Name: Obrazowanie na żywo odpowiedzi na leki w mikrośrodowisku guza w mysich modelach raka piersi (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-03-24T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 26 s
Description: Poznaj metodę obrazowania odpowiedzi na leki w mikrośrodowisku guza w modelach mysich raka piersi. Technika ta umożliwia śledzenie penetracji leku i reakcji terapeutycznej w czasie rzeczywistym.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy J. Cappellani i J. Qiu za wsparcie techniczne. Praca ta była wspierana przez fundusze z National Cancer Institute (U01 CA141451), Starr Cancer Consortium, Susan G. Komen for the Cure, Long Island 2 Day Walk to Fight Breast Cancer, Manhasset Women's Coalition Against Breast Cancer do M.E. oraz stypendium przeddoktoranckie z Congressionally Directed Breast Cancer Research Program, U.S. to E.S.N. E.S.N. jest również laureatem stypendium Fundacji Lesliego C. Quicka i Williama Randolpha Hearsta od Watson Szkoła Nauk Biologicznych. Projekt H.A.A. był wspierany przez fundusze Norweskiej Rady ds. Badań Naukowych (160698/V40 i 151882) oraz Południowo-Wschodnich Regionalnych Urzędów ds. Zdrowia (2007060).

<ol><li>Egeblad, M., Nakasone, E. S., Werb, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tumors+as+organs%3A+complex+tissues+that+interface+with+the+entire+organism%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Cell%22%5BJournal%5D)">Tumors as organs: complex tissues that interface with the entire organism.</a> Dev. Cell. 18, 884-901 (2010).</li>
<li>Ahn, G. -O., Tseng, D., Liao, C. -H., Dorie, M. J., Czechowicz, A., Brown, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibition+of+Mac-1+%28CD11b%2FCD18%29+enhances+tumor+response+to+radiation+by+reducing+myeloid+cell+recruitment%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Inhibition of Mac-1 (CD11b/CD18) enhances tumor response to radiation by reducing myeloid cell recruitment.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 107, 8363-8368 (2010).</li>
<li>Tlsty, T. D., Coussens, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tumor+stroma+and+regulation+of+cancer+development%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.+Rev.+Pathol%22%5BJournal%5D)">Tumor stroma and regulation of cancer development.</a> Annu. Rev. Pathol. 1, 119-150 (2006).</li>
<li>DeNardo, D. G., Brennan, D. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Leukocyte+complexity+predicts+breast+cancer+survival+and+functionally+regulates+response+to+chemotherapy%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Discov%22%5BJournal%5D)">Leukocyte complexity predicts breast cancer survival and functionally regulates response to chemotherapy.</a> Cancer Discov. 1, 54-67 (2011).</li>
<li>Nakasone, E. S., Askautrud, H. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+tumor-stroma+interactions+during+chemotherapy+reveals+contributions+of+the+microenvironment+to+resistance%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Cell%22%5BJournal%5D)">Imaging tumor-stroma interactions during chemotherapy reveals contributions of the microenvironment to resistance.</a> Cancer Cell. 21, 488-503 (2012).</li>
<li>Kim, J. B., Stein, R., O'Hare, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Three-dimensional+in+vitro+tissue+culture+models+of+breast+cancer--+a+review%5BTitle%5D)+AND+%22Breast+Cancer+Res.+Treat%22%5BJournal%5D)">Three-dimensional in vitro tissue culture models of breast cancer-- a review.</a> Breast Cancer Res. Treat. 85, 281-291 (2004).</li>
<li>Gilbert, L. A., Hemann, M. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DNA+damage-mediated+induction+of+a+chemoresistant+niche%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">DNA damage-mediated induction of a chemoresistant niche.</a> Cell. 143, 355-366 (2010).</li>
<li>Pittet, M. J., Weissleder, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravital+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Intravital imaging.</a> Cell. 147, 983-991 (2011).</li>
<li>Lohela, M., Werb, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravital+imaging+of+stromal+cell+dynamics+in+tumors%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Opin.+Genet.+Dev%22%5BJournal%5D)">Intravital imaging of stromal cell dynamics in tumors.</a> Curr. Opin. Genet. Dev. 20, 72-78 (2010).</li>
<li>Boissonnas, A., Fetler, L., Zeelenberg, I. S., Hugues, S., Amigorena, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+imaging+of+cytotoxic+T+cell+infiltration+and+elimination+of+a+solid+tumor%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Med%22%5BJournal%5D)">In vivo imaging of cytotoxic T cell infiltration and elimination of a solid tumor.</a> J. Exp. Med. 204, 345-356 (2007).</li>
<li>Breart, B., Lemaître, F., Celli, S., Bousso, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two-photon+imaging+of+intratumoral+CD8%2B+T+cell+cytotoxic+activity+during+adoptive+T+cell+therapy+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">Two-photon imaging of intratumoral CD8+ T cell cytotoxic activity during adoptive T cell therapy in mice.</a> J. Clin. Invest. 118, 1390-1397 (2008).</li>
