernapędu wielotetrodowego do wielkoskalowej rejestracji neuronalnej u zachowujących się szczurów

Ten protokół opisuje budowę hybrydowego układu mikronapędów, który umożliwia wszczepienie dziewięciu niezależnie regulowanych tetrod i jednej regulowanej sondy opto-krzemowej w dwóch obszarach mózgu u swobodnie poruszających się myszy. Zademonstrowano również metodę bezpiecznego odzyskiwania i ponownego wykorzystania sondy optokrzemowej do wielu celów.

Hybrydowy system mikronapędowy z odzyskiwalną sondą optokrzemową i tetrodą do nagrywania w dwóch lokalizacjach o wysokiej gęstości w swobodnie poruszających się myszach

Tutaj opisujemy projekt mikronapędu, procedurę implantacji chirurgicznej i strategię rekonwalescencji po operacji, które pozwalają na przewlekłe zapisy pola i pojedyncze jednostki z wielu regionów mózgu jednocześnie u młodocianych i dorastających myszy w krytycznym oknie rozwojowym od 20 dnia po urodzeniu (p20) do 60 dnia po urodzeniu (p60) i później.

Lekki implant napędowy do przewlekłych zapisów tetrody u młodych myszy

Protokół opisuje metodologię zewnątrzkomórkowego zapisu w korze ruchowej (MC) w celu ujawnienia zewnątrzkomórkowych właściwości elektrofizjologicznych u swobodnie poruszających się świadomych myszy, a także analizę danych lokalnych potencjałów pola (LFP) i skoków, co jest przydatne do oceny aktywności neuronalnej sieci leżącej u podstaw interesujących zachowań.

Wielokanałowy zapis zewnątrzkomórkowy w swobodnie poruszających się myszach

Tutaj przedstawiamy lekki, opłacalny system implantacji sond dla przewlekłej elektrofizjologii u gryzoni, zoptymalizowany pod kątem łatwości użycia, odzyskiwania sondy, wszechstronności eksperymentalnej oraz zgodności z zachowaniem.

Implant DREAM: lekki, modułowy i opłacalny system implantów do przewlekłej elektrofizjologii u myszy zamocowanych na głowie i swobodnie zachowujących się

Opisano technikę implantacji czterech elektrod in vivo w celu monitorowania neuromięśniowej kontroli zachowania żerowania u Aplysia californica.

Wytwarzanie i implantacja elektrod u Aplysia californica do wielokanałowych rejestracji aktywności neuronalnej i mięśniowej u nienaruszonych zwierząt w swobodnym zachowaniu

Poznaj montaż ultralekkiego zmotoryzowanego mikronapędu do przewlekłych nagrań neuronowych u małych zwierząt. Urządzenie waży poniżej 750 mg i umożliwia stabilne rejestracje do 10 tygodni.

Projekt i montaż ultralekkiego zmotoryzowanego mikronapędu do chronicznych rejestracji neuronalnych u małych zwierząt

Przeglądaj więcej filmów