Name: Donosowe podawanie leków OUN obudzonym myszom (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-04-08T12:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 15 s
Description: Naucz się donosowego podawania leków do OUN u obudzonych myszy bez znieczulenia. Ta metoda umożliwia długotrwałe leczenie z minimalną ekspozycją systemową.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Autorzy chcieliby podziękować Komisji ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt (IACUC) w HealthPartners w Regions Hospital.

1. Aklimatyzacja do obchodzenia w celu podawania produktów donosowo u czuwających myszy
Wstęp
Myszy muszą przejść okres aklimatyzacji do obchodzenia trwający od dwóch do czterech tygodni przed rozpoczęciem podawania leku drogą donosową. Aklimatyzacja do obchodzenia jest istotna, ponieważ pomaga zapewnić prawidłową pozycję ciała, co przekłada się na maksymalną skuteczność donosowego podawania leku u zwierząt w stanie czuwania. Ponadto myszy, które nie zostały odpowiednio przyzwyczajone do tego procesu, mogą wykazywać silną reakcję lękową po podaniu dawki. W zależności od poziomu komfortu zwierzęcia podczas obchodzenia, myszy powinny spędzić około 2-3 dni na każdym z dziewięciu etapów przed przejściem do kolejnego. Miarą postępów powinien być poziom stresu myszy. Oznacza to monitorowanie ruchów myszy, ilości i częstotliwości oddawania moczu oraz kału, drżenia oraz gryzienia. Jeśli mysz wykazuje silną reakcję stresową, należy pozostać na danym etapie do momentu zmniejszenia się tej reakcji przed przejściem do następnego kroku. Przykładowy harmonogram aklimatyzacji przedstawiono w Table 1. Aklimatyzacja myszy powinna przebiegać zgodnie z poniższymi etapami wykonywanymi raz dziennie. Nie zaleca się wykonywania tych kroków częściej niż raz na dobę w celu przyspieszenia procesu aklimatyzacji.
<ol>
 <li>Umieść mysz w zagłębieniu dłoni na okres od dwóch do trzech minut, nie wyżej niż 30 cm nad górną pokrywą klatki, ponieważ zwierzęta często skaczą podczas tego wstępnego etapu. Jeśli mysz próbuje wyczołgać się z dłoni i wspiąć po ramieniu, należy po prostu podnieść mysz za nasadę ogona i umieścić ją z powrotem w dłoni.</li>
 <li>Umieść mysz w zagłębieniu dłoni na trzy minuty i delikatnie ją głaszcz. Głaszcz mysz kierunkowo od głowy do ogona, pozwalając zwierzęciu na swobodne poruszanie się.</li>
 <li>Umieść mysz w zagłębieniu dłoni na trzy minuty, masując okolice za uszami (delikatnie ściskając skórę na karku kciukiem i palcem wskazującym).</li>
 <li>Trzymaj/podnoś mysz za kark przez 30 sec, pozwalając myszy spocząć na pokrywie klatki przez 30 sec przed ponownym chwyceniem.</li>
 <li>Trzymaj mysz, stosując chwyt donosowy opisany w sekcji 2, ale nie odwracaj zwierzęcia (wykonaj kroki do etapu 2.4). Trzymaj zwierzę w ten sposób przez okres 30 sec, a następnie puść je na pokrywę klatki. Powtórz czynność drugi raz po jednominutowej przerwie.</li>
 <li>Trzymaj mysz chwytem donosowym zgodnie z opisem w sekcji 2, w tym odwracając zwierzę tak, aby jego strona brzuszna była skierowana do góry. Upewnij się, że szyja zwierzęcia jest równolegle do podłogi. Utrzymuj tę pozycję przez 30 sec. Powtórz tę czynność drugi raz po jednominutowej przerwie. Niektóre myszy mogą stawiać większy opór przy chwycie donosowym niż inne, szczególnie gdy jest on stosowany po raz pierwszy wraz z odwróceniem na tym etapie aklimatyzacji. Jeśli mysz uwolni się z chwytu, umieść ją z powrotem na pokrywie klatki i chwyć ponownie. Powtórz chwyt w razie potrzeby, ale monitoruj poziom stresu myszy i w razie konieczności zwróć ją do klatki. Innym czynnikiem, który może wpływać na utratę chwytu na tym etapie procesu aklimatyzacji, jest brak doświadczenia personelu w technice podawania donosowego.</li>