<li>Engelhardt, J. J., Boldajipour, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Marginating+dendritic+cells+of+the+tumor+microenvironment+cross-present+tumor+antigens+and+stably+engage+tumor-specific+T+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Cell%22%5BJournal%5D)">Marginating dendritic cells of the tumor microenvironment cross-present tumor antigens and stably engage tumor-specific T cells.</a> Cancer Cell. 21, 402-417 (2012).</li>
<li>Brown, E., McKee, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+imaging+of+collagen+and+its+modulation+in+tumors+in+vivo+using+second-harmonic+generation%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Med%22%5BJournal%5D)">Dynamic imaging of collagen and its modulation in tumors in vivo using second-harmonic generation.</a> Nat. Med. 9, 796-800 (2003).</li>
<li>Wyckoff, J. B., Wang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+visualization+of+macrophage-assisted+tumor+cell+intravasation+in+mammary+tumors%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Direct visualization of macrophage-assisted tumor cell intravasation in mammary tumors.</a> Cancer Res. 67, 2649-2656 (2007).</li>
<li>Yuan, F., Salehi, H. A., Boucher, Y., Vasthare, U. S., Tuma, R. F., Jain, R. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vascular+permeability+and+microcirculation+of+gliomas+and+mammary+carcinomas+transplanted+in+rat+and+mouse+cranial+windows%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Vascular permeability and microcirculation of gliomas and mammary carcinomas transplanted in rat and mouse cranial windows.</a> Cancer Res. 54, 4564-4568 (1994).</li>
<li>Jain, R. K., Munn, L. L., Fukumura, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dissecting+tumour+pathophysiology+using+intravital+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Rev.+Cancer%22%5BJournal%5D)">Dissecting tumour pathophysiology using intravital microscopy.</a> Nat. Rev. Cancer. 2, 266-276 (2002).</li>
<li>Egeblad, M., Ewald, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visualizing+stromal+cell+dynamics+in+different+tumor+microenvironments+by+spinning+disk+confocal+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Dis+Model+Mech%22%5BJournal%5D)">Visualizing stromal cell dynamics in different tumor microenvironments by spinning disk confocal microscopy.</a> Dis Model Mech. 1, 155-167 (2008).</li>
<li>Cheng, N., Lambert, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mammary+Transplantation+of+Stromal+Cells+and+Carcinoma+Cells+in+C57BL%2F6J%5BTitle%5D)+AND+%22Mice.+J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Mammary Transplantation of Stromal Cells and Carcinoma Cells in C57BL/6J.</a> Mice. J. Vis. Exp. (54), ee2716(2011).</li>
<li>Ewald, A. J., Werb, Z., Egeblad, M. Monitoring of vital signs for long-term survival of mice under anesthesia. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aEwald%2C+AJ+%22Cold+Spring+Harb.+Protoc%22">Cold Spring Harb. Protoc</a>. 2011, pdb.prot5563(2011).</li>
<li>Sounni, N. E., Dehne, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stromal+regulation+of+vessel+stability+by+MMP14+and+TGFbeta%5BTitle%5D)+AND+%22Dis.+Model+Mech%22%5BJournal%5D)">Stromal regulation of vessel stability by MMP14 and TGFbeta.</a> Dis. Model Mech. 3, 317-332 (2010).</li>
<li>Magness, S. T., Bataller, R., Yang, L., Brenner, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+dual+reporter+gene+transgenic+mouse+demonstrates+heterogeneity+in+hepatic+fibrogenic+cell+populations%5BTitle%5D)+AND+%22Hepatology%22%5BJournal%5D)">A dual reporter gene transgenic mouse demonstrates heterogeneity in hepatic fibrogenic cell populations.</a> Hepatology. 40, 1151-1159 (2004).</li>
<li>Motoike, T., Loughna, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Universal+GFP+reporter+for+the+study+of+vascular+development%5BTitle%5D)+AND+%22Genesis%22%5BJournal%5D)">Universal GFP reporter for the study of vascular development.</a> Genesis. 28, 75-81 (2000).</li>
<li>Fukumura, D., Xavier, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tumor+induction+of+VEGF+promoter+activity+in+stromal+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Tumor induction of VEGF promoter activity in stromal cells.</a> Cell. 94, 715-725 (1998).</li>
<li>Sugimoto, H., Mundel, T. M., Kieran, M. W., Kalluri, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+fibroblast+heterogeneity+in+the+tumor+microenvironment%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Biol.+Ther%22%5BJournal%5D)">Identification of fibroblast heterogeneity in the tumor microenvironment.</a> Cancer Biol. Ther. 5, 1640-1646 (2006).</li>
<li>Ewald, A. J., Werb, Z., Egeblad, M. Dynamic, long-term in vivo imaging of tumor-stroma interactions in mouse models of breast cancer using spinning-disk confocal microscopy. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aEwald%2C+AJ+%22+Cold+Spring+Harb.+Protoc%22"> Cold Spring Harb. Protoc</a>. 2011, pdb.top97(2011).</li>
</ol>

