Name: Zapis elektrofizjologiczny przodomózgowia u larw danio pręgowanego (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-01-24T12:00:00.000+00:00
Duration: 6 min
Description: Poznaj metodę zapisu potencjałów polowych z przodomózgowia larw Danio rerio. Technika umożliwia monitorowanie aktywności napadowej in vivo w modelu genetycznym i farmakologicznym padaczki.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autor chciałby podziękować Peterowi Castro i Matthew Dindayowi za ich wczesne wysiłki na rzecz stworzenia danio pręgowanego w laboratorium. Praca ta została sfinansowana z grantu National Institutes of Health EUREKA (#R01NS079214-01).

1. Produkcja i zbiór jaj
<ol>
	<li>Hodowla danio pręgowanego odbywa się zgodnie ze standardowymi procedurami opisanymi wcześniej8. Krótko mówiąc, dorosłe danio pręgowane umieszcza się w zbiornikach hodowlanych z przegrodami. Kiedy następnego ranka zapalą się światła w pomieszczeniu, przegrody są usuwane ze zbiorników hodowlanych, a ryby mają około 20 do 60 minut niezakłóconego czasu godowego.</li>
	<li>Jaja ze zbiorników hodowlanych zbiera się na sitku i spłukuje wodą z jaj. Jaja są następnie przenoszone na szalkę Petriego z wodą jajeczną. Niezapłodnione jaja i zanieczyszczenia usuwa się za pomocą pipety transferowej.</li>
	<li>Umieścić szalkę Petriego zawierającą zebrane jaja w inkubatorze (28-32 °C). Po wykluciu się z jaj, około dwa dni po zapłodnieniu (dpf), usuń kosmówkę i wszelkie inne zanieczyszczenia za pomocą pipety transferowej.</li>
	<li>W wybranym dniu po zapłodnieniu (od 3 do 8 dpf) należy zdjąć szalkę Petriego zawierającą swobodnie pływające larwy i umieścić na stole laboratoryjnym w temperaturze pokojowej.</li>
</ol>
2. Pobieranie i przygotowanie mikroelektrod
<ol>
	<li>Za pomocą ściągacza do mikropipet przeciągnij kapilarnę ze szkła borokrzemianowego o średnicy zewnętrznej 1,2 mm do dwóch igieł i przechowuj na szalce Petriego o średnicy 150 mm lub pustym pudełku na pipety, kładąc je na głupich rampach szpachlowych. Igły można wyciągnąć z wyprzedzeniem. Można zastosować różne szklane kapilary o średnicy zewnętrznej w zależności od typu dostępnego stopnia głównego wzmacniacza.</li>
	<li>Ponownie napełnić mikroelektrodę zewnątrzkomórkowym roztworem rejestrującym (2 M NaCl) za pomocą strzykawki o pojemności 1 ml z dołączonym filtrem strzykawkowym Nalgene (4 mm) i dołączonym filamentem Microfil (Warner Precision Instruments). Potrząsać lub postukać bolusem w kierunku końcówki igły, aż pozostanie niewiele pęcherzyków lub nie pozostanie ich wcale.</li>
</ol>
3. Unieruchomienie w agarze
<ol>
	<li>Przygotuj świeży roztwór 1,2% agaru o niskiej temperaturze topnienia w wodzie jajecznej. Umieścić roztwór agaru w łaźni wodnej o temperaturze ~37 °C.</li>