 <li>Trzymaj mysz chwytem donosowym, odwróć ją, krótko przyłóż pipetator z pustą końcówką do każdego nozdrza i utrzymuj pozycję zwierzęcia przez 30 sec. Powtórz tę czynność po jednominutowej przerwie.</li>
 <li>Trzymaj mysz chwytem donosowym, odwróć ją i podaj donosowo 6 μl soli fizjologicznej do lewego i prawego nozdrza zgodnie z opisem w sekcji 3 (do kroku 3.7).</li>
 <li>Trzymaj mysz chwytem donosowym, odwróć ją i podaj donosowo 6 μl soli fizjologicznej do lewego i prawego nozdrza dwukrotnie, kładąc zwierzę z powrotem na pokrywie klatki pomiędzy podaniami, zgodnie z opisem w sekcji 3.</li>
</ol>
2. Chwyt donosowy do unieruchamiania czuwających myszy
<ol>
 <li>Umieść mysz na górnej pokrywie klatki.</li>
 <li>Kciukiem i palcem wskazującym dominującej ręki chwyć mysz za ogon. Środkowym, serdecznym i małym palcem lekko dociśnij dolną część ciała do pokrywy klatki (Rycina 1A). Pozwól myszy chwycić się prętów, jednocześnie lekko ją wyciągając, aby uzyskać lepszy chwyt za kark.</li>
 <li>Kciukiem i środkowym palcem niedominującej ręki mocno uciśnij mysz w okolicy karku (nadmiar skóry) za szyją i barkami. Unieś luźną skórę tak, aby stworzyć swoisty „namiot” ze skóry nad łopatkami (Rycina 1B). Chwyć jak najwięcej skóry, uważając jednak, aby nie unieść mięśni, ponieważ spowoduje to dyskomfort u myszy. Zachowaj ostrożność, aby nie wywierać zbyt dużego nacisku na klatkę piersiową lub kręgosłup zwierzęcia. Nadmierny nacisk lub zbyt mocne naciąganie skóry może w niektórych przypadkach prowadzić do zahamowania oddychania.</li>
 <li>Szybko połóż palec wskazujący niedominującej ręki na głowie myszy, jak najbliżej nosa, i odciągnij skórę do tyłu (Rycina 1C, 1D). Jednocześnie przesuń kciuk i środkowy palec w stronę głowy, aby uzyskać optymalną pozycję. Idealnie, mysz nie powinna być w stanie poruszać głową w pionie ani w poziomie.</li>
 <li>Utrzymując chwyt za kark, obróć mysz na grzbiet. Grzbiet myszy powinien spoczywać w dłoni. Stabilizuj mysz, mocno przyciskając jej ogon (blisko nasady) do dłoni dwoma ostatnimi palcami (serdecznym i małym) lub owiń palce wokół dolnej części ciała (Rycina 1E, 1F).</li>
 <li>W tym momencie upewnij się, że szyja i podbródek myszy są płasko i równolegle ustawione względem podłogi. Podbródek powinien tworzyć z szyją kąt jak najbliższy 180 stopni, aby ułatwić podanie donosowe. Nieznaczne zmiany kąta nachylenia mogą spowodować przedostanie się leku w niewłaściwe miejsce. Obserwując brzuch, upewnij się, że mysz może oddychać. Mysz nie powinna móc się poruszać, ale powinna być w komfortowej pozycji i nie odczuwać bólu. Jeśli zauważysz, że szyja i podbródek myszy tworzą kształt litery „V”, konieczne jest ponowne uchwycenie zwierzęcia.</li>
</ol>
3. Podawanie leku drogą donosową u czuwających myszy
Wstęp
Stosując chwyt donosowy, każdą mysz unieruchamia się dwukrotnie i trzyma z szyją równolegle do podłogi, podając objętość 20-30 μl cieczy. Objętość ta jest bezpieczna i skuteczna dla myszy małych i dużych; zazwyczaj stosujemy 24 μl, co zostało opisane w niniejszym protokole. Metoda donosowa u zwierząt w stanie czuwania może być stosowana u myszy w każdym wieku, na przykład u myszy noworodków w badaniach nad neurobiologią rozwoju. U myszy noworodków należy zastosować mniejszą objętość całkowitą (8 μl) i mniejszą wielkość kropli (1 μl), aby dostosować ją do mniejszej objętości jamy nosowej. Lek podaje się zazwyczaj dwóm myszom jednocześnie, stosując naprzemienne okresy odpoczynku, aby jak najefektywniej wykorzystać czas i trzymać się harmonogramu. Organizacja pracy będzie się nieco różnić w zależności od tego, czy podawany jest lek