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów. Wszystkie doświadczenia na zwierzętach przeprowadzono zgodnie z protokołami zatwierdzonymi przez IACUC.

Reakcje nowotworów na terapie ogólnoustrojowe in vivo mogą być dramatycznie różne od reakcji komórek nowotworowych in vitro, ponieważ mikrośrodowisko wpływa zarówno na ostrą odpowiedź, jak i nawrót5. Jedną z największych przeszkód w wyjaśnieniu szlaków chemooporności in vivo jest złożoność interakcji między komórkami nowotworowymi a ich mikrośrodowiskiem. W szczególności, ponieważ guzy lite rozwinęły równowagę między rakiem a komórkami zrębu, zaburzenia jednego składnika, takie jak śmierć komórki, która występuje podczas leczenia przeciwnowotworowego, mogą mieć dramatyczny wpływ na organizację tkanek.
Przedstawiona tutaj technika obrazowania przyżyciowego pozwala na bezpośrednią wizualizację interakcji komórka rakowa-zrąb w guzach żywych, znieczulonych myszy podczas leczenia lekami przeciwnowotworowymi. Używamy mikroskopii konfokalnej z wirującym dyskiem, która ma stosunkowo ograniczoną głębokość penetracji (patrz 17), ale nasze techniki chirurgiczne i znakowania mogą być stosowane z innymi rodzajami mikroskopii. Filmy uzyskane z tych eksperymentów mogą być wykorzystane do śledzenia procesów, które obejmują zmiany intensywności fluorescencji (np. z powodu infiltracji znakowanej populacji lub indukcji śmierci komórki), ruchliwości komórek, dystrybucji zastrzyków (np. w celu śledzenia przecieku naczyniowego) i kolokalizacji sygnałów fluorescencyjnych5,12,17,20.
Rutynowo obrazujemy myszy przez ponad 6 godzin, a także wykonujemy obrazowanie przez ponad 18 godzin. Wymaga to ciągłego utrzymywania myszy w znieczuleniu przez tak długi czas. Przy odpowiednim znieczuleniu ponad 90% naszych zwierząt przeżywa 6 godzin, a około 80% przeżywa ponad 18 godzin. Szczegóły dotyczące sposobu wykonywania długotrwałego znieczulenia zostały opublikowane wcześniej19. Z naszego doświadczenia wynika, że pięć czynników ma kluczowe znaczenie: unikanie hipotermii, unikanie odwodnienia, utrzymywanie fizjologicznego poziomu nasycenia krwi tlenem, stosowanie wilgotnego gazu nośnego dla izofluranu oraz utrzymywanie zwierząt na najniższym poziomie znieczulenia, przy którym nie wykazują oznak bólu. Aby utrzymać temperaturę ciała, trzymamy myszy pod podgrzewanym kocem (w temperaturze 38 °C). Aby uniknąć odwodnienia, wstrzykujemy małe objętości soli fizjologicznej przez cały czas trwania procedury obrazowania. Aby utrzymać fizjologiczny poziom nasycenia krwi tlenem, zaczynamy od 21% tlenu w gazie nośnym (zamiast powszechnie stosowanych 100%). Pozwala nam to zwiększyć poziom wdychanego tlenu, jeśli mysz - po kilku godzinach eksperymentu - wykaże spadek nasycenia krwi tlenem. Z naszego doświadczenia wynika, że zwiększenie poziomu wdychanego tlenu w tym czasie (np. do 30-40%) prawie zawsze ustabilizuje zwierzę, pozwalając na wielogodzinne dodatkowe obrazowanie. Optymalny poziom znieczulenia dla większości myszy osiąga się przy użyciu 1-1,5% izofluranu i skutkuje częstością oddechów 60-65/min i częstością tętna 400-450/min. W naszych eksperymentach obrazowych wykorzystujemy przede wszystkim transgeniczne modele myszy (MMTV-PyMT i C3[1]-Tag), w których guzy są wieloogniskowe, co pozwala na obrazowanie wielu zmian na różnych etapach progresji guza równolegle w wielu pozycjach x,y podczas jednej sesji obrazowania. Zmniejsza to obawy dotyczące zmienności między myszą a myszą w odniesieniu do eksperymentów mających na celu identyfikację odpowiedzi terapeutycznych zależnych od etapu i zmniejsza liczbę zwierząt potrzebnych do obrazowania.
Model MMTV-PyMT (i inne spontaniczne modele raka) przechodzą przez postępujące stadia histopatologiczne, które można rozpoznać podczas obrazowania przyżyciowego, chociaż patologiczne stadium zmian nowotworowych, które można wykonać podczas obrazowania przyżyciowego, jest inne i mniej szczegółowe niż w przypadku odcinków histologicznych5,17. W przeciwieństwie do tego, modele transplantacyjne mają tendencję do najlepszego odzwierciedlania guzów w późnym stadium, ponieważ komórki rakowe są zwykle izolowane z zaawansowanych guzów. Takie modele są zatem bardziej podatne na badanie interakcji guz-zrąb w późnych stadiach nowotworów niż różnic w tych interakcjach między różnymi stadiami.
Pokazujemy przykłady, jak obrazować zmiany strukturalne jądra, które zachodzą po śmierci komórki wywołanej terapią. W przypadku braku leczenia przeciwnowotworowego, ta strategia znakowania może być zamiast tego wykorzystana do obrazowania podziału komórek in situ, wyjaśniając na przykład, w jaki sposób mikrośrodowisko wpływa na proliferację i spoczynek komórek. W przyszłości znakowanie fluorescencyjne składników mitochondrialnych może umożliwić obrazowanie zmian mitochondrialnych, które zachodzą podczas apoptotycznej śmierci komórki.
W tym protokole pokazaliśmy również przykłady, jak obrazować interakcje komórka rakowa - komórka odpornościowa po terapii, ale inne elementy mikrośrodowiskowe mogą być również wizualizowane i obrazowane. Istniejące transgeniczne linie reporterowe dla składników zrębu obejmują te dla fibroblastów (np. FSP1-EGFP17, αSMA-RFP21, COL1A1-EGFP21) lub komórek układu krwionośnego (np. Tie2-GFP22; VEGF-GFP23).
Obrazowanie przyżyciowe pozwala na wizualizację w czasie rzeczywistym interakcji i procesów zachodzących in vivo po podaniu chemioterapii. Dzięki obecnie dostępnej technologii poczyniliśmy znaczne postępy w zrozumieniu, w jaki sposób komórki szpikowe wpływają na odpowiedź terapeutyczną; Jednak ze względu na to, że mikrośrodowisko guza jest tak złożone, nadal potrzebne są znaczne postępy, aby zacząć mechanicznie zagłębiać się w procesy leżące u podstaw oporności na leki za pośrednictwem środowiska. Jednym z najważniejszych postępów, które są nadal wymagane, jest identyfikacja lepszych markerów dla określonych populacji komórek. Znaczenie lepszych markerów jest dobrze zilustrowane przez dwa z najważniejszych składników komórek zrębu mikrośrodowiska guza piersi, fibroblasty i komórki odpornościowe. α-Aktyna mięśni gładkich (αSMA) jest często używana do identyfikacji fibroblastów, ale białko to jest również wyrażane przez komórki mięśni gładkich naczyń krwionośnych i komórki mioepitelialne24. Tak więc, chociaż istnieją myszy reporterowe αSMA-GFP, określenie konkretnego typu komórki, która jest śledzona podczas eksperymentu obrazowania przyżyciowego, jest trudne. Podobnie, pojedynczy marker fluorescencyjny, taki jak EGFP, wyrażony pod wpływem promotora c-fms, często identyfikuje wiele subpopulacji komórek odpornościowych12,17. Tak więc, chociaż idealnie byłoby użyć pojedynczego markera do identyfikacji określonego typu komórki, złożoność podstawowej biologii stanowi poważne wyzwanie przy stosowaniu tego podejścia.
Jednym z częściowych rozwiązań tego problemu jest użycie etykiet do wstrzykiwań w celu dalszego różnicowania subpopulacji komórek wykazujących ekspresję tego samego reportera fluorescencyjnego. Na przykład fluorescencyjne dekstrans są wychwytywane przez makrofagi i mogą być używane do znakowania subpopulacji makrofagów, które są znakowane przez transgeniczne myszy reporterowe c-fms-EGFP i Fsp1-EGFP17. Przeciwciała sprzężone z sondami fluorescencyjnymi zostały również wykorzystane do identyfikacji określonych subpopulacji (np. populacji komórek szpikowych Gr1-dodatnich znakowanych przez reporter c-fms-EGFP17).
W przeciwieństwie do krzywych odpowiedzi guza generowanych przez pomiar suwmiarkowy, które dostarczają niewiele mechanistycznych informacji o tym, jak i dlaczego guzy reagują na podane serie terapeutyczne lub histologiczne pochodzące z tkanek pobranych w różnych punktach czasowych, które wymagają dużych kohort zwierząt, nasza technika dostarcza bezpośrednich, wymiernych informacji na temat dynamiki śmierci komórek i interakcji komórek zrębu z komórkami rakowymi w małych kohortach. W związku z tym zaletą stosowania opisanej tutaj procedury jest to, że dostarcza ona dynamicznych informacji na temat odpowiedzi leków w kontekście nienaruszonego mikrośrodowiska guza w czasie rzeczywistym. Takie informacje mogą prowadzić do ważnych spostrzeżeń na temat procesów leżących u podstaw reakcji terapeutycznych5.