	<li>Przygotuj szkiełko nakrywkowe z komorą nagrywającą i umieść w zamrażarce (5-10 min). Komora zapisu powinna być zgodna z tą używaną na stanowisku do elektrofizjologii. Korzystamy z niskoprofilowej otwartej komory obrazowania w kąpieli diamentowej firmy Warner Instruments (model RC-26GLP).</li>
	<li>Za pomocą pipety Pasteura lub pipety transferowej umieść jedną larwę danio pręgowanego w małej kropelce wody z jaj na czystej płytce Petriego. Do tej kropli dodać kroplę roztworu zawierającego środek znieczulający (0,02% tricainy) i środek paraliżujący (1 mg/ml α-bungarotoksyny).</li>
	<li>Monitoruj danio pręgowanego pod kątem utraty ruchu (5 do 10 min).</li>
	<li>Wyjmij szkiełko nakrywkowe/komorę zapisu z zamrażarki. Umieść komorę na stoliku mikroskopu stereoskopowego. Za pomocą pipety transferowej wymieszać kilka ml 1,2% agarozy o niskiej temperaturze topnienia z kropelką i roztworem transferowym (z rybą) do szkiełka nakrywkowego/komory rejestrującej.</li>
	<li>Za pomocą końcówki pipety lub cienkiej, igły umieść larwy pod mikroskopem stereoskopowym tak, aby grzbietowa strona ryby była wystawiona na powierzchnię żelu agarozowego. Pozostaw agarozę do stwardnienia (5-10 min), a następnie za pomocą płaskiej szpatułki przenieś blok agaru do komory rejestracyjnej ustawionej na stanowisku do elektrofizjologii.</li>
</ol>
3. Rejestracja pola zewnątrzkomórkowego
<ol>
	<li>Dodać 2-5 ml nośnika do zapisu danio pręgowanego do komory zapisu. Jeśli konieczna jest zmiana leku, należy umieścić w komorze perfuzyjnej z roztworem rejestrującym o stężeniu około 1 ml/min. Nie jest konieczne natlenianie roztworu rejestrującego.</li>
	<li>Włóż mikroelektrodę (o średnicy końcówki około 1 μm, 2-7 MΩ) do wzmacniacza amplifier zamontowany na trójwymiarowym mikromanipulatorze. Sprawdź, czy mikromanipulator znajduje się we właściwej pozycji, aby umożliwić pewien zakres ruchu i regulacji. Umieść końcówkę mikroelektrody w płaszczyźnie view mikroskopu, wysoko od stolika i używając zgrubnej regulacji niżej do punktu tuż powyżej i nieco przed głową danio pręgowanego.</li>
	<li>Gdy wzmacniacz jest w trybie "cęgów prądowych", wyzeruj elektrodę.</li>
	<li>Korzystając z regulacji zgrubnej, opuść końcówkę elektrody tak, aby dotykała tylko powierzchni danio pręgowanego, nieco przed przodomózgowiem.</li>
	<li>Za pomocą precyzyjnych kroków regulacji przesuwaj końcówkę elektrody, aż przebije skórę danio pręgowanego. Pozostaw do ustabilizowania się, a następnie przesuń elektrodę o kilka mikronów do przodomózgowia.</li>
	<li>Rejestruj aktywność elektryczną w trybie cęgów prądowych za pomocą oprogramowania Axoscope. Dane są pozyskiwane z częstotliwością próbkowania 10 kHz.</li>
</ol>