myszom utrzymywanym grupowo, czy indywidualnie. W przypadku myszy utrzymywanych indywidualnie pomocne jest umieszczenie wszystkich materiałów pomiędzy klatkami, aby zapobiec przechodzeniu myszy na górną część drugiej klatki. W przypadku myszy utrzymywanych grupowo, lek należy podawać tylko z danej klatki. Ważne jest, aby każda mysz w klatce grupowej otrzymała taką samą terapię donosową, ponieważ istnieje ryzyko kontaminacji krzyżowej dwóch różnych preparatów na skutek wydostania się leku do powietrza lub poprzez kontakt skórny. Zdecydowanie zaleca się wcześniejsze wydrukowanie arkusza dozowania, aby przypomnieć technikom o przydzielonych terapiach, rejestrować wszelkie uwagi dotyczące pominiętych kropli, odnotowywać ogólny stan zdrowia każdego zwierzęcia itp.
Kroki
<ol>
 <li>Ustaw klatki w miejscach przeznaczonych do podawania dawek i przygotuj stanowisko do dozowania (Rysunek 2).</li>
 <li>Wyjmij mysz z klatki i pozostaw ją na górze klatki podczas podawania dawki.</li>
 <li>Chwyć mysz, stosując uchwyt do podawania donosowego opisany w sekcji 2.</li>
 <li>Używając dominującej ręki, nabierz do pipety 6 μl leku lub nośnika. Umieść końcówkę wypełnionej pipety w pobliżu lewego nozdrza myszy, zazwyczaj pod kątem 45 stopni (Rysunek 1G, 1H). W przypadku roztworów lepkich może być konieczne zwiększenie kąta do 90 stopni, ponieważ lek może spływać po ściance końcówki pipety zamiast tworzyć kroplę. Przy bardzo wysokiej lepkości pomocne może być przetarcie końcówki pipety chusteczką przed wypuszczeniem cieczy. Powoli wypuść lek, aby utworzyła się mała kropla zawierająca około połowę objętości (3 μl).</li>
 <li>Kroplę należy umieścić wystarczająco blisko nozdrza myszy, aby zwierzę mogło ją wciągnąć. Natychmiast po wciągnięciu tej małej kropli przez mysz, wypuść resztę leku z końcówki pipety, aby utworzyła kolejną małą kroplę, którą mysz wciągnie tym samym nozdrzem po około 2-3 s. Należy obserwować pysk myszy. Jeśli w pyszczku pojawi się jakakolwiek ciecz, oznacza to, że kropla nie trafiła w pełni do nosa, co należy odnotować.</li>
 <li>Przytrzymaj mysz w tej pozycji przez 15 s. Wysoce zaleca się użycie stopera w celu standaryzacji tego 15-sekundowego czasu przytrzymania.</li>
 <li>Powtórz kroki 3.3 - 3.6 dla prawego nozdrza. Jeśli jakakolwiek kropla zostanie wydmuchana, należy ją podać ponownie i odnotować ten fakt.</li>
 <li>Umieść mysz z powrotem na górze klatki na 2 min. Powtórz cały proces, rozpoczynając 2 min po podaniu pierwszej kropli. W ten sposób mysz otrzyma cztery krople po 6 μl każda, co daje łącznie 24 μl roztworu. Przykładowy harmonogram dawkowania dla jednej lub dwóch myszy jednocześnie przedstawiono w Tabeli 2.</li>
 <li>Po podaniu wszystkich kropli umieść mysz z powrotem w klatce.</li>
</ol>
4. Ogólne techniki obchodzenia się ze zwierzętami w celu aklimatyzacji i podawania leku drogą donosową u czuwających myszy
Po każdej sesji aklimatyzacji lub podawaniu leku drogą donosową, myszy powinny otrzymać przysmak, taki jak płatek Cheerio lub obrane ziarno słonecznika, w ramach wzmocnienia pozytywnego. Przysmaki są podawane jako nagroda oraz po to, aby odwrócić uwagę zwierząt od drapania nosów, co mogłoby doprowadzić do samookaleczenia. W przypadku pracy z myszami utrzymywanymi grupowo, należy podać wystarczającą liczbę przysmaków dla każdej myszy. Przed powrotem zwierząt do klatek należy upewnić się, że gniazda zostały przywrócone do stanu pierwotnego w celu zminimalizowania stresu. Podczas podawania leku zwierzętom utrzymywanym grupowo, rękawiczki muszą być zmieniane pomiędzy klatkami, aby uniknąć przenoszenia zapachu z jednej kolonii klatkowej do drugiej, co mogłoby wywołać agresję między zwierzętami.