Guzy lite składają się z dwóch głównych przedziałów: komórek rakowych i składników zrębu (zarówno komórkowych, jak i niekomórkowych), które pomagają w utrzymaniu odpowiedniego środowiska do wzrostu guza1. Te składniki zrębu odgrywają kluczową rolę w rozwoju, progresji i przerzutach wielu rodzajów nowotworów, w tym raka piersi2-5. Środowisko zrębu wpływa również na odpowiedzi terapeutyczne2,4,5. W związku z tym określenie, w jaki sposób komórki nowotworowe reagują na konwencjonalne i nowatorskie terapie w kontekście nienaruszonego mikrośrodowiska, jest ważne dla pogłębienia naszego zrozumienia biologii nowotworów i ulepszenia obecnych strategii terapeutycznych. Co więcej, określenie, w jaki sposób interakcje komórka rakowa - zrąb zmienia się po zastosowaniu terapii, ma kluczowe znaczenie dla zrozumienia biologii nawrotu nowotworu.
Organotypowe systemy kohodowli były przydatne do badania interakcji guz-zrąb6, ale oczywiste jest, że obecnie dostępne metody nie są w stanie skutecznie odtworzyć nienaruszonego mikrośrodowiska guza in vitro, w szczególności w odniesieniu do funkcji naczyń krwionośnych i rekrutacji komórek odpornościowych. Rzeczywiście, odpowiedzi komórek nowotworowych na terapie obserwowane in vitro często znacznie różnią się od tych obserwowanych in vivo, gdzie mikrośrodowisko jest nienaruszone5. W związku z tym modele in vivo do badania interakcji między guzem a zrębem i ich wpływu na odpowiedź terapeutyczną mogą lepiej odzwierciedlać klinicznie istotne mechanizmy7.
Podstawowym sposobem badania reakcji na terapię przeciwnowotworową in vivo były pomiary wielkości guza i ocena histologiczna tkanek pochodzących od leczonych zwierząt lub pacjentów. Jednak postępy w mikroskopii i reporterach fluorescencyjnych w ciągu ostatnich dwóch dekad umożliwiły wizualizację procesów między- i wewnątrzkomórkowych w wysokiej rozdzielczości u żywych, znieczulonych zwierząt (obrazowanie przyżyciowe)8. Te technologie mikroskopii przyżyciowej okazały się szczególnie cenne dla przestrzennego i czasowego analizowania dynamiki in vivo interakcji guz-zrąb w rozdzielczości komórkowej i subkomórkowej8,9.
Procesy, które zostały rozwikłane przez obrazowanie przyżyciowe, obejmują cytotoksyczność przeciwnowotworowych limfocytów T10,11, interakcje między limfocytami T a komórkami szpikowymi12, dynamikę zmian w składzie i organizacji kolagenu po leczeniu terapeutycznym13, wewnątrznaczynienie i przerzuty komórek rakowych zależnych od makrofagów14 oraz przepuszczalność naczyń15.
Istnieją trzy główne wymagania dotyczące obrazowania przyżyciowego. Obejmują one odpowiednie przygotowanie i naświetlanie tkanek do obrazowania, znakowanie fluorescencyjne składników tkanek będących przedmiotem zainteresowania oraz sparowany system mikroskopowo-kamerowy zdolny do pozyskiwania obrazów16. Najczęstsze strategie stosowane w celu spełnienia tych wymagań obejmują: 1) preparaty heterotopowe (np. inokulacja ucha lub oczodołu), stałe okna obrazowania lub preparaty zewnętrzne (np. grzbietowy płat skóry); 2) transgeniczne reportery fluorescencyjne i fluorescencyjne środki do wstrzykiwań do znakowania składników tkankowych; oraz 3) systemy mikroskopii wielofotonowej lub konfokalnej w połączeniu z lampami fotopowielającymi lub kamerami CCD (Charge-coupled Device), odpowiednio:9. Używamy chirurgicznie przygotowanego modelu płata skóry do odsłonięcia pachwinowego gruczołu sutkowego do obrazowania u znieczulonych zwierząt, które wykazują ekspresję transgenów kodujących reportery fluorescencyjne. Obrazy są uzyskiwane w okresie od 12 do 40 godzin za pomocą kamery ze wzmocnionym przetwornikiem CCD (ICCD) w połączeniu z systemem czterolaserowego mikroskopu konfokalnego z wirującym dyskiem17. Obrazowanie w ten sposób pozwoliło nam zbadać takie procesy, jak dystrybucja leków in vivo, zależne od etapu odpowiedzi na chemioterapię, rodzaj śmierci komórek wywołanej chemioterapią i zachowanie komórek szpikowych5.
Udostępniamy protokół do przyżyciowego obrazowania odpowiedzi komórek nowotworowych na terapię przeciwnowotworową i interakcje guz-zrąb w mysich modelach raka piersi. Protokół ten może być używany do śledzenia zachowań i śmierci zarówno komórek rakowych, jak i składników zrębu za pomocą szerokiej gamy transgenicznych i wstrzykiwanych znaczników fluorescencyjnych zarówno w modelach transgenicznych, jak i transplantacyjnych przez okres do 40 godzin podczas jednej sesji obrazowania.