<ol><li>Clark, K. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stressing+zebrafish+for+behavioral+genetics%5BTitle%5D)+AND+%22Reviews+in+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Stressing zebrafish for behavioral genetics.</a> Reviews in Neuroscience. 22 (1), 49(2011).</li>
<li>Rinkwitz, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zebrafish%3A+an+integrative+system+for+neurogenomics+and+neurosciences%5BTitle%5D)+AND+%22Progress+in+Neurobiology%22%5BJournal%5D)">Zebrafish: an integrative system for neurogenomics and neurosciences.</a> Progress in Neurobiology. 93 (2), 231(2011).</li>
<li>Penberthy, W. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+zebrafish+as+a+model+for+human+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Bioscience%22%5BJournal%5D)">The zebrafish as a model for human disease.</a> Frontiers in Bioscience. 7, d1439(2002).</li>
<li>Letamendia, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+and+validation+of+an+automated+high-throughput+system+for+zebrafish+in+vivo+screenings%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Development and validation of an automated high-throughput system for zebrafish in vivo screenings.</a> PLoS One. 7, e36690(2012).</li>
<li>Nasevicius, A., Ekker, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effective+targeted+gene+%27knockdown%27+in+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Genetics%22%5BJournal%5D)">Effective targeted gene 'knockdown' in zebrafish.</a> Nature Genetics. 26 (2), 216(2000).</li>
<li>Haffter, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mutations+affecting+development+of+the+zebrafish+inner+ear+and+lateral+line%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Mutations affecting development of the zebrafish inner ear and lateral line.</a> Development. 123, 1(1996).</li>
<li>Suster, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transgenesis+in+zebrafish+with+the+tol2+transposon+system%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Transgenesis in zebrafish with the tol2 transposon system.</a> Methods Molecular Biology. 561, 41(2009).</li>
<li>Rosen, J. N., Sweeney, M. F., Mably, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microinjection+of+Zebrafish+Embryos+to+Analyze+Gene+Function%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Microinjection of Zebrafish Embryos to Analyze Gene Function.</a> J. Vis. Exp. (25), e1115(2009).</li>
<li>Baraban, S. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pentylenetetrazole+induced+changes+in+zebrafish+behavior%2C+neural+activity+and+c-fos+expression%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Pentylenetetrazole induced changes in zebrafish behavior, neural activity and c-fos expression.</a> Neuroscience. 131 (3), 759(2005).</li>
<li>Baraban, S. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+large-scale+mutagenesis+screen+to+identify+seizure-resistant+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsia%22%5BJournal%5D)">A large-scale mutagenesis screen to identify seizure-resistant zebrafish.</a> Epilepsia. 48 (6), 1151(2007).</li>
<li>Williams, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+radiotelemetry+to+evaluate+electrographic+seizures+in+rats+with+kainate-induced+epilepsy%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">The use of radiotelemetry to evaluate electrographic seizures in rats with kainate-induced epilepsy.</a> Journal of Neuroscience Methods. 155 (1), 39(2006).</li>
<li>Marsh, E. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interictal+EEG+spikes+identify+the+region+of+electrographic+seizure+onset+in+some%2C+but+not+all%2C+pediatric+epilepsy+patients%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsia%22%5BJournal%5D)">Interictal EEG spikes identify the region of electrographic seizure onset in some, but not all, pediatric epilepsy patients.</a> Epilepsia. 51 (4), 592(2010).</li>
<li>Zhu, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+and+application+of+modularly+assembled+zinc-finger+nucleases+in+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Evaluation and application of modularly assembled zinc-finger nucleases in zebrafish.</a> Development. 138 (20), 4555(2011).</li>
</ol>