<ol><li>Dhuria, S. V., Hanson, L. R., Frey, W. H. 2nd <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intranasal+delivery+to+the+central+nervous+system%3A+mechanisms+and+experimental+considerations%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharm+Sci%22%5BJournal%5D)">Intranasal delivery to the central nervous system: mechanisms and experimental considerations.</a> J. Pharm Sci. 99, 1654-1673 (2010).</li>
<li>Thorne, R. G., Pronk, G. J., Padmanabhan, V., Frey, W. H. 2nd <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Delivery+of+insulin-like+growth+factor-I+to+the+rat+brain+and+spinal+cord+along+olfactory+and+trigeminal+pathways+following+intranasal+administration%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Delivery of insulin-like growth factor-I to the rat brain and spinal cord along olfactory and trigeminal pathways following intranasal administration.</a> Neuroscience. , 127-481 (2004).</li>
<li>Benedict, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intranasal+insulin+as+a+therapeutic+option+in+the+treatment+of+cognitive+impairments%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Gerontol%22%5BJournal%5D)">Intranasal insulin as a therapeutic option in the treatment of cognitive impairments.</a> Exp. Gerontol. 46, 112-115 (2011).</li>
<li>Francis, G. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intranasal+insulin+prevents+cognitive+decline%2C+cerebral+atrophy+and+white+matter+changes+in+murine+type+I+diabetic+encephalopathy%5BTitle%5D)+AND+%22Brain%22%5BJournal%5D)">Intranasal insulin prevents cognitive decline, cerebral atrophy and white matter changes in murine type I diabetic encephalopathy.</a> Brain. 131, 3311-3334 (2008).</li>
<li>Francis, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intranasal+insulin+ameliorates+experimental+diabetic+neuropathy%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Intranasal insulin ameliorates experimental diabetic neuropathy.</a> Diabetes. 58, 934-945 (2009).</li>
<li>Marks, D. R., Tucker, K., Cavallin, M. A., Mast, T. G., Fadool, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Awake+intranasal+insulin+delivery+modifies+protein+complexes+and+alters+memory%2C+anxiety%2C+and+olfactory+behaviors%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Awake intranasal insulin delivery modifies protein complexes and alters memory, anxiety, and olfactory behaviors.</a> J. Neurosci. 29, 6734-6751 (2009).</li>
<li>Hanson, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intranasal+delivery+of+deferoxamine+reduces+spatial+memory+loss+in+APP%2FPS1+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Drug+Delivery+and+Translational+Research%22%5BJournal%5D)">Intranasal delivery of deferoxamine reduces spatial memory loss in APP/PS1 mice.</a> Drug Delivery and Translational Research. 2, 160-168 (2012).</li>