<table><tbody><tr><td colspan="4">Reagent</td></tr><tr><td>MMTV-PyMT myszy</td><td>Jackson Laboratory</td><td>2374</td><td></td></tr><tr><td>C3(1)-Tag myszy</td><td>Jackson Laboratory</td><td>13591</td><td></td></tr><tr><td>myszy ACTB-ECFP</td> Jackson <td>Laboratory</td><td>3773</td><td></td></tr><tr><td>myszy ACTB-H2B-EGFP</td><td>Jackson Laboratory</td><td>5418</td><td></td></tr><tr><td>1 x PBS</td><td>Made in-house</td><td></td><td></td></tr><tr>2 MD Dextran, <td>Invitrogen</td><td>D-7137</td> <td>sprzężony z fluoresceiną</td><td>Rozpuszcza się w dH2O (4 mg/ml, przechowywać w temperaturze -20 &deg; C); rozcieńczyć do 1 mg/ml w 1 x PBS</td></tr><tr><td>10 kD Dextran, Alexa Fluor 647-sprzężony</td><td>Invitrogen</td><td>D-22914</td><td>Rozpuścić w dH2O (4 mg/ml, przechowywać w temperaturze -20 &deg; C); rozcieńczyć do 1 mg/ml w 1 x PBS</td></tr><tr><td>Chlorowodorek doksorubicyny</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>44583</td><td>Rozpuścić w dH2O i przechowywać w temperaturze 4 &deg; C; rozcieńczyć w 1 x PBS</td></tr><tr><td>Isothesia (Isoflurane)</td><td>Butler Animal Health Supply</td><td>029450</td><td>250 ml</td></tr><tr><td>Jodek Propidium</td><td>Invitrogen</td><td>P3566</td><td>1 mg / ml; rozcieńczyć 1:15 w 1 x PBS</td></tr><tr><td>Tlen</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr> <tr><td>azotowy</td><td></td><td></td><td></td></tr><td colspan="4"><silny>Sprzęt</mocny></td></tr><tr><td>18G x 1&frac12; " igła stożkowa regularna</td><td>BD</td><td>305196</td><td></td></tr><tr><td>&mu; Kierownik</td><td>Vale Lab, UCSF</td><td><a href="http://www.micro-manager.org" target="_blank">www.micro-manager.org</a>Oprogramowanie</td> <td>typu open source</td></tr><tr><td>Wacik nasączony alkoholem</td><td>BD</td><td>326895</td><td>Waciki z 70% alkoholu izopropylowego</td></tr><tr><td>System anestezjologiczny</td><td>Produkty do obrazowania molekularnego, Co.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Szkło nakrywkowe</td><td>Corning</td><td>2940-245</td><td>nr 1&#189;, 24x50 mm; dezynfekować chusteczkami 70% izopropanolu</td></tr><tr><td>Ciekawostki gąbki z gazy (sterylne)</td><td>Kendall</td><td>6939</td><td></td></tr><tr><td>Szkiełka mikroskopowe</td><td>Corning</td><td>2948-75x25</td><td>Wstępnie oczyszczone; jeśli nie zostały wstępnie oczyszczone, zdezynfekuj chusteczkami z 70% izopropanolu</td></tr><tr><td>Utwardzone drobne nożyczki</td><td>Narzędzia do nauki o jakości</td><td>14090-11</td><td>2 pary; stal nierdzewna, ostre-ostre końcówki, końcówka prosta, krawędź tnąca 26 mm, długość 11 cm</td></tr><tr><td>Podgrzewany koc</td><td>Gaymar Industries</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sterylizator gorących koralików</td><td>Fine Science Tools</td><td>18000-45</td><td>Włącz około 30 minut przed użyciem; sterylizować narzędzia w > 200 stopni Celsjusza; C przez 30 sekund</td></tr><tr><td>Imaris</td><td>Bitplane</td><td><a href="http://www.bitplane.com" target="_blank">www.bitplane.com</a></td><td></td></tr><tr><td>Krazy Glue</td><td>Elmer&#8217; s Produkty</td><td>KG484</td><td></td></tr><tr><td>Taśma laboratoryjna ( &frac12; ")</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>Taśma laboratoryjna (1")</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pokrywka do styropianowej chłodnicy</td><td></td><td></td> transportowej <td>Będzie to używane jako platforma chirurgiczna</td></tr><tr>Mikro<td>kleszcze preparacyjne</td><td>Roboz</td><td>RS-5153</td><td>1x2 zęby, lekka krzywizna, 0,8 mm szerokość końcówki, długość 4"</td></tr><tr><td>Mikro kleszcze preparacyjne</td><td>Roboz</td><td>RS-5135</td><td>Ząbkowane, lekka krzywa, końcówka 0,8 mm Szerokość; Mikroskop o długości</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td> 4" <td>Konfokal z wirującym dyskiem, stolik piezoelektryczny XYZ, zdolność epifluourescencji17,25</td></tr><tr><td>Wkładka stolika mikroskopu</td><td>Stosowane oprzyrządowanie</td><td></td> naukowe <td>Wykonane na zamówienie, z dwoma okrągłymi portami obrazowania</td></tr><tr><td>Pulsoksymetr MouseOx, oprogramowanie i czujniki</td><td>STARR Nauki przyrodnicze</td><td><a href="http://www.starrlifesciences.com" target="_blank">www.starrlifesciences.com</a></td><td></td></tr><tr><td>Nasączki laboratoryjne Nalgene Super Versi-Dry</td><td>Thermo Scientific</td><td>74218-00</td><td>Pocięte na ćwiartki do wyłożenia platformy chirurgicznej</td></tr><tr><td>Nebulizator</td><td>Salter Labs</td><td>8901</td><td>Służy do nawilżania gazów; zapobiega podrażnieniom tkanek płuc</td></tr><tr><td>Jednorazowa strzykawka tuberkulinowa z końcówką wsuwaną (1 ml)</td><td>BD</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>Zestaw do infuzji ze skrzydełkami Surflo</td><td>Terumo</td><td>SV-23BLK</td><td>23G x &#190; " ultra cienka igła, rurka 12"</td></tr><tr><td>Betadine Spray</td><td>Purdue Pharma</td><td>BASP3H</td><td></td></tr></tbody></table>