Nie stwierdzono konfliktu interesów.

Przedstawiona tu metoda zapisu zewnątrzkomórkowego umożliwia bardzo czułą i szybką analizę aktywności mózgu. Zapisy te są analogiczne do monitorowania elektroencefalograficznego (EEG) powszechnie stosowanego do oceny obecności nieprawidłowego wyładowania elektrycznego (tj. napadu) w modelach padaczki u gryzoni11 i pacjentów12. Zapisy zewnątrzkomórkowe można łączyć z manipulacjami farmakologicznymi, jak pokazano tutaj. Tego typu zapisy mogą być również wykorzystane do oceny potencjalnych fen...

<table><tbody><tr><td>Agaroza niskotopliwa</td><td>Fisher-Scientific</td><td>BP1360-100</td><td>Rozpuszczać w pożywkach zarodkowych o stężeniu 1,2%</td></tr><tr><td>Nośniki zapisujące</td><td>Fisher-Scientific</td><td>BP3581, P330-3, BP410-1, BP214-500, D16-1, C77-500</td><td>1 mM NaCl, 2,9 mM KCl, 10 mM HEPES, 1,2 mM MgCl2, 10 mM dekstroza, 2,1 mM CaCl2 pH do około 7,3 z 1 N NaOH</td></tr><tr><td>Tricaine</td><td>Argent Labs</td><td>MS-222</td><td>0,02%</td></tr><tr><td>&alfa;-bungarotoksyna</td><td>Tocris Bioscience</td><td>2133</td><td>1 mg/ml</td></tr><tr><td>Rurka ze szkła kapilarnego</td><td>Warner Instruments</td><td>G120TF-3</td><td>Pociągnij do oporu 2 -7 M&#937;</td></tr><tr><td>Wzmacniacz z zaciskiem krosowym</td><td>Warner Instruments</td><td>PC-505B</td><td>Używamy wzmacniacza Warner w trybie cęgów prądowych; Wzmocnienie ustawione na 2 mV/pA i filtr Bessela ustawione na 2K. Porównywalne modele mogą być używane zgodnie z instrukcjami producenta.</td></tr><tr><td>Filtr/wzmacniacz</td><td>Cygnus Technology</td><td>FLA-01</td><td>Używamy przedwzmacniacza Cygnus; Wzmocnienie ustawione na 10-20; Częstotliwość graniczna ustawiona na 1-2K; Filtr wycinający IN. Porównywalne modele mogą być używane zgodnie z instrukcjami producenta.</td></tr><tr><td>Płytka Axon A/D i oprogramowanie Axoscope</td><td>, Molecular Devices</td><td>, Axon Digidata 1320A; Axoscope 8.2</td><td>Dane są zbierane w Axoscope w trybie akwizycji bez przerw; próbkowanie z częstotliwością 10 KHz. Porównywalne modele i programy mogą być używane zgodnie z instrukcjami producenta.</td></tr><tr><td>Woda jajeczna</td><td>Instant Ocean</td><td></td><td>3 g Sól morska Instant Ocean, 2 ml 0,1% błękitu metylenowego w 10 ml wody dejonizowanej</td></tr></tbody></table>

zapis elektrofizjologiczny przodomózgowia u larw danio pręgowanego

Forebrain Electrophysiological Recording in Larval Zebrafish

Epilepsja dotyka prawie 3 miliony ludzi w Stanach Zjednoczonych i do 50 milionów ludzi na całym świecie. Padaczka, definiowana jako występowanie spontanicznych, niesprowokowanych napadów, może być nabyta w wyniku uszkodzenia mózgu lub mutacji genetycznej. Próby modelowania napadów padaczkowych u zwierząt wykorzystywały przede wszystkim nabyte zniewagi (leki drgawkowe, stymulacja lub uszkodzenie mózgu) oraz manipulacje genetyczne (knockdown antysensowny, rekombinacja homologiczna lub transgeneza) u gryzoni. Danio pręgowany to system modelowykręgowców 1-3, który może stanowić cenną alternatywę dla badań nad padaczką na gryzoniach. Danio pręgowany jest szeroko stosowany w badaniach nad genetyką lub rozwojem kręgowców, wykazuje wysoki stopień podobieństwa genetycznego do ssaków i wyraża homologi dla ~ 85% znanych mutacji padaczki jednogenowej u ludzi. Ze względu na niewielkie rozmiary (4-6 mm długości) larwy danio pręgowanego mogą być utrzymywane w płynnych objętościach już od 100 μl we wczesnym okresie rozwoju i umieszczane w płytkach wielodołkowych. Odczynniki mogą być dodawane bezpośrednio do roztworu, w którym rozwijają się zarodki, co upraszcza podawanie leków i umożliwia szybkie badania przesiewowe in vivo badanych związków4. Syntetyczne oligonukleotydy (morfolinos), mutageneza, nukleaza palca cynkowego i podejścia transgeniczne mogą być stosowane do szybkiego generowania knockdownu lub mutacji genów u danio pręgowanego5-7. Właściwości te dają danio pręgowanemu bezprecedensową przewagę nad gryzoniami w badaniach nad zaburzeniami neurologicznymi, takimi jak padaczka. Ponieważ "złotym standardem" w badaniach nad padaczką jest monitorowanie i analizowanie nieprawidłowych wyładowań elektrycznych, które powstają w centralnej strukturze mózgu (tj. napadów), opisano tutaj metodę efektywnego rejestrowania aktywności mózgu u larw danio pręgowanego. Metoda ta jest adaptacją konwencjonalnych technik rejestracji zewnątrzkomórkowej i pozwala na stabilne, długoterminowe monitorowanie aktywności mózgu u nienaruszonych larw danio pręgowanego. Przykładowe zapisy są pokazane dla ostrych napadów padaczkowych wywołanych przez stosowanie w kąpieli leków przeciwdrgawkowych oraz napadów spontanicznych zarejestrowanych u ryb zmodyfikowanych genetycznie.