<li>Danielyan, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protective+effects+of+intranasal+losartan+in+the+APP%2FPS1+transgenic+mouse+model+of+Alzheimer+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Rejuvenation+Research%22%5BJournal%5D)">Protective effects of intranasal losartan in the APP/PS1 transgenic mouse model of Alzheimer disease.</a> Rejuvenation Research. 13, 195-201 (2010).</li>
<li>Fine, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intranasal+deferoxamine+improves+performance+in+radial+arm+water+maze%2C+stabilizes+HIF-1alpha%2C+and+phosphorylates+GSK3beta+in+P301L+tau+transgenic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Intranasal deferoxamine improves performance in radial arm water maze, stabilizes HIF-1alpha, and phosphorylates GSK3beta in P301L tau transgenic mice.</a> Exp. Brain Res. 219, 381-390 (2012).</li>
<li>Lochhead, J. J., Thorne, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intranasal+delivery+of+biologics+to+the+central+nervous+system%5BTitle%5D)+AND+%22Adv.+Drug+Deliv.+Rev%22%5BJournal%5D)">Intranasal delivery of biologics to the central nervous system.</a> Adv. Drug Deliv. Rev. 64 (11), 614-628 (2012).</li>
<li>Hanson, L. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intranasal+deferoxamine+provides+increased+brain+exposure+and+significant+protection+in+rat+ischemic+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharmacol.+Exp+Ther%22%5BJournal%5D)">Intranasal deferoxamine provides increased brain exposure and significant protection in rat ischemic stroke.</a> J. Pharmacol. Exp Ther. 330, 679-686 (2009).</li>
<li>Reger, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+intranasal+insulin+on+cognition+in+memory-impaired+older+adults%3A+modulation+by+APOE+genotype%5BTitle%5D)+AND+%22Neurobiol.+Aging%22%5BJournal%5D)">Effects of intranasal insulin on cognition in memory-impaired older adults: modulation by APOE genotype.</a> Neurobiol. Aging. 27, 451-458 (2006).</li>
<li>Kim, C. H., Song, H. yun, M, E. unA. hn, Lee, Y., G, J., Yoon, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+hypo-%2C+iso-+and+hypertonic+saline+irrigation+on+secretory+mucins+and+morphology+of+cultured+human+nasal+epithelial+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Otolaryngol%22%5BJournal%5D)">Effect of hypo-, iso- and hypertonic saline irrigation on secretory mucins and morphology of cultured human nasal epithelial cells.</a> Acta Otolaryngol. 125, 1296-1300 (2005).</li>
<li>Greiff, L., Andersson, M., Wollmer, P., Persson, C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hypertonic+saline+increases+secretory+and+exudative+responsiveness+of+human+nasal+airway+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+Respir.+J%22%5BJournal%5D)">Hypertonic saline increases secretory and exudative responsiveness of human nasal airway in vivo.</a> Eur. Respir. J. 21, 308-312 (2003).</li>
</ol>