obrazowanie na żywo odpowiedzi na leki w mikrośrodowisku guza w mysich modelach raka piersi

Live Imaging of Drug Responses in the Tumor Microenvironment in Mouse Models of Breast Cancer

Mikrośrodowisko guza odgrywa kluczową rolę w inicjacji guza, progresji, przerzutach i odpowiedzi na terapie przeciwnowotworowe. Trójwymiarowe systemy kohodowli są często wykorzystywane do wyjaśniania interakcji między guzem a zrębem, w tym ich roli w reakcjach na leki. Jednak wiele interakcji zachodzących in vivo w nienaruszonym mikrośrodowisku nie może być w pełni odtworzonych w tych warunkach in vitro. W związku z tym bezpośrednia wizualizacja tych procesów w czasie rzeczywistym stała się ważnym narzędziem w zrozumieniu reakcji guza na terapie i identyfikacji interakcji między komórkami rakowymi a zrębem, które mogą wpływać na te reakcje. W tym miejscu przedstawiamy metodę wykorzystania mikroskopii konfokalnej z wirującym dyskiem żywych, znieczulonych myszy do bezpośredniej obserwacji dystrybucji leków, odpowiedzi komórek rakowych i zmian w interakcjach guz-zrąb po podaniu terapii systemowej w modelach raka piersi. Opisujemy procedury znakowania różnych składników guza, leczenie zwierząt w celu obserwacji odpowiedzi terapeutycznych oraz procedurę chirurgiczną polegającą na naświetlaniu tkanek nowotworowych do obrazowania do 40 godzin. Wyniki uzyskane za pomocą tego protokołu to filmy poklatkowe, w których takie procesy jak infiltracja leków, śmierć komórek rakowych i migracja komórek zrębu mogą być oceniane za pomocą oprogramowania do analizy obrazu.

Opisujemy metodę obrazowania odpowiedzi na leczenie przeciwnowotworowe in vivo i w rozdzielczości pojedynczej komórki.

Obrazowanie na żywo odpowiedzi na leki w mikrośrodowisku guza w mysich modelach raka piersi

The tumor microenvironment plays a pivotal role in tumor initiation, progression, metastasis, and the response to anti-cancer therapies. Three-dimensional ...