Przykłady elektrograficznych wyładowań przypominających napady drgawkowe, zarejestrowane w przedmózgowiu larw zebrafish zatopionych w agarze, przedstawiono na Rysunku 1. Wyładowania w postaci wielopiąstkowych serii o dużej amplitudzie w tych próbkach zostały wywołane poprzez aplikację kąpielową leku konwulsyjnego: 40 mM pilokarpiny (na A; 6 dpf) lub 1 mM piktoksyny (na B; 8 dpf). W tych pomiarach unieruchomione i zatopione w agarze zebrafish są monitorowane w sposób ciągły przez maksymalnie 90 min. Ryby ...

Opisana jest prosta metoda rejestrowania potencjałów pola zewnątrzkomórkowego w przodomózgowiu larwy danio pręgowanego. Metoda ta zapewnia solidny odczyt in vivo aktywności podobnej do napadowej. Technika ta może być stosowana w przypadku genetycznie zmodyfikowanych larw danio pręgowanego będących nosicielami genów związanych z padaczką lub napadów wywołanych podawaniem leków przeciwdrgawkowych.

Zapis elektrofizjologiczny przodomózgowia u larw danio pręgowanego

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked ...

Ogólnym celem tej procedury jest uzyskanie zewnątrzkomórkowych zapisów pola z przodomózgowia nienaruszonej larwy danio pręgowanego. Osiąga się to poprzez unieruchomienie najpierw larwy danio pręgowanego w bloku aros. Następnie mikroelektroda rejestrująca jest umieszczana w przodomózgowiu pod bezpośrednią wizualizacją.Ostatnim krokiem jest zarejestrowanie aktywności elektrycznej przodomózgowia. Ostatecznie wyniki mogą być wykorzystane do monitorowania nieprawidłowej elektrograficznej aktywności napadowej u nienaruszonych larw danio pręgowanego. Po raz pierwszy wpadłem na pomysł tej metody, gdy starałem się wykazać, że napady mogą być wywoływane u larw danio pręgowanego, hodowli danio pręgowanego zgodnie ze standardowymi procedurami opisanymi wcześniej. Krótko.Dorosłe danio pręgowane umieszcza się w zbiornikach hodowlanych z umieszczonymi przegrodami. Kiedy następnego ranka zapalą się światła w pomieszczeniu, przegrody są usuwane, a ryby mają od 20 do 60 minut niezakłóconego czasu godowego. Jaja są następnie zbierane ze zbiorników, przenoszone na szalkę Petriego z wodą z jaj i oczyszczane z zanieczyszczeń za pomocą pipety transferowej, teraz umieszcza jaja w inkubatorze, a za około d

forebrain-electrophysiological-recording-in-larval-zebrafish

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Rejestracja elektrofizjologiczna przedniej części mózgu u larw rybki Danio pręgowanej

Protokół opisuje procedurę wykonywania elektrofizjologii u dorosłych ryb danio pręgowanych. Metodę tę można wykorzystać do pomiaru aktywności neuronalnej in vivo.

Elektrofizjologia dorosłego danio pręgowanego: metoda pomiaru zewnątrzkomórkowej aktywności elektrycznej neuronów in vivo

Ten film demonstruje rejestrację sygnałów elektrycznych z neuronów doprowadzających u sparaliżowanej larwy danio pręgowanego poprzez umieszczenie mikropipety w pobliżu zwoju linii bocznej i utworzenie luźnej uszczelki do przechwytywania sygnału. Roztwór zewnątrzkomórkowy utrzymuje żywotność neuronów podczas tego procesu.

Monitorowanie sygnałów elektrycznych z neuronów aferentnych w unieruchomionej larwie danio pręgowanego

W tym filmie pokażemy, jak rejestrować aktywność elektryczną z zidentyfikowanych pojedynczych neuronów w całym preparacie mózgu, który zachowuje złożone obwody neuronowe. Używamy transgenicznych ryb, u których neurony hormonu uwalniającego gonadotropiny (GnRH) są genetycznie znakowane białkiem fluorescencyjnym w celu identyfikacji w nienaruszonym preparacie mózgu.