Nie zgłoszono żadnych konfliktów interesów.

Metoda ta pokazuje, w jaki sposób myszom można podawać regularne dawki leku donosowo w celu ukierunkowania go na mózg bez konieczności stosowania znieczulenia. Leki donosowe mogą być podawane dużym grupom myszy przez dłuższe okresy czasu przy minimalnym nakładzie pracy. Jedna osoba może przeprowadzić leczenie donosowe grupy do 20 myszy w czasie krótszym niż jedna godzina. Wykazano, że szeroka gama cząsteczek, od małych chelatorów żelaza, przez czynniki wzrostu, aż po mezenchymalne komórki macierzyste, szybko docierają do...

<table><tbody><tr><td>Pipeta P20 ustawiona na 6 &amp;mu;l</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Końcówki do pipety do nakładania żelu</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stoper</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pojemnik na zużyte końcówki</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Arkusz dozowania do notatek</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Długopis</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lek i nośnik</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pojemnik na fiolki z lekiem</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Zwierzęta do podania leku</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Zapasowe rękawiczki</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ręczniki papierowe do ocierania moczu</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;Tabela 3. &lt;/strong&gt; Wymagane materiały</td></tr></tbody></table>

podawanie terapeutyków oun drogą donosową u czuwających myszy

Intranasal Administration of CNS Therapeutics to Awake Mice

Podawanie donosowe jest metodą dostarczania substancji terapeutycznych do ośrodkowego układu nerwowego (OUN). Jest to metoda nieinwazyjna, która umożliwia dostęp do OUN dużym cząsteczkom, które nie przenikają przez barierę krew-mózg. Dzięki podawaniu donosowemu leki są kierowane bezpośrednio do OUN, co ogranicza ekspozycję systemową, a tym samym niepożądane ogólnoustrojowe działania niepożądane1. Transport z nosa do OUN odbywa się w ciągu kilku minut zarówno przez szlaki węchowe, jak i trójdzielne, drogą zewnątrzkomórkową i nie wymaga wiązania leku z żadnym receptorem ani transportu aksonalnego2. Podawanie donosowe jest szeroko opisywaną metodą i jest obecnie stosowane w badaniach klinicznych z udziałem ludzi3.
Podawanie leków drogą donosową w modelach zwierzęcych umożliwia wstępną ocenę dystrybucji farmakokinetycznej oraz skuteczności. W przypadku myszy możliwe jest regularne podawanie leków zwierzętom w stanie czuwania (nieznieczulonym) przy użyciu specjalistycznego chwytaka donosowego. Podawanie leków zwierzętom w stanie czuwania jest korzystne, ponieważ pozwala na długotrwałe dawkowanie przewlekłe bez konieczności stosowania znieczulenia, zajmuje mniej czasu niż procedura z znieczuleniem i może zostać opanowane przez wiele osób, co pozwala zespołom techników na dawkowanie dużych grup myszy w krótkich odstępach czasu. Skuteczność terapeutyków podawanych w ten sposób donosowo myszom została wykazana w szeregu badań, w tym w przypadku insuliny w mysich modelach cukrzycy 4-6 oraz deferoksaminy w mysich modelach choroby Alzheimera. 7,8
Technikę chwytu do podawania donosowego u myszy można opanować, jednak nie jest ona łatwa i wymaga praktyki, umiejętności oraz precyzyjnego uchwytu, aby skutecznie dostarczyć lek do mózgu i uniknąć jego przedostania się do płuc i żołądka. Myszy są unieruchamiane ręcznie za pomocą zmodyfikowanego chwytu za kark w niedominującej dłoni, tak aby szyja była równoległa do podłogi, podczas gdy lek jest podawany pipetorem w dłoni dominującej. Zazwyczaj potrzeba 3-4 tygodni aklimatyzacji do obchodzenia się ze zwierzętami, zanim myszy będą mogły być utrzymywane w tym chwycie bez reakcji stresowej. Przygotowaliśmy ten film JoVE, aby uczynić tę technikę podawania donosowego bardziej dostępną.

Istnieje kilka sposobów na określenie skuteczności dostarczania leku. Pierwszym z nich jest podanie donosowe barwnika, takiego jak tusz indyjski lub błękit metylenowy, a następnie wizualizacja barwnika po eutanazji zwierzęcia w obrębie nabłonka węchowego oraz po usunięciu mózgu, w miejscu wniknięcia do OUN przez blaszkę sitową. Drugim sposobem jest pomiar ilości dostarczonego leku, albo za pomocą znacznika radioizotopowego, albo poprzez detekcję nieoznaczonej cząsteczki metodą ELISA. Dobry przykład dystrybucji leku w OUN...

Opisano metodę podawania leków drogą donosową u czuwających myszy w celu ukierunkowania ich działania na mózg. Metoda ta umożliwia wielokrotne dawkowanie w długich okresach poprzez podawanie leku donosowo bez znieczulenia, zapewniając transport z nosa do mózgu przy minimalnej ekspozycji systemowej.