Ogólnym celem tej procedury jest śledzenie w czasie rzeczywistym penetracji leku i odpowiedzi terapeutycznej na podanie leku terapeutycznego. Osiąga się to poprzez najpierw potraktowanie zwierzęcia lekiem. Następnie pachwinowy gruczoł sutkowy zawierający guz jest odsłaniany poprzez utworzenie płata skórnego.Następnie mysz jest przenoszona do etapu mikroskopowego i mierzy się nasycenie krwi tlenem oraz częstość tętna i wprowadza się linię do podawania płynów i leków lub barwników. Na koniec pozyskiwane są zdjęcia poklatkowe do późniejszych analiz. Ostatecznie można uzyskać wyniki, które pokazują zmiany w śmierci komórki lub interakcjach zrębu guza w odpowiedzi na lek za pomocą mikroskopii konfokalnej na żywo z wirującym dyskiem guzów sutka myszy.Metoda ta może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania w dziedzinie mikrośrodowiska guza, takie jak to, w jaki sposób różne składniki zrębu guza wpływają na odpowiedź na terapię. Zanim zaczniesz, zapoznaj się z pisemnym protokołem, aby zapoznać się z typowymi harmonogramami podawania leków i obrazowania. Włącz sterylizator z gorącymi kulkami i pozwól mu osiągnąć co najmniej 200 stopni Celsjusza.Po umyciu narzędzi chirurgicznych w wodzie z mydłem, w tym kleszczy z zębami, pary ząbkowanych kleszczy i dwóch par nożyczek, użyj sterylizatora z gorącymi kulkami, aby sterylizować je przez co najmniej 30 sekund. To pozwól im. Chłodny. Umieść nasącz laboratoryjny na styropianowej pokrywie, która będzie służyć jako platforma chirurgiczna.Użyj taśmy laboratoryjnej, aby przymocować stożek nosowy z linią do systemu znieczulenia do namaczacza laboratoryjnego i pewną igłę o rozmiarze 18 na półtora cala przez taśmę do styropianowej pokrywy po obu stronach stożka nosowego, aby utrzymać stożek nosowy na miejscu. Odłóż na bok sterylną gazę Betadine. Dwa chusteczki z 70% izopropanolu to szkiełko mikroskopowe, super klej i cztery kawałki taśmy laboratoryjnej o szerokości pół cala.Po znieczuleniu zwierzęcia w komorze indukcyjnej, gdy oddycha głęboko i powoli przenosi mysz na platformę chirurgiczną, stroną brzuszną skierowaną do góry. Aby uniknąć wysokiego ciśnienia, należy otworzyć linię anestezjologiczną do platformy chirurgicznej, a następnie zamknąć linię anestezjologiczną do komory indukcyjnej. Zmniejsz stężenie izofluranu z 4% do 2,5%Sprawdź, czy głębokość znieczulenia jest wystarczająca do operacji, wykonując szczypanie opuszki stopy.Jeśli zwierzę nie zareaguje, użyj czterech kawałków taśmy laboratoryjnej, aby przymocować jego kończyny do platformy chirurgicznej i użyj elektrycznej maszynki do golenia, aby usunąć włosy z powierzchni brzusznej. Użyj chusteczek z 70% izopropanolem, a następnie Betadine nałożonej na sterylną gazę, aby zdezynfekować brzuszną powierzchnię zwierzęcia za pomocą nożyczek i kleszczy z zębami. Wykonaj podskórne brzuszne nacięcie linii środkowej od około trzech milimetrów powyżej cewki moczowej do wyrostka mieczykowatego.Uważaj, aby nie przekłuwać ani nie przecinać otrzewnej nożyczkami i ząbkowanymi kleszczami. Delikatnie oderwano skórę od jamy otrzewnej z pachwinowym gruczołem sutkowym zawierającym guz, który ma być zobrazowany, nadal przyczepiony. Umieść szkiełko mikroskopowe na płatku skóry tak, aby większość guza leżała płasko po umieszczeniu myszy na scenie i aby nie była zasłonięta przez tylne kończyny.Po prawidłowym ustawieniu szkiełka mikroskopu użyj super kleju, aby przymocować szkiełko do zewnętrznej powierzchni skóry. Usuń taśmę laboratoryjną zabezpieczającą kończyny zwierzęcia. Otwórz linię anestezjologiczną do etapu mikroskopu, a następnie zamknij linię anestezjologiczną do platformy chirurgicznej.Szybko przenieś zwierzę na scenę mikroskopu Po przeniesieniu zwierzęcia ustaw i zabezpiecz linię anestezjologiczną i stożek nosowy, aby upewnić się, że mysz pozostaje znieczulona i znajduje się w wygodnej pozycji. Zmniejsz stężenie izofluranu do 1,5%Wystaw guz tak, aby znajdował się na górze i pośrodku jednego z pokrytych szkłem portów obrazowania na stoliku mikroskopu. Wprowadzić linię dootrzewnową na stałe z zestawem do infuzji ze skrzydełkami dołączonym do jednomililitrowej strzykawki zawierającej sterylny PBS sól fizjologiczną lub sól fizjologiczną z jodkiem propidyny.Po wprowadzeniu linii dootrzewnowej wstrzyknąć zwierzęciu 100 mikrolitrów soli fizjologicznej z jodkiem propidyny i kontynuować wstrzykiwanie 50 mikrolitrów soli fizjologicznej z jodkiem propidyny co godzinę, aż do zakończenia sesji obrazowania. Za pomocą okularów sprawdź, czy guz jest prawidłowo ustawiony i delikatnie przyklejony taśmą do szkiełka mikroskopowego i linii dootrzewnowej. Szkiełko powinno być zabezpieczone na tyle luźno, aby nie utrudniać przepływu krwi do tkanki.Przyklejenie taśmy do szkiełka mikroskopu pomaga zminimalizować artefakty obrazowania wprowadzane przez oddychanie zwierzęcia w celu uzyskania obrazów poklatkowych. Skorzystaj z oprogramowania micromanager o otwartym kodzie źródłowym, skompiluj i przeanalizuj surowe dane za pomocą IRIS lub innego oprogramowania do analizy obrazu. Fluorescencyjnie sprzężone nici DExT mogą być używane jako marker zastępczy do dostarczania leków do tkanek.Pokazano tutaj przybycie fitzy sprzężonego dekstranu dwumegadaltonowego dożylnie wstrzykniętego myszu eksprymującego niebieskie białko fluorescencyjne w komórkach raka piersi. Po przybyciu leku do guza, wynaczynienie i dyfuzja mogą być obrazowane w celu określenia wewnątrznaczyniowego okresu półtrwania i dystrybucji leku. Tutaj pokazano wynaczynienie i dystrybucję 10-kilodaltonowego dekstranu LOR wstrzykniętego dożylnie myszowi wykazującemu ekspresję niebieskiego białka fluorescencyjnego w komórkach raka piersi i zielonego białka fluorescencyjnego w komórkach szpikowych.Obrazowanie może dostarczyć informacji na temat rodzaju śmierci komórkowej, której podlegają komórki nowotworowe. W tym przypadku strukturalne zmiany jądrowe wskazujące na nekrozę lub apoptozę obserwuje się u myszy wyrażającej zielone białko fluorescencyjne sprzężone z jego dwoma b. Po leczeniu doksorubicyną, śmierć komórek nowotworowych wywołana chemioterapią często prowadzi do reaktywnej rekrutacji komórek odpornościowych do guzów.Oto przykład tej zrębu odpowiedzi na ostre leczenie doksorubicyną u myszy wykazującej ekspresję niebieskich i zielonych białek fluorescencyjnych odpowiednio w raku piersi i komórkach szpikowych. Oprócz wizualizacji ogólnej odpowiedzi zrębu na chemioterapię, można tu również zobrazować specjalistyczne odpowiedzi zrębowe. Fagocytoza martwiczego materiału komórkowego przez sąsiednią komórkę jest pokazana po opanowaniu.Technikę tę można wykonać w ciągu 30 do 60 minut, a zwierzęta można obrazować przez 12 do 40 godzin, jeśli jest wykonywana prawidłowo.

live-imaging-drug-responses-tumor-microenvironment-mouse-models

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Obrazowanie na żywo reakcji na leki w mikrośrodowisku nowotworowym w mysich modelach raka piersi

Ortotopowe modele zwierzęce raka jajnika lepiej odwzorowują przebieg choroby u ludzi, a tym samym zwiększają naszą wiedzę na temat progresji nowotworu i odpowiedzi guza na terapię. W modelu mysim wykonuje się wstrzyknięcie do wnętrza woreczka otrzewnej komórek nowotworu jajnika wykazujących ekspresję lucyferazy. Leczenie podaje się poprzez zgłębnik żołądkowy. Wzrost guza monitoruje się za pomocą systemu obrazowania in vivo.