Rejestrowanie aktywności elektrycznej ze zidentyfikowanych neuronów w nienaruszonym mózgu ryb transgenicznych

Ten artykuł opisuje, jak dorosły danio pręgowany może zostać unieruchomiony, zaintubowany i wykorzystany do eksperymentów elektrofizjologicznych in vivo, aby umożliwić rejestrację i manipulację aktywnością neuronalną u nienaruszonego zwierzęcia.

Zapis elektrofizjologiczny w mózgu nienaruszonego dorosłego danio pręgowanego

Ten manuskrypt opisuje metody zapisów elektrofizjologicznych z neuronów rdzeniowych zarodków i larw danio pręgowanego. Preparat utrzymuje neurony in situ i często wiąże się z minimalnym rozwarstwieniem. Metody te pozwalają na badanie elektrofizjologiczne różnych neuronów rdzeniowych, od początkowego nabycia pobudliwości elektrycznej do wczesnych stadiów larwalnych.

Przygotowanie rdzenia kręgowego danio pręgowanego in situ do zapisów elektrofizjologicznych z rdzeniowych neuronów czuciowych i ruchowych

Tutaj prezentujemy protokół rozwoju i charakterystyki epilepsji u danio pręgowanego, wynikającej z przejściowego zahamowania genu DEPDC5.

Analiza behawioralna i fizjologiczna w modelu padaczki danio pręgowanego

Tutaj prezentujemy protokół, który upraszcza pomiar odpowiedzi elektroretinogramu wywołanego światłem od larw danio pręgowanego. Nowatorska elektroda w kształcie stożka z końcówką gąbki może pomóc w łatwiejszym do osiągnięcia badaniu rozwoju wzrokowego u larw danio pręgowanego za pomocą elektroretinogramu ERG, zapewniając wiarygodne wyniki i obniżając koszty.

Zapis elektroretinogramu u larw danio pręgowanego przy użyciu nowatorskiej elektrody gąbczastej w kształcie stożka

Tutaj prezentujemy metodę obrazowania embrionalnego mózgu danio pręgowanego in vivo, aż do stadium larwalnego i młodocianego. Ta mikroinwazyjna procedura, zaadaptowana z podejść elektrofizjologicznych, zapewnia dostęp do szczegółów komórkowych i subkomórkowych dojrzałego neuronu i może być połączona z badaniami optogenetycznymi i neurofarmakologicznymi w celu scharakteryzowania funkcji mózgu i interwencji farmakologicznej.

Obrazowanie in vivo w pełni aktywnej tkanki mózgowej u wybudzonych larw i osobników młodocianych danio pręgowanego poprzez usunięcie czaszki i skóry

Prezentowany tutaj jest protokół do obrazowania in vivo całego mózgu larw danio pręgowanego za pomocą trójwymiarowej mikroskopii fluorescencyjnej. Procedura eksperymentalna obejmuje przygotowanie próbki, akwizycję obrazu i wizualizację.

In vivo (in vivo) Obrazowanie całego mózgu larw danio pręgowanego za pomocą trójwymiarowej mikroskopii fluorescencyjnej

Przedstawiamy tutaj protokół przeprowadzania dwufotonowego obrazowania wapnia w grzbietowej części przedniej mózgu dorosłego danio pręgowanego.

Dwufotonowe obrazowanie wapnia aktywności przedmózgu u zachowujących się dorosłych danio

Tutaj prezentujemy szczegółowy protokół badania aktywności neuronalnej w obszarach mózgu transgenicznego danio pręgowanego, które wyrażają wskaźniki wapnia GCaMP za pomocą mikroskopii konfokalnej.

In vivo (in vivo) Konfokalne obrazowanie fluorescencyjne aktywności neuronalnej wywołanej stymulacją sensoryczną u częściowo unieruchomionych larw danio pręgowanego

Poznaj metodę zapisu potencjałów polowych z przodomózgowia larw Danio rerio. Technika umożliwia monitorowanie aktywności napadowej in vivo w modelu genetycznym i farmakologicznym padaczki.

Zapis elektrofizjologiczny przodomózgowia u larw danio pręgowanego

Przeglądaj więcej filmów