Podawanie terapeutyków OUN drogą donosową u czuwających myszy

Podawanie donosowe jest metodą dostarczania środków terapeutycznych do ośrodkowego układu nerwowego (OUN). Jest ona nieinwazyjna i umożliwia wprowadzenie dużych...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest dostarczenie leków do ośrodkowego układu nerwowego za pomocą podania donosowego u myszy bez znieczulenia. Osiąga się to poprzez uprzednią aklimatyzację myszy do manipulacji. Drugim krokiem jest zastosowanie zmodyfikowanego chwytu za kark w celu unieruchomienia głowy zwierzęcia.Następnie za pomocą pipety podaje się donosowo kolejne krople leku. W ostatnim kroku mysz wraca do klatki wraz z nagrodą. Głównymi zaletami tej techniki są: dostarczanie leków do ośrodkowego układu nerwowego drogą donosową z pominięciem ekspozycji systemowej oraz możliwość prowadzenia przewlekłego leczenia myszy w stanie czuwania, bez konieczności stosowania znieczulenia.Tę metodę można wykorzystać w celu udzielenia odpowiedzi na kluczowe pytania w procesie opracowywania leków do leczenia chorób neurologicznych. Zazwyczaj osoby początkujące w tej metodzie napotykają trudności, ponieważ trudne jest stabilne utrzymanie pyska zwierzęcia w celu zapobieżenia ruchom głowy. Demonstracja wizualna tej metody jest krytyczna, ponieważ właściwe ułożenie palców podczas chwytu jest kluczowe i trudne do wyjaśnienia za pomocą tekstu i fotografii. Od dwóch do czterech tygodni przed poda

intranasal-administration-of-cns-therapeutics-to-awake-mice

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Wziewne podawanie leków o działaniu na OUN szczurom w stanie czuwania

Gruntowne testy przedkliniczne leków działających w ośrodkowym układzie nerwowym często obejmują ocenę i porównanie biodystrybucji leku w zależności od konkretnych dróg podania. W niniejszym materiale zaprezentowano na myszach trzy powszechnie stosowane metody podania ogólnoustrojowego (dożylne, dosytnieniowe oraz doustne), a także metodę podania miejscowego (podanie wspomagane konwekcją).

Systemiczne i miejscowe dostarczanie leków w leczeniu chorób ośrodkowego układu nerwowego w modelach gryzoni

W niniejszym artykule zaprezentowano dwie bardzo różne metody iniekcji: 1) do mózgu (do komór mózgu) oraz 2) systemową (dożylną), w celu wprowadzenia czynników terapeutycznych do ośrodkowego układu nerwowego noworodków myszy.

Podawanie substancji terapeutycznych poprzez wstrzyknięcia dopłaczkowe (ICV) i dożylne (IV) u myszy

Elektrofizjologiczna charakterystyka odpowiedzi neuronalnych jest istotna dla zrozumienia funkcji mózgu oraz dla precyzyjnego wyznaczania miejsc podawania barwników do śledzenia szlaków neuronalnych. Jednak wiele badań przeprowadzanych jest na zwierzętach poddanym znieczuleniu. Aby zrozumieć funkcje mózgu bez stosowania środków znieczulających, opracowaliśmy metodę rejestracji właściwości odpowiedzi neuronalnych oraz wstrzykiwania barwników u budzącej się myszy.

Przygotowanie budzącej się myszy do rejestracji odpowiedzi neuronalnych i wstrzykiwania znaczników

Ten film demonstruje donosowe dostarczanie terapeutycznych nerwowych komórek macierzystych załadowanych wirusem onkolitycznym do mysiego modelu z guzem mózgu. Nieinwazyjne donosowe podawanie komórek macierzystych omija barierę krew-mózg, ułatwiając ich dostarczenie do miejsca guza w mózgu w celu zastosowania terapeutycznego.