Obrazowanie in vivo i leczenie terapeutyczne w ortotopowym modelu raka jajnika u myszy

Eksperymentalny model przerzutów do kości u myszy został ustanowiony po dokardialnym podaniu komórek guza piersi wykazujących ekspresję lucyferazy. Rozwój guza oraz powstałe zmiany osteolityczne monitorowano podłużnie za pomocą obrazowania bioluminescencyjnego oraz mikro-CT.

Monitorowanie przerzutów nowotworowych i zmian osteolitycznych za pomocą obrazowania bioluminescencyjnego i mikro-tomografii komputerowej

Obrazowanie bioluminescencyjne aktywności czynnika indukowanego hipoksją-1α jest stosowane do monitorowania rozwoju hipoksji guza wewnątrzczaszkowego w mysim modelu przerzutów raka piersi do mózgu.

In vivo obrazowanie bioluminescencyjne dynamiki niedotlenienia guza w przerzutach raka piersi do mózgu w modelu mysim

Opracowaliśmy trójwymiarowe modele kokultury do obrazowania żywych komórek w czasie rzeczywistym, aby badać oddziaływania między komórkami guza piersi a innymi komórkami ich mikrośrodowiska, które wpływają na progresję w kierunku fenotypu inwazyjnego. Modele te mogą służyć jako przesiewy przedkliniczne dla leków ukierunkowanych na indukowane parakrynnie szlaki proteolityczne, szlaki chemokin/cytokin oraz kinaz zaangażowane w inwazyjność.

Modele MAME do obrazowania 4D żywych komórek w celu badania oddziaływań guza z mikrośrodowiskiem wpływających na progresję złośliwą

Źródło:Marina Arantes Radicchi1, Victor Carlos Mello1,Victória Paz Machado1, Márcia Cristina Oliveira da Rocha1, Jaqueline Vaz de Oliveira1, Luana Cristina Camargo1,2, Luís Alexandre Muehlmann1, Ricardo Bentes Azevedo1, Sônia Nair Bao1, João Paulo Figueiró Longo11Instytut Nauk Biologicznych, Uniwersytet w Brasílii, 2Zakład Podstawowych Procesów Psychologicznych, Instytut Psychologii, Uniwersytet w BrasíliiTen film przedstawia procedurę śledzenia progresji guza in vivo poprzez wstrzyknięcie...

Obrazowanie bioluminescencyjne progresji guza piersi w modelu mysim płci żeńskiej

Opisany jest ortotopowy model pierwotnego guza raka piersi i chirurgiczne usunięcie pierwotnego guza w celu przedłużenia życia myszy w celu wytworzenia spontanicznych przerzutów. Wzrost i progresja guza są monitorowane i oznaczane ilościowo za pomocą obrazowania fluorescencyjnego lucyferazy.

Ortotopowy mysi model spontanicznych przerzutów raka piersi

Ten protokół opisuje użycie mikroskopii wielofotonowej do wykonywania rozszerzonego obrazowania poklatkowego interakcji wielokomórkowych w czasie rzeczywistym, in vivo w rozdzielczości pojedynczej komórki.

Rozszerzone poklatkowe obrazowanie przyżyciowe dynamiki wielokomórkowej w czasie rzeczywistym w mikrośrodowisku guza

Ta praca wstępnie ustawia zaawansowany protokół do dokładnej oceny obciążenia guza poprzez detekcję zielonego białka fluorescencyjnego i sygnałów bioluminescencji, a także integrację ilościowej techniki wykrywania molekularnego.

Badanie potrójnie ujemnego raka piersi przy użyciu ortotopowego modelu raka piersi

Tutaj opisujemy nieinwazyjną metodę monitorowania obejmującą lucyferazy i ekspresję białka zielonej fluorescencji w różnych liniach komórkowych raka piersi. Protokół ten zapewnia technikę monitorowania powstawania guza i kolonizacji przerzutów w czasie rzeczywistym u myszy.

Monitorowanie wzrostu raka piersi i tworzenia kolonii przerzutowych u myszy za pomocą bioluminescencji

Manuskrypt opisuje metodologię ustalania oraz monitorowania wzrostu podłużnego spontanicznych przerzutów do płuc z ortotopowo wstrzykiwanych guzów piersi, które mogą być interwencyjne na wszystkich etapach kaskady przerzutowej.

In vivo (in vivo) Obrazowanie w celu pomiaru spontanicznych przerzutów do płuc komórek guza piersi wstrzykniętych ortotopowo

Tutaj opisujemy protokół dostarczania in vivo magnetycznych nanocząstek tlenku żelaza przenoszących oligomery RNA do przerzutowego raka piersi w modelach zwierzęcych, zapewniając klinicznie realne podejście do terapeutycznego wyciszania onkogennych kwasów nukleinowych.

Monitorowanie akumulacji nanoleków w przerzutach mysiego raka piersi

Poznaj metodę obrazowania odpowiedzi na leki w mikrośrodowisku guza w modelach mysich raka piersi. Technika ta umożliwia śledzenie penetracji leku i reakcji terapeutycznej w czasie rzeczywistym.

Obrazowanie na żywo odpowiedzi na leki w mikrośrodowisku guza w mysich modelach raka piersi

Przeglądaj więcej filmów