Donosowe dostarczanie terapeutycznych nerwowych komórek macierzystych (NSC) w modelu mysim: procedura ukierunkowanego na nowotwór dostarczania NSC załadowanych wirusem onkolitycznym do mysiego modelu zawierającego guz mózgu

Źródło: Shahror, R. A. et al., Tracking Superparamagnetic iron oxide-labeled Mesenchymal Stem Cells using MRI after Intranosal Delivery in a Traumatic Brain Injury Murine Model. J. Vis. Exp. (2019 rok)Ten film przedstawia donosowe podawanie mezenchymalnych komórek macierzystych (MSC) w modelu mysim. MSCs wchłaniają się do tkanki nosowej, migrują do mózgu za pośrednictwem sygnałów cytokin i wydzielają czynniki neurotroficzne w miejscu urazu, oferując potencjał neuroterapeutyczny do naprawy...

Donosowe podawanie mezenchymalnych komórek macierzystych w mysim modelu urazowego uszkodzenia mózgu

Źródło: Ullah, I., et.al. Urządzenie pozycjonujące do umieszczania myszy podczas donosowego dostarczania siRNA do ośrodkowego układu nerwowego. J. Vis. Exp. (2019 rok)Ten film demonstruje precyzyjną technikę podawania donosowego w celu dostarczania ukierunkowanych na neurony kompleksów peptyd-siRNA do mózgu myszy za pomocą specjalistycznego urządzenia pozycjonującego. Znieczulone myszy są zabezpieczone w pozycji głowy w dół i do przodu, aby zoptymalizować wdychanie siRNA, jednocześnie...

donosowe podawanie siRNA do mózgu myszy za pomocą urządzenia pozycjonującego

Źródło: Kanazawa, T., et al. Nowatorskie metody podawania donosowego w znieczuleniu wziewnym w celu oceny dostarczania leków z nosa do mózgu. J. Vis. Exp. (2018)Ten film demonstruje donosowe podawanie leków znakowanych radioaktywnie znieczulonej myszy w celu uzyskania dostarczania leku z nosa do mózgu. Wyjaśnia, w jaki sposób leki przenikają przez nabłonek nosa i przemieszczają się szlakami neuronalnymi, aby dotrzeć do mózgu, a także w jaki sposób ruch rzęsek wpływa na zatrzymywanie i usuwanie...

Donosowe podawanie leku myszom za pomocą pipety i odwrotnej kaniulacji w celu dostarczania leku z nosa do mózgu

Komórki macierzyste są obiecującymi nośnikami terapeutycznymi w leczeniu guzów mózgu ze względu na ich wewnętrzny tropizm nowotworowy. Nieinwazyjne donosowe podawanie komórek macierzystych omija barierę krew-mózg i wykazuje duży potencjał w zakresie translacji klinicznej. W artykule podsumowano podstawowe zasady podawania donosowych komórek macierzystych w mysim modelu glejaka.

Donosowe podawanie terapeutycznych komórek macierzystych do glejaka w modelu mysim

Tutaj opisujemy dwie nowatorskie metody stabilnego podawania donosowego w znieczuleniu wziewnym przy minimalnym wysiłku fizycznym dla zwierząt doświadczalnych. Opisano również metodę ilościowej oceny poziomów dystrybucji leków w mózgu poprzez szlak nos-mózg przy użyciu znakowanej radioaktywnie [14C]-inuliny jako modelowego substratu rozpuszczalnych w wodzie makrocząsteczek.

Nowe metody podawania donosowego w znieczuleniu wziewnym w celu oceny dostarczania leków z nosa do mózgu

Tutaj prezentujemy protokół wykorzystujący urządzenie do pozycjonowania myszy, który umożliwia odpowiednie rozmieszczenie myszy do donosowego podawania preparatu peptydowo-siRNA ukierunkowanego na mózg, umożliwiając skuteczne wyciszanie genów w ośrodkowym układzie nerwowym.

Urządzenie pozycjonujące do umieszczania myszy podczas donosowego dostarczania siRNA do ośrodkowego układu nerwowego

Naucz się donosowego podawania leków do OUN u obudzonych myszy bez znieczulenia. Ta metoda umożliwia długotrwałe leczenie z minimalną ekspozycją systemową.

Podawanie terapeutyków OUN drogą donosową u czuwających myszy

Przeglądaj więcej filmów